Name: Welzijngeoriënteerde handmatige fixatietechniek voor het toedienen van stoffen en het afnemen van bloed bij muizen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-08-25T13:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 45 s
Description: Leer een welzijngeoriënteerde fixatiemethode voor muizen met een applicatietunnel. Deze techniek vermindert stress tijdens injecties en bloedafname en verbetert dierenwelzijn en experimentele betrouwbaarheid.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wij danken het personeel van de dierfaciliteit van de Charité en de functionarissen voor dierenwelzijn, in het bijzonder Dr. André Dülsner, voor hun ondersteuning; Charité 3R voor de financiële steun bij het verspreiden van de applicatietunnel; en alle leden van de Charité 3R Refinement Taskforce voor de nuttige discussies.

Alle procedures die in dit protocol worden beschreven, zijn beoordeeld en goedgekeurd door de bevoegde lokale autoriteit (State Office for Health and Social Affairs of Berlin (LAGeSo); goedkeuringsnummer 2022-077-G) en zijn uitgevoerd in overeenstemming met de ARRIVE 2.0-richtlijnen. Alle materialen die in deze studie zijn gebruikt, staan vermeld in de Tabel met materialen.
1. Intraveneuze toediening
OPMERKING: Deze methode beschrijft een welzijngeoriënteerde benadering van handmatige fixatie voor intraveneuze toediening bij muizen. Intraveneuze injecties mogen uitsluitend worden uitgevoerd door getraind personeel, in overeenstemming met institutionele richtlijnen en vastgestelde veiligheids- en hygiëneprocedures.
<ol>
	<li>Voorbereiding van de dieren 
	WAARSCHUWING: Draag bij het werken met dieren altijd de nodige persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) conform de biosafety- en hygiëne-eisen van de instelling (bijv. jas, handschoenen, muts, masker).
	<ol>
		<li>Plaats de thuiskooi 10–15 min onder een rode lamp om vasodilatatie te bevorderen en de zichtbaarheid van de staartvenen te verbeteren.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Voorbereiding van het werkgebied
	<ol>
		<li>Reinig de applicatietunnel met 70% ethanol. Laat de ethanol gedurende ongeveer 5 min volledig verdampen.</li>
		<li>Plaats een opgerold stuk gewassen en geautoclaveerde voering (snijd een Vetbed Isobed op de gewenste maat) in de tunnel (Figuur 1B).</li>
		<li>Druk met de vingers de voering bij de tunnelingang voorzichtig samen totdat de resterende opening ongeveer de breedte van twee aangrenzende vingers heeft. Druk de voering niet verder samen.</li>
		<li>Positioneer de applicatietunnel op het werkoppervlak en plaats een extra stuk platte voering voor de tunnelingang.</li>
		<li>Bereid de injectiespuit voor, voorzien van een 27G naald en gevuld met de gewenste injectie-oplossing, en plaats deze naast de tunnel. Zorg dat wattenstaafjes en desinfecterende spray direct beschikbaar zijn.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Welzijnsgerichte fixatie in een tunnel
	<ol>
		<li>Verplaats de muis vanuit de thuiskooi met behulp van een handlingsbuis.</li>
		<li>Laat de muis vrijwillig de applicatietunnel betreden door de handlingsbuis direct voor de tunnelopening te positioneren (Figuur 1C). 
		OPMERKING: Sommige muizen stappen eerst op de voering voor de applicatietunnel voordat ze vrijwillig de tunnel binnengaan. Voorkom dat muizen te diep in de tunnel lopen door de basis van de staart voorzichtig vast te houden.</li>
		<li>Eenmaal binnen blijft de muis doorgaans gepositioneerd in de opgerolde voering zonder om te draaien. 
		OPMERKING: Als muizen de tunnel niet betreden, kan de opening te klein zijn; druk de voering bij de tunnelingang dan iets meer samen. Als muizen te klein zijn en de neiging hebben om om te draaien, maak de opgerolde voering dan strakker of voeg een extra laag toe (Figuur 1B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Intraveneuze injectie 
	OPMERKING: De intraveneuze injectie wordt uitgevoerd volgens algemeen aanvaarde conventionele procedures voor injectie in de staartvene.
	<ol>
		<li>Strek de staart voorzichtig door de punt vast te houden en desinfecteer de beoogde injectieplaats. Draai de staart ongeveer 90° om de laterale staartvenen dorsaal te positioneren.</li>
		<li>Begin de injectie aan het distale uiteinde van de staart, zodat er indien nodig extra pogingen op meer proximale plaatsen mogelijk zijn. 
		CRUCIALE STAP: Voer de naald in onder een hoek van ongeveer 15–20° ten opzichte van de staart, waarbij de naald bijna parallel aan de staart wordt gehouden. Voer de naald slechts een klein stukje voorbij de schuine snede (bevel), aangezien de staartvenen oppervlakkig liggen. Een correcte plaatsing van de naald is herkenbaar aan minimale weerstand tijdens de injectie en een zichtbare stroom van de geïnjecteerde oplossing door de vene. Injecteer het gewenste volume met een langzame, gestage snelheid (≤5 mL/kg over 13 s). Oefen na het terugtrekken van de naald zachte druk uit op de injectieplaats met een steriel wattenstaafje om bloeden te voorkomen. 
		WAARSCHUWING: Voer gebruikte naalden/spuiten onmiddellijk af in lekvrije, doorprikbestendige naaldencontainers. Probeer spuiten niet opnieuw af te sluiten met de dop om prikaccidenten te voorkomen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Vrijlating en positieve bekrachtiging
	<ol>
		<li>Plaats de tunnel met de muis terug in de thuiskooi en laat het dier vrijwillig uit de andere zijde van de tunnel komen (Figuur 1C).</li>
		<li>Bied traktaties aan in de thuiskooi ter ondersteuning van de positieve bekrachtiging en habituatie aan de procedure.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reiniging en onderhoud
	<ol>
		<li>Verwijder de binnenvoering uit de applicatietunnel. Reinig de applicatietunnel met 70% ethanol.</li>
		<li>Als de voering schoon blijft, kan deze worden hergebruikt voor volgende experimenten. Als deze gecontamineerd of zichtbaar vervuild is, was en autoclaveer deze dan voor hergebruik. 
		OPMERKING: Gebruik één voering per experimentele groep. Vervang de voering tussen verschillende experimenten, tussen mannelijke en vrouwelijke dieren, en telkens wanneer dat vereist is door institutionele hygiënerichtlijnen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Intraperitoneale toediening
OPMERKING: Deze methode beschrijft een welzijnsgeoriënteerde handmatige fixatietechniek voor intraperitonele toediening bij muizen. Intraperitonele injecties mogen uitsluitend worden uitgevoerd door getraind personeel, in overeenstemming met de institutionele richtlijnen en conform de vastgestelde veiligheids- en hygiëneprocedures. Om een betere toegang tot het injectiegebied te faciliteren, wordt de applicatietunnel gebruikt in combinatie met een schuin platform (wig), waardoor de achterzijde van de muizen omhoog wordt gebracht.
<ol>
	<li>Voorbereiding van het werkgebied
	<ol>
		<li>Reinig de applicatietunnel en het wigstuk met 70% ethanol. Laat de ethanol ongeveer 5 min volledig verdampen.</li>
		<li>Plaats een opgerold stuk gewassen en geautoclaveerde voering (snijd een Vetbed Isobed op de gewenste maat) in de tunnel (Afbeelding 1B).</li>
		<li>Druk de voering bij de tunnelingang voorzichtig met de vingers samen totdat de resterende opening ongeveer de breedte van twee naast elkaar geplaatste vingers heeft. Druk de voering niet verder samen</li>
		<li>Positioneer de applicatietunnel bovenop het wigstuk (Afbeelding 1D) op het werkoppervlak en plaats een extra vlakke voering voor de tunnelingang.</li>
		<li>Bereid de injectiespuit voor, voorzien van een 27G naald en gevuld met de gewenste injectieoplossing, en plaats deze naast de tunnel.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Welzijnsgeoriënteerde fixatie in een tunnel 
	WAARSCHUWING: Draag bij het werken met dieren altijd de nodige persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) volgens de bioveiligheids- en hygiënevoorschriften van de instelling (bijv. jasjes, handschoenen, mutsen, maskers).
	<ol>
		<li>Verplaats de muis vanuit de thuiskooi met behulp van een hanteerbuis. Laat de muis vrijwillig de applicatietunnel betreden door de hanteerbuis direct voor de tunnelopening te plaatsen (Afbeelding 1C). 
		OPMERKING: Sommige muizen stappen bij voorkeur eerst op de voering die voor de applicatietunnel is geplaatst voordat ze vrijwillig de tunnel betreden. Laat de muis in dat geval eerst de tunnel betreden voordat u de tunnel op het wigstuk plaatst.</li>
		<li>Houd, zodra de muis binnen is, de basis van de staart voorzichtig tussen de wijsvinger en duim vast om te voorkomen dat de muis te ver de tunnel in beweegt. De muis blijft doorgaans gepositioneerd in de opgerolde voering zonder zich om te draaien. 
		OPMERKING: Als muizen de tunnel niet betreden, kan de opening te klein zijn; druk de voering bij de tunnelingang dan iets meer samen. Als muizen te klein zijn en de neiging hebben om zich om te draaien, maak de opgerolde voering dan strakker of voeg een extra laag toe (Afbeelding 1B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Intraperitoneale injectie
	<ol>
		<li>Houd de basis van de staart tussen de duim en wijsvinger van één hand vast (Afbeelding 1C). Oefen met de middelvinger van dezelfde hand een lichte druk uit op het sacrale gebied en draai de staart iets omhoog. Dit stabiliseert het dier en zorgt voor een vrije toegang tot de caudale abdominale regio.</li>
		<li>CRUCIALE STAP: Voer de injectie uit door de spuit parallel aan het werkoppervlak te houden en deze in de duidelijk zichtbare caudale abdominale regio in te brengen.</li>
		<li>Laat na de injectie de druk voorzichtig los en laat de staart los. 
		WAARSCHUWING: Voer gebruikte naalden/spuiten onmiddellijk af in lekvrije, doorprikingsbestendige containers voor scherpe voorwerpen. Probeer spuiten niet opnieuw te afdekken om prikincidenten te voorkomen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Vrijlating en positieve bekrachtiging
	<ol>
		<li>Plaats de tunnel met de muis terug in de thuiskooi en laat het dier vrijwillig aan het andere uiteinde van de tunnel naar buiten gaan (Afbeelding 1C).</li>
		<li>Geef traktaties in de thuiskooi ter ondersteuning van positieve bekrachtiging en habituatie aan de procedure.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reiniging en onderhoud
