Het testen van de Fysiologische Belemmeringen voor virale transmissie in Bladluizen Met behulp van micro-injectie
14 mei 2008
Bladluizen zijn effectief zenders van plantenvirussen. Bladluis micro-injectie van het virus, de procedure zullen wij tonen u vandaag, is een techniek waarmee onderzoekers van het virus te injecteren direct in de hemocoel van de bladluis, het omzeilen van de darm, een van de twee grootste barrières voor overdracht van het virus in een circulative manier. Dezelfde techniek wordt ook gebruikt om dsRNA injecteren RNAi.
Als ze effectieve overbrengers zijn van plantenvirussen, als het gaat om micro-injectie van een virus, is de procedure die we u vandaag zullen laten zien een techniek die onderzoekers in staat stelt om virus direct in de hemocell van de AFib te injecteren, waarbij de darm wordt omzeild, een van de twee belangrijkste barrières voor virusoverdracht op een circulatieve manier. Hallo, ik ben Cecilia Tamrin Dehi post doc in de afdeling plantpathologie aan de Cornell University. Vandaag ga ik u laten zien hoe u virus in de AFI hemocell virus kunt injecteren dat vervolgens kan worden overgedragen naar verschillende plantsoorten.
Deze FE-plant is bijvoorbeeld geïnfecteerd met PLRV aardappelbladrolvirus. U kunt het verschil zien tussen een gezonde en een geïnfecteerde plant. Het meest opvallende symptoom is de taven sclerose.
PLRV is een luthiervirus dat wordt gedragen door APHIS in hun hemolymf, het insectequivalent van zoogdierbloed. Wanneer een niet-geïnfecteerde AFI zich voedt met een geïnfecteerde plant, contracteert deze het virus via de plantenvloeistof, die u hier kunt zien. Eenmaal ingenomen, moet het virus van de darm van het insect naar de hemolymf passeren en vervolgens de speekselklier passeren om terug te worden overgedragen naar de ESE-plant.
En als het veel virussen kan zijn bij het voeden op een ESE-plant, zal echter slechts een kleiner deel door de darm en speekselklier gaan. De twee belangrijkste barrières voor overdracht om meer planten te infecteren om te testen. Als een AFI niet in staat is om een virus te vectoren, voeden we de afis twee dagen lang met geïnfecteerd weefsel, waarna we hem vijf dagen lang een gezonde plant laten voeden.
De plant wordt vervolgens gefumigeerd en na drie weken gaan we op zoek naar symptomen. Wanneer we een AFib vinden die geen virus kan vectoren, kunnen we beoordelen welke van de twee barrières de virusoverdracht stopt met behulp van de micro-injectieprocedure, die ik u vandaag ga laten zien. Bij deze procedure wordt het virus direct in de hemocell geïnjecteerd, recht daar, waarbij de darmbarrière voor overdracht wordt omzeild.
Dus laten we beginnen en ik ga u laten zien hoe u micro-injectie van een apex uitvoert. Dus dit is het glas, de glazen naalden die we gebruiken. We trekken glazen naalden uit dit glazen schild met behulp van APU apu.
Dus dit is de micro-injector. Om de micro-injectie van een virus uit te voeren. Ik ga beginnen met het inbrengen van de naald in de naaldhouder.
Dus ik plaats de naald en ik zet hem op zijn plaats. Dus nu ga ik het virus in de naald laden tot aan de bovenkant van de helm. Nu moeten we de AFI voor micro-injectie positioneren.
Dus ik ga een AFI nemen met de pijndruk en ik ga hem in de AFI-houder plaatsen. Ideaal gesproken ga ik proberen de achterkant van de bladluis tegen de houder te plaatsen, zodat ik toegang heb tot het buikgedeelte van de AFib. Oké, geweldig.
Nu kunnen we doorgaan met micro-injecteren. Oké, nu ga ik de naald positioneren en ik ga hem dichter bij de AFib brengen. Dus nu ga ik de naald in contact brengen met de AFib en om het exoskelet te doorboren, is het het beste om te proberen te doorboren tussen de segmenten aan de basis van de poten.
Dus ik ga injecteren. Nu neem ik de AFI met de borstel en ik plaats hem in het herstelpapiër waar ik hem even laat rusten. Dus we moeten ook micro-injecteren controle-afi.
Deze controlemicro-injectie wordt alleen gedaan met de buffer zonder het virus. De buffer die we gebruiken is 0,1 mol fosfaatbuffer pH zeven. Dus ik ga de A fit plaatsen in een gezonde plant waar ik hem vijf dagen laat passen, daarna ga ik de plant laten verwelken en wachten op de ontwikkeling van symptomen na micro-injectie van de lagere gestrande NA gedurende een week per dag, het expressieniveau van het doelgen wordt gemeten in de afi.
Dus we hebben net een afit geïnjecteerd die het virus niet kon overbrengen. Als na de micro-injectie de AFI in staat is om het virus over te brengen, betekent dit dat deze AFI een darmbarrière heeft die het virus blokkeerde. Als er aan de andere kant geen symptomenontwikkeling is, betekent dit dat deze afit een sterke speekselklerbaarrière heeft.
