Verbeterde methodologie voor vloeistofafgifte aan de muizenlong: intubatie met behulp van een consumentenotoscoop

[Omroeper] Verbeterde methodologie voor vloeistofafgifte aan de muizenlong. Intubatie met behulp van een otoscoop voor consumenten. Alle dierprocedures en deze inhoud zijn beoordeeld door de Tulane University Department of Comparative Medicine en zijn goedgekeurd volgens Protocol 1810. Vraag IACUC-goedkeuring en raadpleeg het veterinair personeel van uw instelling voordat u verder gaat. De ontwikkeling van nieuwe longtherapieën is afhankelijk van betrouwbare, herhaalbare toediening aan de longen van de muis, maar is van oudsher gebaseerd op intranasale toediening, orofaryngeale aspiratie door volledige tong of chirurgische insnijding. De volgende methode heeft een verminderde variabiliteit in vergelijking met tong vol, waardoor kleinere diercohorten mogelijk zijn. Het is ook veel minder invasief dan cutdown. Procedure, stap één, installatie. De intubatiekit voor knaagdieren werd aanvankelijk geleverd met intubatieveiligheidswiggen. Dit zijn kleine conische hulzen die over een flexibele katheter van 20 gauge en één inch passen. Ze voorkomen dat de katheter de carina beschadigt. Reinig een veiligheidswig met een isopropanol prep pad voordat u deze gebruikt. Schuif de schone veiligheidswig, hier groen, op de 20 gauge flexibele canule. Verzamel de andere benodigde gereedschappen, waaronder een in de handel verkrijgbare otoscoop, mobiele telefoon, muisstandaard met neuskegel, gebogen, fijn gekartelde tang, de endotracheale tube en het glasvezellicht, indien gebruikt. Reinig deze allemaal met een isopropanol prep pad voor gebruik. Neem een flexibele slang van ongeveer 20 centimeter. Buig het in een U-vorm en voeg aan het ene uiteinde een kunstaasvergrendelingsverbinding toe. Zet de U-vorm vast met een kabelbinder. Voeg twee tot 300 microliter steriel gefilterd water of Oost-Indische inkt toe aan de tube. Hierna wordt dit geheel een bellenbuis genoemd. Neem een hechtlus door 13 centimeter zijden hechtdraad met maat nul in een cirkel te binden. Plaats deze lus aan de bovenkant van de muisstandaard en zorg ervoor dat beide zijden van de hechtdraad goed vastzitten. Plaats de muisstandaard op de voet van de metalen loeplamp. Plaats de helpende handen rond de plek waar de mond van de muis zal zijn. Plaats een muis in de inductiekamer. Gebruik zuurstof met een constant debiet van 0,8 liter per minuut en 2% isofluraan. Verdoof de muis voldoende om niet wakker te worden tijdens het plaatsen van de neuskegel. Onderdruk de ademhalingsfrequentie van de muis niet significant. Regelmatige ademhalingen helpen bij het waarderen van de stemplooien. Verbind de otoscoop met de mobiele telefoon en zorg ervoor dat de videofeed stabiel is. Let op, om de blootstelling van de onderzoeker aan isofluoraan tijdens deze procedure te minimaliseren, gebruikt u een chemisch gasmasker als u meerdere intubaties uitvoert of training in deze methode geeft. U kunt de procedure ook in een paar houtsoorten uitvoeren. Stap twee, dierenenscenering. Haal het eerste dier uit de inductiekamer zodra ze slapen. Kras ze af en plaats hun boventanden op de lengte van de hechtdraad. Oefen lichte spanning uit op het dier om de positie van de hechtdraad te behouden terwijl u de muis weer op de standaard legt. Pas de hoek van de hals iets naar achteren aan en plaats de hals in een kleine extensie van vijf tot 15 graden. Duw de neuskegel voorzichtig over de neusgaten. Duw de neuskegel niet stevig naar beneden, omdat dit de hechting kan verstoren waardoor de muis ophangt. Gebruik een grote, fijn gekartelde gebogen tang om de tong zo dicht mogelijk bij de onderlip stevig vast te pakken. Trek het stevig naar beneden en weg van de boventanden en naar de zijkant van de ondertanden. Voorzichtigheid, langdurige tractie, overmatige spanning of het verbrijzelen van de tong kunnen de gezondheid van de dieren in gevaar brengen. Controleer