7 maart 2025
Dit artikel beschrijft methoden voor subretinale injectie bij ratten, waarbij gebruik wordt gemaakt van intraoperatieve visualisatie om zowel de injectieplaats als het gebied van netvliesloslating te controleren.
Ik onderzoek mechanismen van celdood in netvliesloslatingen en mijn doel is om de traceerbaarheid van in vitro gegevens naar in vivo experimenten te garanderen. In ons team hebben we de betrokkenheid van verschillende celdoodmechanismen tijdens fotoreceptordegeneratie aangetoond. Er zijn veel manieren beschreven om netvliesloslating bij knaagdieren te induceren.
Dit protocol is ontworpen om een antwoord te bieden op twee uitdagingen, reproduceerbaarheid en veiligheid. Het bieden van een reproduceerbaar en veilig protocol bij netvliesloslating zorgt voor efficiëntie bij dit soort onderzoek. Monteer om te beginnen een niet-afgeschuinde 10 millimeter 30-gauge canule metalen punt die op een spuit van 25 microliter is gecementeerd op een micro-injector.
Gebruik voor het induceren van langdurige netvliesloslating 2% hydroxypropylmethylcellulose of 1% tot 5% natriumhyaluronaat. Doe de bereide oplossing in de spuit. Breng vervolgens een druppel 0,5% tropicamide aan op één oog van een verdoofde rat om mydriasis te verkrijgen.
Breng een druppel oxybuprocaïne aan in het te opereren oog. Gebruik een oogheelkundige microscoop die is aangesloten op een voetschakelaar om de operatie uit te voeren. Om de sclera bloot te leggen, verankert u twee ooglidtrekkende hechtingen aan het buitenste kwart van de ooglidrand bij de boven- en onderoogleden.
Trek aan de hechtingen om een zachte uitstulping van het oog te krijgen. Maak met een naald van 30 gauge een scleraal kanaal door het temporale bulbaire bindvlies op ongeveer één tot twee millimeter van de cornea-limbus. Breng traangel aan als lens-ooginterface tijdens de procedure.
Om de netvliesplaat te visualiseren, plaatst u een platte contactlens met een diameter van acht millimeter op het oogoppervlak. Gebruik de voetschakelaar van de microscoop om scherp te stellen op het netvliesvlak. Breng nu de canule verticaal door het voorgevormde sclerale kanaal.
Benader langzaam het netvlies en druk er voorzichtig op totdat het netvlies witter wordt. Behoud de stabiliteit van de punt tijdens het injecteren door de retinotomie die wordt gevormd door de injectiestroom Verwijder na de injectie de punt van de retinotomie. Trek vervolgens voorzichtig de hele canule uit de glasvochtholte en zorg ervoor dat de lens niet wordt aangeraakt.
Zorg ervoor dat de pupilrode reflex wordt veranderd door de netvliesloslating zonder de bloedstroom in de glasholte te observeren. Verwijder de hechtingen van het ooglid en veeg eventuele bloedingen voorzichtig af. Beoordeel kort de intraoculaire druk handmatig.
Breng voor postoperatieve zorg chlooramfenicol retinol oogzalf aan op het geopereerde oog. Dien vervolgens een milliliter 5% glucose-monohydraat intraperitoneaal toe. Injecteer 0,9 milligram per kilogram atipamezol subcutaan.
Breng het dier ten slotte over naar een kamer met temperatuurregeling en houd het in de gaten totdat het wakker wordt. Succesvolle subretinale injectie werd geverifieerd door heldere subretinale vloeistof in optische coherentietomografie en de afwezigheid van subretinale bloeding in fundusfotografie. En een duidelijke netvliesloslating werd waargenomen in beide modaliteiten.
Kleine intravitreale bloedingen werden af en toe waargenomen, voornamelijk in de buurt van de injectieplaats, maar breidden zich niet uit tot in de subretinale ruimte.
Dit artikel beschrijft methoden voor subretinale injectie bij ratten, met behulp van intraoperatieve visualisatie om zowel de injectieplaats als het gebied van retinale loslating te controleren. Het protocol is bedoeld om de reproduceerbaarheid en veiligheid in onderzoek naar retinale loslating te verbeteren.
Intraoperative visualization of subretinal injection and retinal detachment in rats addresses a critical need for reproducible, controlled delivery of therapeutics and disease modeling in ophthalmic drug discovery. This protocol enables precise manipulation and monitoring of retinal detachment, supporting translational continuity from preclinical models to human-relevant workflows. Enhanced reproducibility and safety directly impact the predictive confidence of early-stage retinal therapeutic programs.
This method integrates into the discovery-to-preclinical continuum for retinal disease research, bridging in vitro findings with in vivo validation and supporting lead identification and optimization.