Scheiding en identificatie van conventionele microplastics uit landbouwgronden

Dit protocol beschrijft conventionele bemonstering van microplastics en monsters die uit de bodem worden geanalyseerd. De methode bestaat uit zeven delen. Dit zijn bodembemonstering en -preparatie, dichtheidsflotatie, vertering van onzuiverheden, kleuring, vacuümfiltratie, morfologische observatie en polymeeridentificatie.

Hier presenteren we twee verschillende analytische processen van de laatste twee stappen, die onafhankelijk van elkaar kunnen worden uitgevoerd, afhankelijk van de beschikbaarheid van het instrument. Verzamel een representatief grondmonster met behulp van een vijfpuntsbemonsteringsmethode op een dubbelvormige manier over een stabiel gebied. Gebruik voor het verzamelen een roestvrijstalen grondboor van 30 centimeter.

Verzamel en installeer de monsters in een niet-plastic container, bijvoorbeeld aluminiumfolie. Droog de grond op kamertemperatuur uit de buurt van direct zonlicht, of gebruik een oven op 40 graden Celsius en droog de grond minimaal 24 uur tot hij helemaal droog is. Als er een gronddroger beschikbaar is, gebruik deze dan voor het verwerken van meerdere grondmonsters tegelijk met het filter in de afzonderlijke kamers om het risico op kruisbesmetting te minimaliseren.

Eenmaal droog, maal de grond indien nodig. Gebruik schone, niet-plastic werktuigen. Vermaal en bewaar de droge grond.

Gebruik een metalen zeef van twee tot vijf millimeter. Leg met behulp van een kleine weegschaal met twee dichten een fijne plus of min 0,05 korrel van het grondmonster op plasticvrij weegpapier of aluminiumfolie. Monsters kunnen worden bewaard in plus drie containers, bijvoorbeeld glazen flesjes.

Breng het fijngemalen gedroogde grondmonster over in een schoon glazen bekerglas van 600 milliliter A.Voeg 230 milliliter verzadigde natriumchlorideoplossing toe aan het bekerglas A.Zorg voor een nauwkeurige etikettering van alle opslagcontainers en bekers. Plaats het bekerglas A op een magnetische roerplaat bij een glazen magneetroerder. Roer de oplossing gedurende 30 minuten met 260 omwentelingen per minuut.

Zodra de batterij volledig is gehomogeniseerd, verwijdert u de magnetische roerder uit de oplossing en spoelt u deze af met een verzadigde natriumchlorideoplossing om te voorkomen dat er plastic deeltjes uit de oplossing komen. Plaats het bekerglas op een vlakke ondergrond zonder direct zonlicht en laat het een nacht staan totdat de volledige dichtheid is gescheiden. Zodra de inhoud van beker A volledig is gescheiden, brengt u het bovenstaande voorzichtig over in een nieuw glazen bekerglas B. Spoel de binnenwanden van beker A met een verzadigde natriumchlorideoplossing.

Voeg vier molaire natriumhydroxideoplossing toe aan het monster in bekerglas B om een vast volume van 500 milliliter te bereiken. Roer de oplossing gedurende 30 minuten met 260 omwentelingen per minuut. Verwijder vervolgens de magnetische roerstaaf en plaats het bekerglas op een vlakke ondergrond, uit de buurt van direct zonlicht en laat het een nacht staan.

Zodra de inhoud van bakker B volledig is gescheiden. Breng het bovenstaande over van bekerglas B naar een nieuw bekerglas C. Spoel de binnenwand van het bekerglas b met gedestilleerd water om ervoor te zorgen dat de deeltjes zo goed mogelijk worden overgebracht. Voeg de eerder bereide nieuwe oplossing van rode grootte toe aan bekerglas C om een uiteindelijke concentratie van 0,5 kies te verkrijgen.

Roer de oplossing met een glazen staaf tot deze volledig gehomogeniseerd is. Laat de oplossing vervolgens 30 minuten in het dok incuberen door het bekerglas af te dekken met aluminiumfolie. Stel eerst het vacuümfiltersysteem als volgt in.

Glazen trechter, metalen klem, vacuümfiltratiebasis, verzamelbeker, aansluitslang, vochtvanger en vacuümpomp. Verwijder voorzichtig nieuwe membranen uit de opslagcontainer met een pincet. Plaats het filtermembraan centraal en plat op de bovenkant van de vacuümfiltratiebasis.