op tekenen van trauma, waaronder blauwe plekken, bloedingen, zwelling of uitdroging van de tong. Als er iets wordt waargenomen, breek dan de procedure af en waarschuw het veterinair personeel. Als u helpende handen gebruikt, ondersteun dan de tang in deze positie. Voer het glasvezellicht in als u het via de flexibele katheter gebruikt met de intubatieveiligheidswig op zijn plaats. Stap drie, visuele waarneming van de stembanden en intubatie. Met de otoscoop in uw niet-dominante hand drukt u lichtjes op de tong. Richt vervolgens de camera en de lichtbron om de stembanden bij de basis van de tong zichtbaar te maken. Vanwege kleine variaties in anatomie en weefselkleur, gebruikt u de beweging die verband houdt met ademen om structurele identificatie te bevestigen. Wanneer men voor het eerst begint, kan het moeilijk zijn om zich te oriënteren in de videofeed. Dit zijn de valse stemplooien. Dit zijn de echte stembanden. Dit is reflectie van het buccale weefsel. Dit is de sonde en het glasvezellicht. Dit is de epiglottis. Dit is het zachte gehemelte. Dit is de rima glottidis, uw doelwit voor intubatie. Dit is de otoscooplip, die de tong indrukt. Dit is de no-go-regio. Met het glasvezellampje aan, indien gebruikt, voedt u de canule naast de otoscoop en maakt u licht contact met de basis van de tong of het lipgedeelte van de otoscoop. Pas ter referentie de naderingshoek voor de katheter aan zodat deze erg ondiep is. Onmiddellijk na het inbrengen van de katheter, minder dan een millimeter voorbij de stemplooien, tilt u de punt van de katheter op zodat deze bijna evenwijdig is aan de bovenkant van de bank. Dit voorkomt dat de epiglottis de katheter dorsaal in de slokdarm dwingt. Let op, er mag bijna geen weerstand zijn bij het optillen van de katheter. Als er weerstand wordt ondervonden, verwijder dan onmiddellijk de katheter en laat de ademhaling weer normaal worden. Als er een bloeding wordt waargenomen, raadpleeg dan het veterinair personeel. Stap vier, bevestiging van de plaatsing van de endotracheale tube. Naast visuele bevestiging dat de buis op de juiste plaats ligt met behulp van de otoscoop, biedt de luchtpijp minder weerstand tijdens het plaatsen dan de slokdarm. De optische insteekdiepte is ongeveer vijf millimeter voorbij de stemplooien. Het licht kan door de hals worden gezien als een secundaire methode om te bevestigen dat de diepte van het inbrengen geschikt is. Let op: de intubatieveiligheidswig moet overmatige diepte in de plaatsing van de endotracheale tube voorkomen. De veiligheidswig voorkomt trauma aan de corina, maar hoeft de vooruitgang niet te voorkomen. Verwijder vervolgens, terwijl u de endotracheale tube op zijn plaats houdt, de glasvezellamp. Bevestig de juiste plaatsing van de katheter met behulp van de bellenbuismethode. Zet de bellenbuis op zijn plaats met behulp van de onderste vergrendeling. Het teugvolume zou onmiddellijk duidelijk moeten zijn. Zo niet, dan is de endotracheale tube misplaatst. Verwijder het snel en laat de normale ademhalingsfrequentie van de muis terugkeren. Stap vijf, intratracheale toediening. Net als de tongtrekmethode voor orofaryngeale toediening, bestaat het risico dat het dier verdrinkt. Bij adolescente en volwassen muizen is 50 microliter over het algemeen een veilige hoeveelheid vloeistof om af te geven en is het voldoende om zich door de longen te verspreiden. Als u een pipet gebruikt voor toediening, pipetteer dan het gewenste volume rechtstreeks in de katheter en laat de muis de oplossing inhaleren. Om diffuse afgifte aan de longen te garanderen, plus de afgeleverde vloeistof in de longen met maximaal 500 microliter lucht. Indien gewenst kunnen meerdere depressies van de pipet worden uitgevoerd zonder het risico te lopen dat de geleverde vloeistof negatief wordt aangezogen. Let op, het gebruik van meer dan het ademvolume, ongeveer 200 microliter, kan nodig zijn bij het spoelen van het entmateriaal met lucht. Het gebruik