Elektrofysiologische methoden om perifere pijnblokkade bij een verdoofde rat te beoordelen

Het doel van ons onderzoek is het ontwikkelen van perifere elektrische en nabij-infrarood zenuwblokkades voor de behandeling van pijn. Technologieën zoals gelijkstroom en hoogfrequente wisselstroomblokken en nabij-infrarood fotobiomodulatie bieden mogelijkheden voor klinische pijnverlichting. Begin met het leggen van de verdoofde rat op rugligging op de operatietafel.

Intubeer de rat in rugligging met behulp van de mantel van een 14 gauge Angiocath intraveneuze katheter en een laryngoscoop met een Miller-formaat 0 of 0,0 mesje. Maak de laterale zijde van de staartader schoon met lauw water, gevolgd door 70% isopropylalcohol. Vervolgens katheteriseer je de laterale caudale staartvader met een 22 gauge intraveneuze katheter.

Injecteer nu ongeveer één milliliter steriele zoutoplossing in de katheteriseerde staartven. Met behulp van polyethyleenbuis verbind je de ingebrachte staartvenkatheter met een spuit met rocuroniumoplossing van twee milligram per milliliter, gemonteerd op een spuitdriver. Voel aan de staartste rib aan de linkerflank van de rat en volg deze dorsaal naar de wervelkolom.

Maak met een scalpel een middenlijninsnijding van ongeveer 60 millimeter lang, gecentreerd op dit punt. Schraap met het scalpel het weefsel van de werveluitsteeksels. Gebruik vervolgens een schaar om de ribben bloot te leggen en de staartste rib te lokaliseren.

Controleer de riblocatie visueel en door aanraking met een stomp dissectie onder een chirurgische microscoop met 3,5 x tot 45 x vergroting. Markeer het T13-stekelproces met een permanente stift. Voer vervolgens een stompe dissectie uit om pockets te creëren aan beide zijden van de T11- en L4-wervels.

Schuif twee verticale palen met basisbevestigingen in de T-track van het stereotaxische platform en lijn ze uit met de T11- en L4-wervels zonder het aan te spannen. Steek de cilindrische schachten van de wervelklemmen in de postklemmen, maar draai ze nog niet vast. Begin met de T11-wervel, houd de wervelkolom vast met een getande tang.

Plaats de kaken van de wervelkolomklemmen aan weerszijden van de wervel op ongeveer 45 graden afstand van de T13-wervel en span de kaken aan. Draai de schacht van de wervelkolomklem in de postklem aan. Vervolgens verhoog je beide postklemmen om de wervelkolom op te tillen, zodat de romp volledig door de wervelklemmen wordt ondersteund.

Vervolgens markeer je de rostrale caudale posities van de T13- en L1-spineuze uitsteeksels door enkele hechtingen in het spieroppervlak te plaatsen, zijwaarts van de wervelkolom. Gebruik een getande pincett, een schaar en een scalpel om de spieren en bindweefsel van het oppervlak van de wervellaminae tussen T12 en L3 te verwijderen. Gebruik onder een chirurgische microscoop Friedman-Pearson rongeurs om de wervellaminae van L2 naar T13 te verwijderen. Begin de laminectomie door de rongeurs dicht bij horizontaal te houden en kleine hapjes te nemen vanuit het caudale deel van L2, waar het overlapt met L3. Verleng de laminectomie rostral om het ruggenmerg op de middenlijn bloot te leggen, waardoor druk op het ruggenmerg wordt voorkomen en regelmatig botfragmenten van de rongeurs worden verwijderd.

Verleng de laminectomie met twee millimeter lateraal aan elke zijde van het ruggenmerg in het midden. Gebruik vervolgens fijne pincetten en veerscharen om de dura mater van het blootliggende ruggenmerg te verwijderen. Kleur de dura mater in voordat je incisies maakt.

Laat na de eerste snede een kleine hoeveelheid hersenvocht naar buiten stromen en week het voorzichtig met een gedraaid stuk pluisvrij weefsel. Verwijder daarna het resterende deel van de dura mater. Bedek de blootgestelde laminectomieplaats met een stuk weefsel dat met zoutoplossing is bevochtigd totdat de elektrofysiologiesessie begint.

Voor het stimuleren van de ischiaszenuw wordt de zenuw blootgesteld en een op maat gemaakte bipolaire platina JC-achtige elektrode eromheen geplaatst met blootgestelde contacten van één bij drie millimeter. Plaats vervolgens het zenuwblokapparaat naast de blootgestelde zenuw. Voor stimulatie van de planter plaats je twee 13 millimeter roestvrijstalen naaldelektroden, één in de vijfde vinger en de andere buiten de vierde vinger dicht bij het oppervlak van de achterpoot.

Voor opnames van neuronen met een breed dynamisch bereik stimuleer je ofwel het planteroppervlak van de achterpoot of direct de ischiaszenuw met behulp van een zenuwmanchetelektrode. Voor lokale veldpotentiaalregistraties moet stimulatie direct op de ischiaszenuw worden toegepast om diffuse signalen te vermijden. Om de elektrofysiologische signalen op te nemen, steek je 21 gauge 1,5 inch hypodermische naalden in de spier aan elke kant van de wervelkolom, parallel aan de wervelkolom.

Digitaliseer de elektrofysiologische signalen continu en toon ze in realtime. Voor lokale veldpotentiaalopnames plaats je de elektrodearray die in de rostrale caudale richting is gepositioneerd, waarbij de rostrale elektrode op het niveau van de hechting wordt geplaatst en het T13-spineuze proces zo dicht mogelijk bij de middenlijn markeert zonder het middellijnbloedvat te beschadigen. Pas de stimulatieparameters aan terwijl je de opgenomen signalen monitort.

Voor het perifere zenuwblok gebruik je een koolstofgescheiden interface-zenuwelektrode om 0,1 tot vijf milliampère cathartische gelijkstroom toe te passen op de ischiaszenuw proximaal van de zijkant van de stimulerende manchet als aanwezig. Blokkade werd geïnduceerd in zowel A- als C-vezels met ongeveer dezelfde snelheid als aangetoond door de vermindering van het lokale veldpotentiaalsignaaloppervlak tijdens de gelijkstroomtoepassing. Het herstel van het blok verschilde per vezeltype. Het herstel was snel voor C-vezels en traag voor A-vezels.

C-vezels met langere latentie duurden langer om te blokkeren, maar herstelden eerder dan C-vezels met kortere latentie. Met deze techniek kunnen we de snelheid van de inductie van de blokkade beoordelen en het herstel van de zenuwen naar normale geleiding achteraf. In vergelijking met de gedragsbeoordelingen maken onze elektrofysiologische technieken het mogelijk om de effecten van een zenuwblokkade op de verschillende klassen zenuwvezels nauwkeuriger te kwantificeren.

Ons toekomstige onderzoek zal zich richten op het selectieve blok van pijn, terwijl de blokkade van de axonen die betrokken zijn bij bewegingscontrole wordt geminimaliseerd.