	<ol>
		<li>Verwijder de binnenvoering uit de applicatietunnel. Reinig de applicatietunnel en het wigstuk met 70% ethanol.</li>
		<li>Indien de voering schoon blijft, kan deze worden hergebruikt voor volgende experimenten. Indien gecontamineerd of zichtbaar vervuild, was en autoclaveer deze dan vóór hergebruik. 
		OPMERKING: Gebruik één voering per experimentele groep. Vervang de voering tussen verschillende experimenten, tussen mannelijke en vrouwelijke dieren, en wanneer dit vereist is door de hygiënerichtlijnen van de instelling.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Bloedafname uit de staartvene
OPMERKING: Deze methode beschrijft een welzijnsgeoriënteerde benadering voor handmatige fixatie bij bloedafname uit de staartvene van muizen. Alle procedures moeten worden uitgevoerd door getraind personeel in overeenstemming met institutionele richtlijnen en vastgestelde veiligheids- en hygiëneprotocollen.
<ol>
	<li>Voorbereiding van het werkgebied
	<ol>
		<li>Reinig de applicatietunnel met 70% ethanol. Laat de ethanol gedurende ongeveer 5 min volledig verdampen.</li>
		<li>Plaats een opgerold stuk gewassen en geautoclaveerde voering (snijd een Vetbed Isobed op de vereiste maat) in de tunnel (Afbeelding 1B).</li>
		<li>Druk de voering bij de ingang van de tunnel voorzichtig samen met de vingers, totdat de resterende opening ongeveer de breedte van twee naast elkaar geplaatste vingers heeft. Druk de voering niet verder samen.</li>
		<li>Positioneer de applicatietunnel op het werkoppervlak en plaats een extra plat stuk voering voor de ingang van de tunnel.</li>
		<li>Zorg dat lancetten, microtubes voor bloedafname, wattenstaafjes en desinfectiespray direct beschikbaar zijn.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Welzijnsgerichte fixatie in een tunnel 
	WAARSCHUWING: Draag bij het werken met dieren altijd de nodige persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) volgens de biosafety- en hygiëne-eisen van de instelling (bijv. jasjes, handschoenen, mutsen, maskers).
	<ol>
		<li>Verplaats de muis vanuit de thuiskooi met een hanteertube. Laat de muis vrijwillig de applicatietunnel betreden door de hanteertube direct voor de tunnelopening te positioneren (Afbeelding 1C). 
		OPMERKING: Sommige muizen stappen bij voorkeur eerst op de voering vóór de applicatietunnel voordat ze vrijwillig de tunnel betreden. Voorkom dat muizen te diep de tunnel in lopen door de basis van de staart voorzichtig vast te houden.</li>
		<li>Eenmaal binnen blijft de muis doorgaans gepositioneerd in de opgerolde voering zonder zich om te draaien. 
		OPMERKING: Als muizen de tunnel niet betreden, kan de opening te klein zijn; druk de voering bij de tunnelingang dan iets meer samen. Als muizen te klein zijn en de neiging hebben om zich om te draaien, trek dan de opgerolde voering strakker aan of voeg een extra laag toe (Afbeelding 1B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bloedafname
	<ol>
		<li>Strek de staart voorzichtig uit door de punt vast te houden en desinfecteer de beoogde afnameplaats. Draai de staart ongeveer 90° om de laterale staartvenen dorsaal te positioneren.</li>
		<li>CRUCIALE STAP: Puncteer de laterale vene met een lancet. Verzamel bloeddruppels met een microtube of capillair. 
		WAARSCHUWING: Voer gebruikte lancetten onmiddellijk af in lekbestendige, doorprikingsbestendige naaldencontainers. Probeer lancetten niet opnieuw te voorzien van een dop om prikaccidenten te voorkomen.</li>
		<li>Oefen na de afname lichte druk uit op de punctieplaats met een steriel wattenstaafje om de bloeding te stelpen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Vrijlating en positieve bekrachtiging
	<ol>
		<li>Plaats de tunnel met de muis terug in de thuiskooi en laat het dier vrijwillig aan het andere uiteinde van de tunnel naar buiten gaan (Afbeelding 1C).</li>
		<li>Bied lekkernijen aan in de thuiskooi ter ondersteuning van positieve bekrachtiging en habituatie aan de procedure.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reiniging en onderhoud
	<ol>
		<li>Verwijder de binnenvoering uit de applicatietunnel. Reinig de applicatietunnel met 70% ethanol.</li>
		<li>Als de voering schoon blijft, kan deze worden hergebruikt voor volgende experimenten. Als deze vervuild of zichtbaar vuil is, was en autoclaveer deze dan vóór hergebruik. 
		OPMERKING: Gebruik één voering per experimentele groep. Vervang de voering tussen verschillende experimenten, tussen mannelijke en vrouwelijke dieren, en telkens wanneer dit vereist is door de institutionele hygiënerichtlijnen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Joint Research Center (JRC-ISPRA). Summary report on statistical information on the use of animals for scientific purposes in the Member States of the European Union and Norway in 2023. Luxembourg: Publications Office of the European Union; 2026.</li>
	<li>European Parliament and Council of the European Union. Directive 2010/63/EU of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Off J Eur Union. 2010;L276:33&#8211;79.</li>
	<li>Russell WMS, Burch RL. The principles of humane experimental technique. London: Methuen &#38; Co. Ltd.; 1959.</li>
	<li>Labitt RN, Oxford EM, Davis AK, Butler SD, Daugherity EK. A validated smartphone-based electrocardiogram reveals severe bradyarrhythmias during immobilizing restraint in mice of both sexes and four strains. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2021;60(2):201&#8211;12.</li>
	<li>Baek JM, Kwak SC, Kim JY, Ahn SJ, Jun HY, Yoon KH, et al. Evaluation of a novel technique for intraperitoneal injections in mice. Lab Anim (NY). 2015;44(11):440&#8211;4.</li>
	<li>Turner PV, Pekow C, Vasbinder MA, Brabb T. Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2011;50(5):614&#8211;27.</li>
	<li>Meijer MK, Spruijt BM, van Zutphen LF, Baumans V. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 2006;40(4):382&#8211;91.</li>
	<li>Schlutt A, Riesner K, Kochan M, Mess AK, Jahn D, Lurje I, et al. A novel application tunnel in combination with medical training reduces stress induced by frequent intraperitoneal injections and blood draws in mice. PLoS One. 2026;21(5):e0341404.</li>
	<li>Onuma K, Watanabe M, Sasaki N. The grimace scale: a useful tool for assessing pain in laboratory animals. Exp Anim. 2024;73(3):234&#8211;45.</li>
	<li>Whittaker AL, Liu Y, Barker TH. Methods used and application of the mouse grimace scale in biomedical research 10 years on: a scoping review. Animals (Basel). 2021;11(3).</li>
	<li>Ruat J, Genewsky AJ, Heinz DE, Kaltwasser SF, Canteras NS, Czisch M, et al. Why do mice squeak.&#160;Toward a better understanding of defensive vocalization. iScience. 2022;25(7):104657.</li>
	<li>Ehret G. Schallsignale der Hausmaus (Mus musculus). Behaviour. 1974;52(1-2):38&#8211;56.</li>
	<li>Blanchard RJ, Hebert MA, Ferrari PF, Palanza P, Figueira R, Blanchard DC, et al. Defensive behaviors in wild and laboratory (Swiss) mice: the Mouse Defense Test Battery. Physiol Behav. 1998;65(2):201&#8211;9.</li>
	<li>Kawakami K, Xiao B, Ohno R, Ferdaus MZ, Tongu M, Yamada K, et al. Color preferences of laboratory mice for bedding materials: evaluation using radiotelemetry. Exp Anim. 2012;61(2):109&#8211;17.</li>
	<li>Davies JR, Purawijaya DA, Bartlett JM, Robinson ESJ. Impact of refinements to handling and restraint methods in mice. Animals (Basel). 2022;12(17).</li>
	<li>Leussis MP, Bolivar VJ. Habituation in rodents: a review of behavior, neurobiology, and genetics. Neurosci Biobehav Rev. 2006;30(7):1045&#8211;64.</li>
	<li>Ahlstr&#246;m T. Handling and training mice and rats: low stress procedures. London: National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs); 2023.</li>
	<li>Henderson LJ, Dani B, Serrano EMN, Smulders TV, Roughan JV. Benefits of tunnel handling persist after repeated restraint, injection, and anesthesia. Sci Rep. 2020;10(1):14562.</li>
	<li>Gouveia K, Hurst JL. Improving the practicality of using non-aversive handling methods to reduce background stress and anxiety in laboratory mice. Sci Rep. 2019;9(1):20305.</li>
	<li>Krzyzaniak O, Steiner S, Nilsson FAM, Dietrich M, Kampfen L, Johansen P, et al. Applicability of the micropipette-guided drug administration (MDA) method for assessing reward-related behaviors in mice. Physiol Behav. 2025;299:114967.</li>
	<li>Cinelli P, Rettich A, Seifert B, Burki K, Arras M. Comparative analysis and physiological impact of different tissue biopsy methodologies used for the genotyping of laboratory mice. Lab Anim. 2007;41(2):174&#8211;84.</li>
	<li>Pare WP, Glavin GB. Restraint stress in biomedical research: a review. Neurosci Biobehav Rev. 1986;10(3):339&#8211;70.</li>
	<li>Hurst JL, West RS. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 2010;7(10):825&#8211;6.</li>
	<li>Gouveia K, Hurst JL. Reducing mouse anxiety during handling: effect of experience with handling tunnels. PLoS One. 2013;8(6):e66401.</li>
	<li>Faure A, Pittaras E, Nosjean A, Chabout J, Cressant A, Granon S. Social behaviors and acoustic vocalizations in different strains of mice. Behav Brain Res. 2017;320:383&#8211;90.</li>
	<li>Yamauchi T, Yoshioka T, Yamada D, Hamano T, Ohashi M, Matsumoto M, et al. Cold-restraint stress-induced ultrasonic vocalization as a novel tool to measure anxiety in mice. Biol Pharm Bull. 2022;45(3):268&#8211;75.</li>
	<li>National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research (NC3Rs). Handling and restraint: General principles. London: NC3Rs; https://nc3rs.org.uk/3rs-resources/handling-and-restraint</li>
	<li>Lee EH, Park JY, Kwon HJ, Han PL. Repeated exposure to short-term behavioral stress resolves pre-existing stress-induced depressive-like behavior in mice. Nat Commun. 2021;12(1):6682.</li>
	<li>Mink D, Horvath D, Basler M. Protocol to study social transmission of stress in group-housed mice using restraint stress. STAR Protoc. 2025;6(4):104224.</li>
	<li>Ding JX, Rudak PT, Inoue W, Haeryfar SMM. Physical restraint of mouse models to assess immune responses under stress with or without habituation. STAR Protoc. 2021;2(4):100838.</li>
</ol>