van 500 microliter brengt echter geen risico op trauma met zich mee, aangezien dit slechts ongeveer de helft van de vitale capaciteit is. Stap zes, beoordeling van de oplevering. Een handheld glasvezellamp kan worden gemaakt van goedkoop en gemakkelijk te verkrijgen componenten. Een commerciële glasvezelassemblage, zoals hier getoond, kan worden gebruikt. Wel volstaat een conisch buisdeksel van 50 ml met daarin een gat geponst met een naald van 20 gauge waar een 0,75 millimeter plastic glasvezelkabel doorheen wordt gevoerd. In deze video werden zowel commerciële als handgemaakte apparaten gebruikt. Representatieve resultaten, intratracheale toediening met behulp van intubatie resulteert in verbeterde toediening en verminderde variabiliteit in vergelijking met orofaryngeale aspiratie door tongtrek. Directe vergelijking van tongtrekkracht en geleide intubatie. Drie verschillende onderzoekers met begraven ervaringsniveaus of gevraagd om onafhankelijk 50 microliter verdunde Oost-Indische inkt orofaryngeaal door tongtrek af te leveren aan 10 tot 12 weken oude C57 BL / 6J-muizen van beide geslachten. Twee onderzoekers leverden ook dezelfde voorraad en hoeveelheid inkt aan de long via intubatie zoals beschreven. De longen werden kort na de bevalling verwijderd en onder 2x vergroting gefotografeerd. Foto's werden beoordeeld op gebied dat gekleurd was door een onafhankelijke geblindeerde onderzoeker met behulp van afbeelding J. Ze ontdekte dat er meer longgebied werd gekleurd als intubatie werd gebruikt. Verder werd de variabiliteit, uitgedrukt als procentuele afwijking van het gemiddelde, verminderd als intratracheale toediening na intubatie werd gebruikt in plaats van tongtrek. Dit station dat wordt gebruikt voor geleide intubatie is voorbereid zoals afgebeeld. Van links naar rechts, pipetten voor toediening, bellenbuis voor bevestiging van de juiste plaatsing van de endotracheale buis, pincet, spatel, pediatrisch neusspeculum, helpende handen, vergrootglas, muisstandaard met neuskegel, glasvezelsonde en anesthesie-inductiekamer. Intubatie levert een grotere afgifte aan de longen op met minder variabiliteit ten opzichte van OP-aspiratie. 10 weken oude vrouwelijke valve C-muizen werden gedoseerd met één maal 10 tot de 11e VG van AIV 6.2 luciferase en zeven dagen later beoordeeld met in vivo bioluminescente beeldvorming. 10 minuten voor de beeldvorming werden ze subcutaan geïnjecteerd met Luciferin. Er worden representatieve beelden getoond van muizen die AV 6.2-luciferase krijgen door OP-aspiratie na tongtrekken of intratracheale installatie door intubatie. Orofaryngeale aspiratie door aan de tong te trekken leidde tot distributie van het signaal in verschillende delen van de bovenste luchtwegen, terwijl intubatie leidde tot een geconcentreerd signaal in de longen. Interessegebieden zijn hetzelfde gebied en de gemiddelde uitstraling binnen het gebied wordt op de afbeelding weergegeven. Kwantificering van luciferase-signalen onthulde een verbeterde toedieningsefficiëntie aan de longen door intubatie en benadrukte verder de verminderde variabiliteit in toediening met behulp van deze methode. Conclusie, zoals te zien is in de vorige figuren, vertoont interpulmonale inoculatie met behulp van de traditionele tongtrekmethode fragmentarische, inconsistente inoculumverdeling en grotere variabiliteit in de hoeveelheid die de longen bereikt. Daarentegen leidde de intubatiemethode tot een meer consistente afgifte aan zowel de rechter- als de linkerlongen en was deze minder variabel. De robuust aangetoonde positieve resultaten van deze intubatiemethode zijn één, reproduceerbare installatie van maximaal 50 microliter in de longen van de muis, twee, diffuse verdeling van ingedruppelde vloeistof door de longen, en drie, verminderde verspreiding van het inoculum buiten de longen. Deze methode is snel, veilig en kan worden opgenomen in laboratoriumprocedures zonder dure apparatuur of tijdrovende training.