4 oktober 2024
Hier beschrijven we een uitgebreide methode voor het meten van mitochondriale oxidatieve fosforylering in verse gepermeabiliseerde skeletspiervezels van menselijke of muizenspieren. Deze methode maakt de real-time kwantificering van de mitochondriale ademhaling en de beoordeling van brandstofvoorkeur en metabole flexibiliteit mogelijk, met behoud van bestaande mitochondriale netwerken en membraanintegriteit.
Ons onderzoek richt zich op de kruising van metabolisme en stressreacties bij stofwisselingsziekten, een belangrijk thema van het NORD-programma van de Washington University. Door synergismen tussen onze NORD-kernen zijn we in staat om complexe vraagstukken op het gebied van voedingsmetabolisme en ziekten aan te pakken door middel van een interdisciplinaire en collaboratieve aanpak. Traditionele mitochondriale ademhalingstesten onderzochten geïsoleerde mitochondriën.
Het isoleren van mitochondriën is tijdrovend en kan de integriteit van het buitenste mitochondriale membraan in gevaar brengen. Bovendien presteren mitochondriën niet alleen, maar maken ze deel uit van een dynamisch netwerk van cellulaire metabole aanpassing. Ons protocol onderhoudt dit netwerk om een fysiologisch relevante beoordeling van de mitochondriale functie te bieden.
Onze focus heeft zich uitgebreid tot het identificeren van regulatoren van metabolisch maatwerk die belangrijk zijn voor gezondheid en ziekte. De belangrijkste vragen die we stellen zijn onder meer: zijn deze regulatoren, zoals site-1-protease, even belangrijk voor verschillende weefseltypes? En wat is hun fysiologische betekenis?
Deze studie presenteert een uitgebreid protocol voor het meten van mitochondriale oxidatieve fosforylering in verse gepermeabiliseerde skeletspiervezels van menselijke of muismodellen. De methode maakt real-time kwantificering mogelijk van mitochondriale ademhaling, brandstofpreferentie en metabole flexibiliteit, terwijl mitochondriale netwerken en membraanintegriteit behouden blijven.
High-resolution respirometry in permeabilized skeletal muscle fibers enables precise, physiologically relevant measurement of mitochondrial oxidative phosphorylation, a critical determinant of cellular energy metabolism. This approach supports early discovery and target validation for metabolic disease portfolios by providing robust, quantitative insights into mitochondrial function and metabolic flexibility. Integrating these measurements enhances predictive confidence at key inflection points in metabolic and muscle health R&D pipelines.
This high-resolution respirometry protocol bridges early discovery, lead identification, and preclinical research by enabling robust mitochondrial function assessment in both human and mouse muscle fibers.