A.S., J.K.U. en L.H. zijn eigenaar van een gebruiksmodel voor de injectietunnel in Duitsland (Registratienummer 20 2024 100 448). Alle overige auteurs verklaren dat er geen belangenverstrengeling is.

Deze fixatietechniek is ontwikkeld voor de toediening van stoffen en bloedafname om een best-practicebenadering voor dierenwelzijn te ondersteunen. Sommige wetenschappelijke gemeenschappen zijn nog steeds terughoudend met het adopteren van verfijnde hanterings- en fixatiemethoden die afwijken van langvastgestelde gestandaardiseerde procedures, vooral wanneer deze extra tijd en inspanning vereisen. Het verminderen van stress bij laboratoriumdieren is echter niet alleen wenselijk vanuit het perspectief van dierenwelzijn, maar draagt ook aanzienlijk bij aan het experimentele succes door de variabiliteit van gegevens te verminderen, stress-geïnduceerde fysiologische veranderingen te minimaliseren en het aantal mislukte pogingen en uitval van dieren te verlagen. Dit protocol presenteert een eenvoudig te implementeren methode die het dierenwelzijn aanzienlijk verbetert, terwijl het nog steeds een veilige fixatie en handenvrije toegang biedt voor veilige applicatie- en afnameprocedures.
Een kritische stap in het protocol is het waarborgen van een succesvolle toegang tot en een stabiele positionering binnen de applicatietunnel. Voor vrijwillige toegang worden twee mogelijke benaderingen aanbevolen: ofwel directe toegang vanuit de overdrachtsbuis naar de tunnel, of het eerst plaatsen van de muizen vanuit de overdrachtsbuis op de vooraf geplaatste zachte voering, van waaruit zij de tunnel kunnen betreden. De optimale benadering hangt af van het gedrag van de dieren, en beide methoden moeten worden geëvalueerd. De voorkeur gaat uit naar de variant waarbij de muizen het snelst en met de minste aarzeling de tunnel betreden. Indien muizen aarzelen om de tunnel te betreden, moeten verschillende factoren in overweging worden genomen: (1) de ingang kan te nauw zijn, in welk geval de voering licht kan worden samengedrukt om de opening te vergroten; (2) geursignalen van de binnenvoering kunnen de acceptatie beïnvloeden, daarom moeten voeringen bij voorkeur de bekende kooigeur behouden, terwijl scheiding tussen experimentele groepen, kooien en geslachten gewaarborgd moet worden en vervuild materiaal vervangen moet worden om verstorende geuren te voorkomen; (3) het is aangetoond dat muizen zich veiliger voelen op oppervlakken met kleuren die lijken op hun vachtkleur14, daarom kan het gunstig zijn om de kleur van de voering af te stemmen op de vacht van de dieren; en (4) het positioneren van de tunnelopening richting de kooiwand kan de toegang stimuleren omdat de muizen de thuiskooi en kooigenoten nog steeds kunnen zien. Een potentiële beperking van de applicatietunnel is dat deze afhankelijk is van de vrijwillige toegang door het dier, wat kan worden opgevat als het introduceren van een korte vertraging voor de behandeling of bemonstering. In deze studie betraden de muizen de tunnel echter snel en consistent, doorgaans binnen 2–10 s, waardoor procedures binnen een nauw en reproduceerbaar tijdsbestek konden worden uitgevoerd. Hoewel deze benadering mogelijk iets meer tijd in beslag neemt dan conventionele fixatie via de nekvelhuid (scruff restraint), moet de geringe toename in hanteertijd worden afgewogen tegen de aanzienlijke verbetering van het dierenwelzijn die wordt bereikt door het verminderen van hanteergerelateerde stress. Bovendien is het plaatsen in conventionele fixatiehulpmiddelen ook geassocieerd met hanteertijd, aangezien muizen zich vaak verzetten tegen plaatsing, waardoor er geen relevant verschil is. In minder dan 5% van de gevallen betraden de muizen de tunnel niet vrijwillig. Hoewel de hierboven beschreven maatregelen over het algemeen voldoende waren om de toegang te stimuleren, konden dieren indien nodig ook voorzichtig in de tunnel worden geholpen. Zelfs in deze gevallen biedt de zachte binnenvoering een welzijnsvoordeel ten opzichte van conventionele fixatiehulpmiddelen.
Zodra ze zich in de tunnel bevinden, kunnen de muizen de binnenvoering stevig vastgrijpen. Dit is zeer gunstig vanuit het perspectief van dierenwelzijn, aangezien is aangetoond dat vastgezette muizen lagere stressniveaus vertonen wanneer ze een oppervlak kunnen vastgrijpen tijdens de hantering4. Tegelijkertijd kan de hanteerder de basis van de staart stevig vasthouden zonder dat de muis probeert zich om te draaien. Het is essentieel dat de binnenvoering het dier strak omsluit. Als muizen te klein zijn en de neiging hebben om in de tunnel te draaien, kunnen snelle aanpassingen worden gedaan door de opgerolde voering strakker aan te trekken of een extra laag toe te voegen. Voor experimenten met dieren van verschillende grootte (bijv. door verschillen in leeftijd, geslacht, dieet) kunnen ook tunnels met variërende diameters worden gebruikt (zie printsjablonen8).
Injecties en bloedafnames moeten altijd worden uitgevoerd door getraind personeel. Desondanks bleek de applicatietunnel effectief voor zowel zeer ervaren personeel als voor minder ervaren gebruikers. In het bijzonder rapporteerden onervaren medewerkers minder mislukte pogingen, waardoor herhaald handelen en verlengde procedures werden verminderd. Gebruikers gaven ook aan zich comfortabeler en zekerder te voelen bij het fixeren van muizen in de tunnel vergeleken met het aanleren van conventionele handmatige fixatietechnieken. Dit vormt een aanzienlijk voordeel voor laboratoria met een frequent personeelsverloop, aangezien de methode eenvoudig te adopteren is en zowel de dieren als de experimentator ten goede komt. Deze waarnemingen zijn in lijn met eerder gerapporteerde verbeteringen in het hanteercomfort en het zelfvertrouwen van technici in verband met verfijnde hanteertechnieken, zoals het gebruik van tunnels en bekers15.
Belangrijk is dat de hier beschreven methode ook effectief is bij ongetrainde muizen, en alle gepresenteerde resultaten zijn behaald met dieren zonder voorafgaande habituatie. Eerdere studies hebben aangetoond dat habituatie en medische training van de dieren stressreacties bij muizen kunnen verminderen door hen te laten wennen aan de geplande procedures16,17. Een trainingsprotocol waarin de applicatietunnel is opgenomen, kan daarom het stressniveau verder verlagen, vooral wanneer frequente interventies noodzakelijk zijn, die anders negatieve associaties met de tunnel kunnen opwekken. Een dergelijk trainingsprogramma is succesvol toegepast in een eerdere studie, waardoor we de tunnel gedurende vele weken konden gebruiken voor herhaalde intraperitoneale injecties8. Vooral in studies waarbij herhaalde injecties vereist zijn, kan de tunnel een belangrijke verfijning vormen. Verfijnde hanteertechnieken met gebruik van transfersbuizen en verminderde fixatie hebben aangetoond dat positieve effecten behouden blijven, zelfs na herhaalde fixatie in de nek of intraperitoneale injecties, waaronder een verhoogde bereidheid om met hanteerders te interageren en verminderd angstachtig gedrag in standaard gedragstests18,19. Evenzo leidden herhaalde injecties die in de tunnel werden uitgevoerd niet tot een toename van stressgerelateerde parameters bij muizen8.