Zorg voor een veilige verbinding door de vacuümfiltratiebasis uit te lijnen met een glazen trechter en deze vast te zetten met een metalen klem. Activeer de vacuümfiltratie en giet de vloeistof uit beker C langzaam in de glazen trechter. Spoel beker C meerdere keren met gedestilleerd water om de terugwinning van deeltjes te maximaliseren.

Bedek de glazen trechter met aluminiumfolie om vervuiling te minimaliseren. Spoel de zijkant van de glazen trechter na monsterfiltratie af met gedestilleerd water om ervoor te zorgen dat er minimaal deeltjes verloren gaan. Scheur de vacuümpomp af en haal met het pincet voorzichtig het filtermembraan van de plaat.

En plaats elk membraan in een afzonderlijk glazen petrischaaltje. Voeg de membranen volledig droog toe voordat u de petrischaal sluit en in aluminiumfolie wikkelt. Bewaar het op een droge en donkere plaats tot verdere analyse.

Als de exacte locatie van fluorescerende deeltjes op de membranen vereist is voor latere polymeeridentificatie, bijvoorbeeld met behulp van FTIR, raadpleeg dan de onderstaande stappen. Gebruik een zwarte gelpen om de beginpositie 10 markeringen op het filtermembraan voorzichtig te markeren volgens de T-vorm. Activeer het fluorescentie-instrument als volgt: de gastheer, fluorescentiebronnen, monitor en fluorescentiemicroscoop.

Zet het instrument aan en stel de LED-bronnen in op maximale helderheid. Gebruik het heldere veld, de DF en het fluorescerende licht, de FL-schakelknop om respectievelijk DF- en FL-afbeeldingen te maken. De DP2-BSW-software voor het vastleggen van monsterwaarnemingen, maar alleen de microscoopdefinitie om het scherm scherper te maken.

Maak de heldere veldfoto's onder de BF-positie en draai deze naar de FL-positie en fluorescerend filter om foto's in het dock te maken. Zorg ervoor dat de observatiereeks in het gezichtsveld loopt van één tot 10. Zorg ervoor dat de BF- en FL-foto's in dezelfde positie worden genomen.

Voor polymeeridentificatie met behulp van LDIR, voert u de microscoopstappen uit zoals hieronder. Stel het microscoopsysteem als volgt in. De camera, filters, vergroting en microscoopfase, en de computer.

Wikkel de filtermembraanhouders in met stofvrije tissues. Zet vervolgens de membranen vast in de houder en schuif ze op de microscooptafel. Zorg ervoor dat de camera is aangesloten en dat de vergroting van de microscoop geschikt is voor het monstertype en consistent is voor alle monsters uit dezelfde set.

Om de deeltjes op de opgenomen beelden te kwantificeren, volgt u de stapsgewijze instructies in het manuscript. Als FTIR wordt gebruikt om polymeerdeeltjes te identificeren, raadpleeg dan de onderstaande stappen. Zet de FTIR-spectrometer LUMOS en bijbehorende softwarepost aan, bijvoorbeeld observatie en opname.

Vul bij met vloeibare stikstof om de machine te activeren. Reinig de sonde voordat u elk monster spiegelt. Identificeer de deeltjes voor monitoring door middel van real-time schermopname.

Pas de positie en scherpte aan door de tuimelschakelaar te manipuleren. Breng het bedieningsplatform naar het midden en leg het huidige luchtachtergrondspectrum vast. Meet drie tot vijf vaste punten op het doelfragment en plaats de sonde vervolgens op basis van de locatie van deze vaste punten.

Sla op de resultatenpagina de originele gegevens op. Los het spectrum op en vergelijk het spectrum met een plastisch spectrum in de standaardbibliotheek om de warmtekwaliteitsindex van het monster te bepalen. Als LDIR wordt gebruikt voor de identificatie van polymeerdeeltjes, volgt u de onderstaande stappen.

Plaats het filtermembraan in een nieuwe glazen injectieflacon van 20 milliliter. Voeg 20 milliliter pure ethanol toe. Sluit de injectieflacon goed af en wikkel het deksel in met parafilm om lekkage te voorkomen.

Sonificeer monsters in een ultrasoonbad gedurende minimaal één uur totdat alle deeltjes opnieuw zijn gesuspendeerd. Het membraan kan kleur uitlogen, maar dit zal de polymeeridentificatie niet verstoren. Verwijder het membraan en gooi het weg.