Dus we hebben net laten zien hoe je virus in de bladluizen micro-injecteert. Dezelfde procedure wordt gebruikt om deze gestrande RNA in de bladluizen te micro-injecteren om RNI eye-interferentie uit te voeren, wat een interessante techniek is om te helpen bij het bestuderen van genfunctie in bladluizen. Dus dat is het voor de micro-injectie.
Ik hoop dat u ervan geniet en dat het nuttig zal zijn voor uw experimenten. Bedankt.
Bekijk het volledige transcript en krijg toegang tot duizenden wetenschappelijke video's
Overzicht
Luchtblollen dienen als effectieve overbrengers van plantenvirussen. Dit artikel demonstreert een micro-injectietechniek die onderzoekers in staat stelt virussen direct in de hemocoel van luchtblollen te injecteren, waarbij de darm, die een belangrijke barrière voor virusoverdracht is, wordt omzeild.
Belangrijke Studiecomponenten
Wetenschapsgebied
- Plantpathologie
- Virologie
- Entomologie
Achtergrond
- Luchtblollen zijn bekende vectoren voor verschillende plantenvirussen.
- Het begrijpen van virusoverdrachtsmechanismen is cruciaal voor de gezondheid van planten.
- Micro-injectietechnieken kunnen onderzoek naar virus-gastheerinteracties verbeteren.
- Directe injectie in de hemocoel omzeilt spijsverteringsbarrières.
Doel van het onderzoek
- Om de micro-injectietechniek voor virusintroductie in luchtblollen te demonstreren.
- Om het onderzoek naar virusoverdracht naar planten te vergemakkelijken.
- Om inzichten te bieden in de effecten van specifieke virussen op de gezondheid van planten.
Gebruikte methoden
- Micro-injectie van virus in de hemocoel van luchtblollen.
- Observatie van virusoverdracht naar gastheerplanten.
- Vergelijking van geïnfecteerde en gezonde planten.
- Documentatie van symptomen geassocieerd met virale infecties.
Belangrijkste resultaten
- Succesvolle injectie van virussen in luchtblollen werd bereikt.
- Geïnfecteerde planten vertoonden opmerkelijke symptomen, zoals taven sclerose.
- De techniek maakt directe studie van viruseffecten op planten mogelijk.
- Toonde het potentieel van luchtblollen om virussen effectief over te dragen.
Conclusies
- De micro-injectietechniek is een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van plantenvirussen.
- Luchtblollen kunnen worden gebruikt om virusoverdrachtsdynamica te modelleren.
- Verder onderzoek kan de implicaties voor gewasgezondheid en -beheer verkennen.
Veelgestelde Vragen
Executive Industry Relevance
Dissecting physiological barriers to viral transmission in aphids using microinjection enables precise target validation of vector competence in agricultural pathogen models. This approach clarifies mechanistic bottlenecks in virus passage, supporting predictive confidence for translational plant pathology and vector biology research. The method informs risk-adjusted decisions for pipeline strategies targeting vector-borne disease mitigation.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables direct interrogation of gut and salivary gland barriers in vector competence studies.
- Supports mechanistic de-risking by isolating physiological checkpoints in virus transmission.
- Facilitates functional validation of candidate targets affecting pathogen passage in insect vectors.
Screening & Assay Development
- Prepares validated insect models for downstream screening of viral transmission-blocking interventions.
- Standardizes microinjection as a reproducible assay for barrier function analysis.
- Generates quantitative outputs on transmission success post-barrier bypass.
Translational & Preclinical Research
- Aligns vector competence models with disease-relevant transmission scenarios in crop protection pipelines.
- Enables continuity from mechanistic discovery to preclinical validation of vector-targeted strategies.
- Supports predictive de-risking for translational research in plant-virus epidemiology.
Pipeline & Workflow Integration
This microinjection method integrates at the interface of early discovery and preclinical validation in vector biology and plant pathology workflows.
- Discovery Biology: Clarifies physiological checkpoints in vector competence, supporting hypothesis-driven target validation.
- Screening: Provides a standardized assay for evaluating barrier function and intervention efficacy.
- Analytics: Delivers quantitative readouts on viral transmission post-microinjection for comparative analysis.
- Translational Research: Bridges mechanistic findings to preclinical models of vector-borne disease transmission.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable platform for dissecting transmission barriers across vector-pathogen systems.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in vector competence and transmission-blocking strategies.
- Operational Value: Standardizes barrier bypass assays for reproducibility and scalability in R&D pipelines.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions for vector-targeted interventions and resource allocation.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of vector-pathogen targets for translational advancement.
Implementation Considerations
- Requires technical expertise in microinjection and insect handling.
- Needs specialized microinjection instrumentation and validated buffer systems.
- Demands cross-team standardization for assay reproducibility and data comparability.
- May require adaptation for different aphid species or vector-pathogen combinations.
- Limited to physiological barrier analysis; does not address downstream ecological or field-level variables.