In lijn hiermee is aangetoond dat voedselbeloningen habituatie vergemakkelijken via positieve bekrachtiging, een goed vastgesteld principe in de training van dieren. Daarom wordt aanbevolen om aan het einde van elke hanteersessie een klein traktatie als beloning aan te bieden. Bij het testen van de tunnel waren zeer kleine hoeveelheden, zoals een enkel haverkorrel, voldoende en is het onwaarschijnlijk dat deze de normale voeding van de dieren beïnvloeden. Indien de voedselinname een zorgpunt is, bijvoorbeeld bij metabole studies, zijn er ook smaakvolle traktaties beschikbaar die compatibel zijn met gespecialiseerde diëten (bijv. ketogene diëten). Belangrijk is dat traktaties moeten worden beschouwd als een aanvullende verfijningsmaatregel die de habituatie verbetert, en niet als een vereiste voor het succesvolle gebruik van de applicatietunnel. Zodra ze bekend waren met het systeem, gingen muizen ook herhaaldelijk vrijwillig de applicatietunnel in zonder een voedselbeloning te ontvangen.
De hier beschreven methode heeft bepaalde beperkingen met betrekking tot de toegang tot specifieke lichaamsregio's. Hoewel de staart gemakkelijk en veilig toegankelijk is voor intraveneuze injecties en bloedafname, en de caudale abdominale regio geschikt is voor intraperitoneale injecties, is de toegang tot de laterale lichaamsregio's voor subcutane applicaties beperkt. Orale toediening moet ook zorgvuldig worden overwogen. Conventionele orale gavage is niet compatibel met dit systeem omdat de vereiste nekextensie niet kan worden bereikt. Echter, meer verfijnde methoden voor orale toediening, waarbij muizen vrijwillig stoffen consumeren vanuit een pipetpunt (bijv. gemengd met gecondenseerde melk)20, kunnen haalbaar zijn via de open zijde van de tunnel. In dergelijke gevallen moet worden gewaarborgd dat de kop duidelijk zichtbaar blijft en dat de muis niet te diep in de voering of tunnel is gepositioneerd om de volledige inname van de stof te kunnen bevestigen.
Vergeleken met bestaande fixatietunnels biedt de hier beschreven applicatietunnel duidelijke voordelen voor het dierenwelzijn. Hoewel fixatie vaak noodzakelijk is voor veilige applicatie- en bemonsteringsprocedures, wordt het ook erkend als een van de grootste stressfactoren die knaagdieren ervaren tijdens experimentele procedures7,21,22. Eerdere studies hebben reeds aangetoond dat het vervangen van traditioneel hanteren aan de staart en fixatie door verfijnde methoden, zoals tunnel- of bekerhantering, het dierenwelzijn aanzienlijk verbetert. Muizen die met deze verfijnde benaderingen worden gehanteerd, vertonen minder angst en een grotere bereidheid om met de verzorgers te interageren dan muizen die bij de staart worden opgetild23,24. Het gebruik van de applicatietunnel, die door de muizen vrijwillig wordt betreden, is een consistente uitbreiding van tunnelhantering. De grimace-schaal van muizen die de applicatietunnel verlaten, geeft aan dat de dieren zich niet gefixeerd of opgesloten voelen. Hoewel de methode van intraperitoneale injectie waarbij de muizen zich aan het kooitras vasthouden lijkt op het beschreven optillen bij het bekkengebied5, is dat laatste gebaseerd op de poging van de dieren om te ontsnappen. Op een rooster houden muizen zich met hun poten vast en trekken ze naar voren, weg van de grip van de verzorgers, wat leidt tot fixatie en daarmee tot stress. Bovendien verhoogt dit type fixatie de tonus van de buikspieren, wat vervolgens de pijn bij de naaldpunctie kan versterken. In tegenstelling hiermee is de applicatietunnel een verfijnde fixatiemethode, en de resultaten wijzen op verminderde stressgerelateerde parameters, waaronder lagere grimace-scores, minder hoorbare vocalisaties en een behouden bereidheid om met de verzorgers te interageren811,12,13. Hoewel ultrasone vocalisaties (USV's) in toenemende mate worden erkend als ethologisch relevante communicatiesignalen, blijft het gebruik ervan als stressmarkers bij volwassen muizen onderwerp van onderzoek, aangezien USV's sterk contextafhankelijk zijn en ook voorkomen tijdens normaal fysiologisch gedrag25.
Niettemin suggereert recent bewijs dat USV-registraties een veelbelovende, niet-invasieve en reproduceerbare aanpak kunnen vormen om gedragsreacties op fixatie te beoordelen26. Het opnemen van USV-registraties in toekomstige studies zou daarom een aanvullende objectieve maatstaf kunnen bieden om stress en emotionele reacties verder te karakteriseren. Samen geven deze bevindingen aan dat de applicatietunnel een veiligere en minder stressvolle fixatieprocedure mogelijk maakt voor routinematige toepassingen en bemonstering in vergelijking met conventionele fixatiehulpmiddelen. Belangrijk is dat, in tegenstelling tot doorzichtige acryl fixatiehulpmiddelen, de zachte binnenvoering het mogelijk maakt voor muizen om het oppervlak stevig vast te grijpen, wat wordt beschouwd als een belangrijke verbetering van het welzijn volgens de aanbevelingen van NC3Rs27. Er werden aanzienlijk minder pogingen waargenomen om zich om te draaien in de tunnel, wat zowel het welzijn als de veiligheid bij het hanteren verbetert. Bij conventionele plastic fixatiehulpmiddelen gaan pogingen om zich om te draaien vaak gepaard met urineren, waarbij de resulterende natte vacht het comfort verder verslechtert. Dit probleem werd grotendeels geëlimineerd met de applicatietunnel.
De potentiële toepassingen van deze methode zijn uitgebreid. Opmerkelijk is dat de verbeterde fixatiemethode niet beperkt is tot muizen, maar ook kan worden toegepast op ratten door gebruik te maken van een tunnel met een grotere diameter (Aanvullende Figuur 1). Knaagdieren zijn de meest gebruikte laboratoriumdiersoorten in diverse wetenschappelijke disciplines, en fixatie voor de toediening van stoffen en bemonstering is een routineprocedure in veel laboratoria. Het is echter aangetoond dat fixatiestress niet alleen het dierenwelzijn verslechtert, maar ook de wetenschappelijke resultaten aanzienlijk beïnvloedt, waaronder de gedragsreacties.28,29 en fysiologische mechanismen zoals de immuunfunctie30Daarom is het minimaliseren van stressgerelateerde variabiliteit essentieel voor zowel de wetenschappelijke validiteit als de ethische overwegingen bij dierproeven. Door stress geassocieerd met fixatie te verminderen, terwijl een veilige en praktische hantering behouden blijft, kan de applicatietunnel de experimentele kwaliteit en reproduceerbaarheid aanzienlijk verbeteren en tegelijkertijd het dierenwelzijn verhogen.