Plaats de glazen injectieflacon met de ethanoloplossing op een magnetische roerinstallatie en voeg een kleine magnetische glasroerder toe aan de injectieflacon. Laat de ethanol verdampen tot minder dan vijf milliliter door de temperatuur in te stellen op 100 graden Celsius en op een lage snelheid te roeren om de deeltjes in suspenis te houden. Om het monster voor te bereiden voor analyse op de LDIR, schudt u de monsters langzaam totdat alle deeltjes homogeen in de oplossing zijn gesuspendeerd en bereidt u snel 10 microliter van het monster op het glaasje en laat u de ethanol verdampen.

Herhaal deze stap nog twee keer om drie replicaten per monster op elke dia te analyseren. De LDIR-dia wordt in het instrument gestoken en de samplenaam wordt ingevoerd in de aangesloten software. Vervolgens start het instrument een automatische scan.

De resulterende analyse biedt gedetailleerde gegevens over de chemische samenstelling van individuele deeltjes, de verdeling van verschillende polymeren in het monster en de deeltjesgrootte. De daaropvolgende gegevensverwerking wordt gedetailleerd beschreven in paragraaf 8 van het protocol, bijvoorbeeld door gebruik te maken van afbeelding J en in het berekeningsgedeelte van het resultaat in het manuscript. Om het herstelbereik van deze methodologie te valideren, werden monsters van drie verschillende vaste matrassen, siliconendioxide, de SD, bentonietklei, de BT en de grond, geanalyseerd in sets van drie replicaten.

Ga ervan uit dat alle microplastic deeltjes een uniforme bol zijn. Dat betekent dat per vijf gram droge, vaste monsters ongeveer 48.740 items bevatten. Op basis van de afbeelding J-software kan de informatie over het aantal deeltjes in een enkel monster worden bekeken, en aan de hand van deze drie formules kan het uiteindelijke terugwinningspercentage van de microplastics worden berekend.

Hier zijn enkele resultaten van dit experiment. Ten eerste is er de terugwinningssnelheid van microplastic uit verschillende vaste matrices. De gemiddelde terugwinningspercentages zijn respectievelijk 84% 83% en 90% van BT, SD en bodem.

De interferentie van het resultaat van het blanco monster en de chemische identificatie zijn geëlimineerd. Gemiddeld werd 86% van de PE-deeltjes met succes teruggewonnen. De bodem is het resultaat van het polymeertype van deze monsters.

Het is aangetoond dat behalve polyethyleen, ook de fenolhars, polyvinylchloride, polyamide en polypropyleen worden gedetecteerd. Dit resultaat kan worden bijgedragen aan een kleine monsterdosis tijdens de overdracht van supernatant, filtratie of onjuiste identificatie. Deze verontreinigingen kunnen afkomstig zijn van de filterapparatuur, laboratoriumapparatuur, atmosferische afzetting of gedestilleerd water.

Er zijn enkele foto's gemaakt met verschillende polymeeridentificatiemethoden. Deze twee foto's zijn gebaseerd op de FTIR-methode en ze zijn genomen in hetzelfde gebied van de membranen op het daglicht en het tl-licht. Deeltjes die transparant lijken in figuur A en groen knipperen in figuur B, worden waarschijnlijk als plastic materiaal beschouwd.

Hier is een typisch geval dat de vergelijking van het spectrum tussen het gedetecteerde deeltje en het standaard spectrumdiagram laat zien. Het PE-deeltjesspectrum kwam overeen met de dichtstbijzijnde bibliotheekspectra met een vergelijkbare kwaliteit van 98%Deze foto is gemaakt met de LDIR-methoden. Het echte patroon en de verdeling zijn te zien in figuur A en enkele gedetailleerde informatie, zoals de chemische samenstelling van individuele deeltjes.

De wedstrijdkwaliteit en de deeltjesgrootte worden weergegeven in figuur B. Microplasticvervuiling in de terrestrische omgeving is een wetenschappelijk onderwerp dat de afgelopen tien jaar steeds meer aandacht heeft gekregen. Alleen het recente bodemsysteem voor het nemen van microplastics is echter gekwantificeerd en de detectiemethode voor microplastic in de bodem is niet gestandaardiseerd. Dit protocol beschreef de methodologie voor bemonstering, scheiding en de chemische identificatie van microplastic deeltjes.

Om het operationele gemak en de wijdverbreide acceptatie te vergroten, is de methode goedkoop en zijn de materialen gemakkelijk verkrijgbaar. Dit protocol toont potentieel als een leidend kader, presenteert een alomvattende aanpak die geschikt is voor verschillende grondsoorten, zorgt voor een nauwkeurige kwantificering en de analyse van microplastic.