Dierproeven blijven een centrale rol spelen in biomedisch onderzoek en dragen aanzienlijk bij aan het begrip van ziektheidmechanismen en aan de evaluatie van de effectiviteit en veiligheid van geneesmiddelen en chemische stoffen. Knaagdieren zijn de meest gebruikte laboratoriumdiersoorten; in de Europese Unie werden in 2023 ongeveer 3,5 miljoen muizen en 0,5 miljoen ratten voor wetenschappelijke doeleinden gebruikt1. Een toenemend maatschappelijk bewustzijn van het lijden dat wordt veroorzaakt door experimentele procedures heeft geleid tot wettelijke vereisten om het dierenwelzijn in onderzoeksstudies te verbeteren, conform het 3V-principe2,3. Aangezien de volledige vervanging van dierproeven door alternatieve methoden nog niet mogelijk is, is het optimaliseren van bestaande experimentele procedures bijzonder belangrijk om het lijden van dieren te verminderen. Hantering, inclusief immobiliserende fixatie tijdens procedures zoals injecties, is een van de meest voorkomende interventies waaraan laboratoriumdieren worden onderworpen, zowel bij de routineverzorging als tijdens experimenten.
Traditionele fixatie voor intraperitoneale injecties houdt in dat de huid en vacht in de nek stevig met de duim en wijsvinger worden vastgegrepen, de staart wordt vastgezet en de dieren worden omgedraaid om de buik vrij te maken voor injecties. Deze positie is onnatuurlijk en kan leiden tot ademhalingsmoeilijkheden, wat angst bij de dieren opwekt4. Verschillende verfijnde fixatietechnieken zijn reeds beschreven, waaronder bijvoorbeeld de zogenaamde 3-vingermethode, waarbij de druk op het nekgebied is verminderd in vergelijking met klassieke nekgreeptechnieken4. Een andere methode vermijdt grotendeels volledige immobilisatie: hierbij kunnen de dieren zich vasthouden aan een gaaswerk terwijl de staart en achterpoten gefixeerd worden om toegang tot de onderbuik voor injecties mogelijk te maken5. Desondanks hebben beide procedures beperkingen. Bij de 3-vingermethode moeten de dieren nog steeds worden opgetild en in een onnatuurlijke positie worden geplaatst, wat potentieel stressreacties kan uitlokken. De alternatieve techniek biedt daarentegen onvoldoende bescherming tegen beten van gestreste of defensieve dieren en kan de beschikbare tijd voor het uitvoeren van injecties beperken. Naast potentiële beetwonden is er ook een verhoogd risico op onjuiste fixatie of accidentele prikaccidenten met de naald. Immobilisatie voor intraveneuze injecties of bloedafname uit de staartvene vereist het gebruik van fixatiebuizen die de dieren immobiliseren zonder dat ze vastgehouden hoeven te worden, zodat de handen vrij zijn voor de procedures. Fixatiebuizen zijn over het algemeen buizen van helder acryl, voorzien van een gesloten uiteinde met toegangssleuven of gaten voor de staart en een open uiteinde voor het inbrengen van de muizen, die met verstelbare pluggen kunnen worden vastgezet. Dit vereist dat de dieren bij de staart worden opgepakt en met de achterkant eerst in de fixatiebuis worden getrokken, zodat de staart door de toegangssleuven kan worden geregen. Dit is een stressvolle procedure die wordt verergerd door de vrij smalle diameter van de fixatiebuizen die nodig is om te voorkomen dat de muizen zich tijdens de procedures omdraaien, wat tot letsel zou kunnen leiden6,7.
Dit protocol beschrijft het gebruik van een nieuw ontwikkelde applicatietunnel voor injecties en bloedafname bij muizen, die een minder belastende maar toch veilige fixatie mogelijk maakt. De tunnel bestaat uit een star buitenframe en een verwijderbare pluche binnenvoering, waardoor een zachte, donkere ruimte ontstaat die lijkt op een hol. In vergelijking met conventionele fixatiehulpmiddelen is de tunnel bewust ontworpen met grotere afmetingen om een op maat gesneden Vetbed Isobed-inlegvel te kunnen accommoderen; dit zorgt voor een zachte, comfortabele binnenvoering die het veiligheidsgevoel van de dieren vergroot terwijl er voldoende fixatie behouden blijft (Figuur 1A–B). Beide uiteinden van de tunnel zijn open, zodat muizen eenvoudig via de voorkant naar binnen kunnen lopen en via de achterkant kunnen verlaten. Eenmaal in de tunnel kunnen de dieren zich niet omdraaien, terwijl de staart toegankelijk blijft voor intraveneuze injecties of bloedafname (Figuur 1C). Voor intraperitoneale injecties kan de caudale abdominale regio worden bereikt door de tunnel in een hoek te plaatsen (Figuur 1D) en de staart van het dier bij de basis vast te houden terwijl er zachte druk op het sacrale gebied wordt uitgeoefend, waardoor het achterste uiteinde van de muis omhoog wordt gebogen (Figuur 1C). Deze methode is minder stressvol voor zowel de muizen als de experimentatoren, aangezien handmatige fixatie niet vereist is.
Een eerdere studie heeft aangetoond dat het gebruik van de tunnel voor intraperitoneale injecties het stressniveau duurzaam verlaagt en het welzijn van muizen verbetert, zelfs in experimentele modellen met frequente intraperitoneale injecties8. In deze studie is de applicatietunnel ook succesvol getest voor intraveneuze injecties en bloedafname uit de staartvene bij zowel mannelijke als vrouwelijke muizen.

<table><tbody><tr><td>Allergielancetten, steriel</td><td>Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH, Hamburg, Duitsland</td><td>1110106</td><td></td></tr><tr><td>Applicatietunnel met optionele wig</td><td>In-house 3D-geprinte tunnel</td><td></td><td>print-sjablonen zijn beschikbaar op https://osf.io/vsjnb.</td></tr><tr><td>Bloedafnamebuizen: Microvette 100 EDTA K3E, 100 &amp;micro;L&amp;nbsp;</td><td>SARSTEDT AG &amp;amp; Co. KG, N&amp;uuml;mbrecht, Duitsland</td><td>20.1278.100</td><td></td></tr><tr><td>Transparante monsterbuis</td><td>Datesand Group, Stockport, VK</td><td>GZCHTUBE-100</td><td>afmeting: 50 x 3 x 100 mm</td></tr><tr><td>Ethanol, &amp;ge;70%</td><td>Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Duitsland</td><td>T913.1</td><td></td></tr><tr><td>Inject-F eenmalig gebruikbare precisiespuit 1 mL&amp;nbsp;</td><td>B.Braun Deutschland GmbH &amp;amp; Co. KG, Melsungen, Duitsland</td><td>9166017V</td><td></td></tr><tr><td>Haver</td><td>Schapfen M&amp;uuml;hle GmbH Co.KG, Ulm, Duitsland</td><td>W100197</td><td>geautoclaveerd</td></tr><tr><td>Sanitas SIL 06 infraroodlamp</td><td>Beurer Europe GmbH, Ulm, Duitsland</td><td>61424</td><td></td></tr><tr><td>Zachte binnenvoering: Original Vetbed Isobed SL</td><td>Vetbed Deutschland, Mudersbach, Duitsland</td><td>1999981</td><td>knip op de vereiste afmetingen</td></tr><tr><td>Softasept ISO 70% desinfectiespray</td><td>B.Braun Deutschland GmbH &amp;amp; Co. KG, Melsungen, Duitsland</td><td>19905</td><td></td></tr><tr><td>Sterican 27 G x &amp;frac34; steriele hypodermische naalden voor eenmalig gebruik</td><td>B.Braun Deutschland GmbH &amp;amp; Co. KG, Melsungen, Duitsland</td><td>4657705B</td><td>afmetingen: 0,40 mm x 20 mm</td></tr><tr><td>Wattenstaafjes: FIWA app medische applicatoren</td><td>Fink &amp;amp; Walter GmbH, Merchweiler, Duitsland</td><td>329012</td><td></td></tr></tbody></table>

welzijngeoriënteerde handmatige fixatietechniek voor het toedienen van stoffen en het afnemen van bloed bij muizen

Welfare-Oriented Manual Restraint Technique for Substance Administration and Blood Sampling in Mice

Dierproeven blijven essentieel in biomedisch onderzoek en dragen aanzienlijk bij aan het begrijpen van ziektemechanismen en het evalueren van de werkzaamheid en veiligheid van geneesmiddelen en chemische stoffen, waarbij knaagdieren tot de meest gebruikte laboratoriumdieren behoren. Tot de meest voorkomende interventies in de laboratoriumpraktijk behoren het hanteren en immobiliseren tijdens procedures zoals injecties en bloedafname, die routinematig worden uitgevoerd bij bewuste muizen zonder sedatie of anesthesie. Een juiste fixatie is noodzakelijk om de veiligheid van zowel het dier als de hanteerder te waarborgen. Traditionele fixatiemethoden, zoals handmatige fixatie of fixatiebuizen, staan er echter om bekend dat ze acute stressreacties bij muizen opwekken, wat het dierenwelzijn negatief beïnvloedt en potentieel de experimentele resultaten kan beïnvloeden. Om verfijning (refinement) binnen het kader van het 3V-principe te bevorderen en het dierenwelzijn te verbeteren, beschrijft dit protocol het gebruik van een nieuw ontwikkelde applicatietunnel voor injecties en bloedafname bij muizen. De tunnel biedt een minder belastende, maar nog steeds veilige methode van fixatie in vergelijking met conventionele technieken. Deze welzijnsgeoriënteerde fixatiemethode kan eenvoudig worden geïmplementeerd voor standaardprocedures, zoals intraperitoneale en intraveneuze injecties en bloedafname, terwijl stress wordt geminimaliseerd en de hanteercondities voor laboratoriummuizen worden verbeterd.

Om de invloed van de nieuwe fixatietechniek op het welzijn van muizen te beoordelen, werden bloedafnames uit de staartvene en intraveneuze injecties uitgevoerd volgens het beschreven protocol. Mannelijke en vrouwelijke wildtype C57BL/6 muizen werden onderworpen aan de procedures in respectievelijk de applicatietunnel of een conventionele fixatiehouder en werden beoordeeld op tekenen van pijn en stress. De mouse grimace scale (MGS) werd gebruikt om het stressniveau van de muizen na bloedafname uit de staartvene te bepalen. De MGS is een veelgebruikt scoresysteem dat de expressie van gezichtsspieren analyseert als reactie op pijn of stressvolle procedures9,10. Om de scores te bepalen, werden direct na het vrijlaten van de muizen uit de fixatiehouder of tunnel foto's gemaakt (representatieve afbeeldingen zijn te zien in Figuur 2). Twee waarnemers met ervaring in het beoordelen van muisgedrag evalueerden drie parameters van de gezichtsuitdrukking (te zien op de schematische schetsen in Figuur 2C): het dichtknijpen van de ogen (sluiten van het ooglid en vernauwing van het orbitale gebied; er kan een rimpel rond het oog zichtbaar zijn), het opbollen van de neus (opbolling op de neusbrug en verticale rimpels aan de zijkant van de neus kunnen verschijnen) en de positie van de oren (oren draaien naar buiten en/of naar achteren, weg van het gezicht, en kunnen zich vouwen tot een 'gepunte' vorm; de ruimte tussen de oren neemt toe). De positie van de snorharen en het opbollen van de wangen werden niet beoordeeld, omdat de donkere haarkleur van de muizen een betrouwbare evaluatie bemoeilijkte. Elke parameter werd gescoord met een driepuntsschaal variërend van 0 tot 2 (0 = niet aanwezig, 1 = matig aanwezig, 2 = duidelijk aanwezig), en de drie gezichtsparameters werden gemiddeld om één gemiddelde MGS-score per dier te verkrijgen. Om de betrouwbaarheid te waarborgen, werd elk dier door beide waarnemers onafhankelijk en blind gescoord, waarna de twee MGS-scores werden gemiddeld om een uiteindelijke MGS-score per dier te genereren. Zowel vrouwelijke als mannelijke muizen vertoonden een significante vermindering van de MGS-score wanneer de bloedafname in de applicatietunnel werd uitgevoerd in vergelijking met de conventionele fixatiehouder (Figuur 2A–B).
Een aparte groep muizen onderging een intraveneuze injectie van 100 µL 0,9% natriumchloride (NaCl), waarbij het voorkomen van hoorbare vocalisaties en pogingen om zich in het fixatieapparaat om te draaien werden geregistreerd. Muizen uiten hoorbare piepjes als teken van ernstige stress, vooral bij pijn of angst en tijdens defensief gedrag11,12,13. Daarnaast reageren muizen van nature op fysieke fixatie met paniek, wat resulteert in een vluchtreactie om aan de besloten ruimte te ontsnappen. Daarom werden pogingen om 180 graden te draaien in het fixatieapparaat beschouwd als tekenen van angst. Bij zowel vrouwelijke als mannelijke muizen kon een hogere incidentie van hoorbare vocalisaties en pogingen om zich om te draaien worden waargenomen wanneer intraveneuze injecties in een fixatieapparaat werden uitgevoerd in vergelijking met de applicatietunnel (Figuur 3).
<img alt="Figuur 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/72535/72535fig1v1.jpg" /> 
Figuur 1: Nieuwe applicatietunnel. (A) Representatieve afbeeldingen die het verschil in grootte illustreren tussen een conventionele fixatietube en de nieuwe applicatietunnel. (B) De binnenvoering van de tunnel bestaat uit een op maat gesneden stuk opgerold Vetbed, wat een zachte, ondersteunende en donkere omgeving biedt. Als muizen te klein zijn en de neiging hebben om zich om te draaien, kan de opgerolde voering worden aangetrokken om de beschikbare ruimte te verkleinen. (C) Verschillende handlingsstappen binnen de applicatietunnel, inclusief binnenkomst en uitgang, veilige en comfortabele fixatie, en toegang tot de buik en de staart. (D) Een extra wig voor het uitvoeren van intraperitoneale injecties binnen de tunnel. De wig vergroot de hoek van de tunnel ten opzichte van de hanteerder, waardoor de toegang tot de abdominale regio wordt vergemakkelijkt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/72535/72535fig1largev1.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figuur 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/72535/72535fig2v1.jpg" /> 
Figuur 2: Grimas-schaal bij muizen na bloedafname uit de staartvene. Mannelijke of vrouwelijke muizen werden onderworpen aan bloedafname in ofwel de applicatietunnel of een conventionele fixatiehouder. Foto's voor de beoordeling van de grimas-schaal bij muizen werden direct genomen nadat de dieren de fixatiehouder of tunnel verlieten en werden later onafhankelijk gescoord door twee ervaren experimentateurs, die blind waren voor de groepsallocatie van de muizen, waarbij zij het samenknijpen van de oogleden, het opbollen van de neus en de positie van de oren beoordeelden. Er werd een gemiddelde score per dier berekend op basis van de twee scores. (A) Vrouwelijke muizen (tunnel n = 5; fixatiehouder n = 8). (B) Mannelijke muizen (tunnel n = 11; fixatiehouder n = 11). Deze grafiek is aangepast van Schlutt et al., 2026, PLOS ONE. De oorspronkelijke gegevens, gepubliceerd als een staafdiagram onder een CC BY 4.0-licentie, zijn hier gewijzigd en opnieuw uitgezet als een boxplot. (C) Schematische illustratie van de gelaatsexpressie-eenheden, gemaakt met een door de auteur ontwikkelde tekstprompt via ChatGPT Image 2 (OpenAI; beschikbaar via <a href="https://chatgpt.com/" target="_blank">https://chatgpt.com/</a>); de definitieve afbeelding is door de auteurs beoordeeld en goedgekeurd op wetenschappelijke nauwkeurigheid. Gegevens worden weergegeven als boxplots (min tot max); de lijn geeft het gemiddelde aan. Mann-Whitney-test, p-waarden &#60; 0,05 werden als significant beschouwd. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/72535/72535fig2largev1.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
<img alt="Figuur 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/72535/72535fig3v1.jpg" /> 
Figuur 3: Hoorbare vocalisaties en pogingen tot omdraaien na intraveneuze injectie. Mannelijke of vrouwelijke muizen kregen een intraveneuze injectie van 100 µL 0,9% NaCl, óf in de applicatietunnel óf in een conventionele fixatiebeklemmer. Incidenten van hoorbare vocalisatie en pogingen tot omdraaien in het fixatieapparaat werden tijdens de procedure geregistreerd (ja/nee). Alle groepen n = 10. Gegevens worden gepresenteerd als gestapelde staafdiagrammen voor contingentie. De exacte toets van Fisher werd gebruikt; p-waarden &#60; 0,05 werden als significant beschouwd. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/72535/72535fig3largev1.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>
Aanvullende Figuur 1: Intraperitoneale injectie bij ratten met gebruik van een grotere versie van de applicatietunnel. Een applicatietunnel met een diameter van 15 cm werd gebruikt voor intraperitoneale injectie bij ratten. De procedure werd uitgevoerd volgens hetzelfde protocol als beschreven voor muizen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/72535/Supplementary Figure 1.pdf" target="_blank">Klik hier om dit bestand te downloaden.</a>

Dit protocol beschrijft een nieuwe methode voor handmatige fixatie om muizen te immobiliseren tijdens injecties of bloedafname, waardoor stress wordt verminderd en het welzijn tijdens de procedures wordt verbeterd.

Welzijngeoriënteerde handmatige fixatietechniek voor het toedienen van stoffen en het afnemen van bloed bij muizen

Dierproeven blijven essentieel in biomedisch onderzoek en dragen aanzienlijk bij aan het begrijpen van ziektemechanismen en het evalueren van de werkzaamheid en ...

Ons onderzoek richt zich op effectieve methoden voor het fixeren van knaagdieren om de veiligheid van zowel het dier als de verzorger te verbeteren en tegelijkertijd stress tijdens biomedische procedures te minimaliseren. Traditionele methoden voor het fixeren van muizen kunnen stress induceren en de experimentele resultaten beïnvloeden. Dit protocol biedt een veiligere, minder stressvolle fixatie waarbij de procedurele effectiviteit behouden blijft.Reinig eerst de applicatietunnel met 70% ethanol en laat dit gedurende ongeveer vijf minuten volledig verdampen. Plaats een opgerold stuk gewassen en geautoclaveerde voering in de applicatietunnel. Druk de voering bij de ingang van de tunnel voorzichtig met de vingers samen totdat de resterende opening ongeveer de breedte van twee aangrenzende vingers heeft. Positioneer vervolgens de applicatietunnel op het werkoppervlak en plaats een extra stuk platte voering voor de ingang van de tunnel. Bereid de injectiespuit voor, voorzien van een 27-gauge naald met de gewenste injectieoplossing, en plaats deze naast de applicatietunnel. Zorg ervoor dat wattenstaafjes en desinfectiespray direct beschikbaar zijn.Om de muis uit de thuiskooi te verplaatsen, plaatst u de handlingsbuis voor de applicatietunnel, zodat de muis vrijwillig de tunnel kan betreden. Laat de muis, zodra deze binnen is, in de opgerolde voering blijven zonder zich om te draaien.Strek de staart van de muis voorzichtig door de punt vast te houden en desinfecteer de beoogde injectieplaats. Draai de staart ongeveer 90 graden om de laterale staartvenen dorsaal te positioneren. Begin de injectie aan het distale uiteinde van de staart door de naald in een hoek van 15 tot 20 graden, bijna parallel aan de staart, in te brengen, om proximale plaatsen te sparen voor eventuele aanvullende pogingen. Schuif de naald slechts een klein stukje voorbij de schuine zijde. Injecteer het gewenste volume met een langzame, constante snelheid van maximaal 5 milliliters per kilogram gedurende 13 seconden. Trek vervolgens de naald eruit en oefen lichte druk uit op de injectieplaats met een steriel wattenstaafje om bloedingen te voorkomen.Plaats de applicatietunnel met de muis terug in de thuiskooi en laat de muis vrijwillig uit het tegenovergestelde uiteinde van de applicatietunnel komen. Bied lekkernijen aan in de thuiskooi om positieve bekrachtiging en gewenning aan de procedure te ondersteunen.Verwijder de binnenvoering uit de applicatietunnel en reinig de tunnel met 70% ethanol. Hergebruik de voering als deze schoon is, anders dient deze gewassen en geautoclaveerd te worden voor hergebruik.Nadat de applicatietunnel is voorbereid, wordt deze bovenop de spie op het werkoppervlak geplaatst en wordt er een extra vlakke voering voor de tunnelingang gelegd. Laat de muis de applicatietunnel betreden, zoals eerder gedemonstreerd. Houd de basis van de staart van de muis vast tussen de duim en wijsvinger van één hand. Oefen met de middelvinger van dezelfde hand een lichte druk uit op het sacrale gebied en draai de staart lichtjes omhoog. Stabiliseer de muis om een vrije toegang tot de caudale abdominale regio te verkrijgen. Voer de injectie uit door de spuit parallel aan het werkoppervlak te houden en de naald in de duidelijk zichtbare caudale abdominale regio in te brengen. Laat na de injectie voorzichtig de druk en de staart los, laat de muis vervolgens de tunnel verlaten en maak de applicatietunnel schoon zoals eerder gedemonstreerd.Nadat de tunnel is voorbereid en de muis vrijwillig de applicatietunnel is binnengegaan, dient de staart van de muis voorzichtig te worden rechtgetrokken door de punt vast te houden, waarna de beoogde afnameplaats wordt gedesinfecteerd. Draai de staart ongeveer 90 graden om de laterale staartvenen dorsaal te positioneren. Puncteer de laterale staartvene met een lancet en verzamel de bloeddruppels met een microbuisje of capillair. Oefen vervolgens met een steriel wattenstaafje zachte druk uit op de punctieplaats om de bloeding te stelpen, gevolgd door positieve bekrachtiging en het reinigen van de tunnel, zoals eerder gedemonstreerd.Zowel vrouwelijke als mannelijke muizen vertoonden een significante vermindering in de score van de mouse grimace scale wanneer bloedafname werd uitgevoerd in de applicatietunnel vergeleken met de conventionele fixatiehouder. Bij zowel vrouwelijke als mannelijke muizen werd een lagere incidentie van hoorbare vocalisaties en pogingen om zich om te draaien waargenomen wanneer intraveneuze injecties werden uitgevoerd in de applicatietunnel, vergeleken met een conventionele fixatiehouder.Onze nieuwe applicatietunnel maakt een stressarme, veilige fixatie van muizen mogelijk tijdens routinematige injecties en bloedafname, terwijl de hantering en het welzijn worden verbeterd. Een belangrijk aandachtspunt is dat deze methode beperkt is tot bewuste dieren en alleen toegang biedt tot de staart en de onderbuik. Toekomstige studies kunnen deze methode aanpassen voor ratten en de effectiviteit ervan onderzoeken bij diverse biomedische procedures, diermodellen en onderzoekstoepassingen.

welfare-oriented-manual-restraint-technique-for-substance

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

Herhaalde metingen van knaagdieren respiratoire fysiologie en bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen wenselijk zijn, maar over het algemeen niet haalbaar. Hier beschrijven we een herhaalbare methode voor het mondeling intuberen muizen dat herhaalde metingen van de luchtwegen hyperreactiviteit en de bemonstering van de luchtwegen ontstekingscellen vergunningen.

Een reversibele, niet-invasieve methode voor Airway Resistance Metingen en bronchoalveolaire lavage Fluid Sampling in Muizen

We beschrijven hier een protocol voor het kweken van muizen pulmonale endotheelcellen. Deze methode bestaat uit mechanische en enzymatische longweefsel dissociatie evenals een 2-staps zuiveringsproces met behulp van anti-PECAM-1 en anti-ICAM-2 antilichamen geconjugeerd aan magnetische korrels, die een pure endotheelcellen bevolking van voornamelijk microvasculaire oorsprong produceert.

Isolatie en Cultuur van Pulmonary endotheelcellen van neonatale muizen

Veilig werken en op humane wijze met onderzoek knaagdieren is een kerncompetentie in de afhandeling en terughoudendheid methoden. Dit artikel presenteert de basisprincipes nodig is om veilig te behandelen en effectief verbindingen toe te dienen aan muizen en ratten.

Handmatig Restraint en Common Compound Administratie Routes bij muizen en ratten

Wij presenteren een niet-invasieve sampling aanpak voor een efficiënte haarmonsters te verzamelen van ongrijpbare kleine zoogdieren, zoals te zien voor de Amerikaanse pika. Tonen we het nut van deze methode door extractie DNA van bemonsterd haar en versterken van verschillende soorten van moleculaire merkers vaak gebruikt in studies van wilde dieren ecologie en natuurbehoud.

Een niet-invasieve Hair samplingtechniek om High Quality DNA verkrijgen van Elusive kleine zoogdieren

Hoewel een bekend model, de cavia vertegenwoordigt momenteel een niche in experimentele dierwetenschappen en beperkte gegevens beschikbaar over de uitvoering van de meeste procedures. Hier presenteren we vier verschillende benaderingen van non-terminal in vivo bloedafname technieken in ofwel bewust of verdoofd cavia.

Non-Terminal Bloedafname Technieken in Guinea Pigs

Bloedmonsters zijn nuttig voor het beoordelen van biomarkers van fysiologische toestanden of ziektes in vivo. Hier beschrijven we de methodologie om bloed te bemonsteren uit de laterale staarsafvoerende ader bij de rat. Deze methode levert snelle monsters met minimale pijn en invasiviteit.

Bloedafname van de Lateral staartader van de Rat

Hier beschrijven we protocollen om endogene en exogene centromeer-kinetochoor-eiwitten in menselijke cellen te detecteren en deze eiwitniveaus op centromeren-kinetochoren te kwantificeren door indirecte immunofluorescente kleuring door het gebruik van fixatie (paraformaldehyde, aceton of methanol fixatie).

Immunofluorescentie analyse van endogene en exogene Centromere-kinetochoor Eiwitten

Loopgemedieerde isothermale versterking (LAMP) is een isothermische nucleïnezuurversterkingstest (iNAAT) die brede belangstelling heeft getrokken voor het detectieveld van ziekteverwekkers. Hier presenteren we een multilaboratorium gevalideerd Salmonella LAMP-protocol als een snelle, betrouwbare en robuuste methode voor het screenen van Salmonella in dierlijk voedsel en het bevestigen van vermoedelijke Salmonella uit cultuurisolatie.

Lusgemedieerde isothermale versterking voor het screenen van salmonella in dierlijk voedsel en het bevestigen van Salmonella uit cultuurisolatie

Het artikel beschrijft een snel protocol om bloed van de kleine teleostvis te gonadectomiseren en te bemonsteren, met behulp van Japanse medaka (Oryzias latipes) als model, om de rol van geslachtssteroïden in de dierfysiologie te onderzoeken.

Gonadectomie en bloedafname procedures in het kleine formaat Teleost Model Japanse Medaka(Oryzias latipes)

Het huidige protocol beschrijft een aangepaste en vereenvoudigde techniek met een minimaal invasieve transversale aortavernauwing (TAC) procedure met behulp van een zelfgemaakt retractor. Deze procedure kan worden uitgevoerd zonder een ventilator of microscoop en introduceert drukoverbelasting, wat uiteindelijk leidt tot harthypertrofie of hartfalen.

Een aangepaste techniek voor transversale aortavernauwing bij muizen

Leer een welzijngeoriënteerde fixatiemethode voor muizen met een applicatietunnel. Deze techniek vermindert stress tijdens injecties en bloedafname en verbetert dierenwelzijn en experimentele betrouwbaarheid.

Welzijngeoriënteerde handmatige fixatietechniek voor het toedienen van stoffen en het afnemen van bloed bij muizen

Meer video's verkennen