Nerka danio pręgowanego jest siedliskiem zarówno nerkowych, jak i krwiotwórczych dorosłych komórek macierzystych i progenitorowych, co stanowi wyjątkową okazję do badania tych typów komórek oraz ich potomstwa w kręgowym organizmie modelowym. W niniejszej pracy prezentujemy szczegółową procedurę sekcji, która umożliwia badaczowi identyfikację i chirurgiczne usunięcie nerki dorosłego danio pręgowanego, co może być wykorzystane w takich zastosowaniach jak izolacja komórek, transplantacja oraz badania ekspresji populacji komórek nerkowych i/lub krwiotwórczych.
Artykuł metodologiczny
Sekcja nerek dorosłego danio pręgowanego
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Badacze pracujący w dynamicznie rozwijającej się dziedzinie biologii dorosłych komórek macierzystych dążą do zrozumienia sygnałów regulujących zachowanie i funkcje komórek macierzystych podczas normalnej homeostazy oraz w stanach chorobowych. Zrozumienie natury dorosłych komórek macierzystych ma szerokie implikacje dla przyszłości medycyny regeneracyjnej1. Na przykład lepsza wiedza na temat biologii dorosłych komórek macierzystych może ułatwić projektowanie strategii terapeutycznych, w których organy są stymulowane do samoleczenia, a nawet tworzenie metod hodowli organów in vitro, które można by przeszczepić ludziom1. Danio pręgowany stał się potężnym modelem zwierzęcym do badania biologii komórkowej kręgowców2. Rozwojowi embrionalnemu danio pręgowanego towarzyszyła obszerna dokumentacja i analiza3. Dopiero niedawno naukowcy zaczęli dokumentować anatomię osobników dorosłych oraz techniki dyssekcji chirurgicznej4, co wynika z postępującego dążenia środowiska badawczego do rozszerzenia zastosowań tego organizmu modelowego na badania nad osobnikami dorosłymi. Przykładowo, rośnie zainteresowanie wykorzystaniem danio pręgowanego do badania biologii populacji dorosłych komórek macierzystych oraz tworzenia zaawansowanych modeli chorób u osobników dorosłych, takich jak rak5. Historycznie izolacja nerki dorosłego danio pręgowanego była kluczowa dla badania hematopoezy, ponieważ nerka jest anatomicznym miejscem produkcji komórek krwi u ryb6,7. Nerka składa się z funkcjonalnych jednostek nefronów ułożonych w strukturach rozgałęzionych, otoczonych tkanką hematopoetyczną rozproszoną w przestrzeniach między nimi. Składnik hematopoetyczny składa się z hematopoetycznych komórek macierzystych (HSCs) i ich potomstwa, które zamieszkują nerkę do czasu pełnego zróżnicowania8. Ponadto obecnie uznaje się, że w nerkach danio pręgowanego występuje również grupa nerkowych komórek macierzystych/progenitorowych (RPCs), które umożliwiają regenerację i wzrost nerki, co obserwowano u innych gatunków ryb9-11. W świetle tego odkrycia nerka danio pręgowanego jest organem, który stwarza dwie ekscytujące możliwości dla badań nad biologią dorosłych komórek macierzystych. Jest jasne, że wiele nierozwiązanych kwestii można by skutecznie zbadać przy użyciu tego systemu eksperymentalnego. Aby zachęcić do rozwoju tej dziedziny, korzystne jest udokumentowanie szczegółowych metod wizualizacji, a następnie izolacji nerki dorosłego danio pręgowanego. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje naszą procedurę dyssekcji nerki dorosłych zwierząt zarówno nieutrwalonych, jak i utrwalonych. Dyssekcja organu nerki może być wykorzystana do izolacji i charakterystyki hematopoetycznych oraz nerkowych komórek macierzystych i ich potomstwa przy użyciu uznanych technik, takich jak histologia, fluorescencyjne sortowanie komórek (FACS)11,12, profilowanie ekspresji13,14 oraz transplantacja11,15. Mamy nadzieję, że rozpowszechnienie tego protokołu dostarczy badaczom wiedzy niezbędnej do szerszego wykorzystania badań nad danio pręgowanym, które w ostateczności mogą zostać przełożone na zastosowania u ludzi.
Protokół
1. Disekcja nerki dorosłego danio pręgowanego z nieutrwalonej próbki zwierzęcia
- Do sekcji wybierz dorosłego danio pręgowanego w wieku od 3 do 6 miesięcy.
- Uśmierć rybę, umieszczając ją w naczyniu z 0,2% Tricaine pH 7,0 na około 4-5 minut, uważnie obserwując, aż skrzela przestaną się poruszać, a serce przestanie bić.
- Za pomocą łyżki wyjmij rybę z kąpieli w Tricaine wraz z niewielką ilością roztworu, odlej płyn i delikatnie połóż zwierzę na ręczniku papierowym.
- Używając ostrych nożyczek sekcyjnych, odetnij głowę zwierzęcia, wykonując cięcie tuż za pokrywą skrzęgową (Rysunek 1, ścieżka A). Głowę wyrzuć do pojemnika na odpady biologiczne.
- Za pomocą nożyczek sekcyjnych otwórz ciało zwierzęcia, wykonując długie cięcie brzuszne, zaczynając od głowy i kończąc na ogonie u podstawy płetwy ogonowej (Rysunek 1, ścieżka B).
- Usuń narządy wewnętrzne zwierzęcia za pomocą pęsety sekcyjnej i umieść je w odpadach biologicznych. Należy uważać, aby nie dotknąć grzbietowej ściany ciała, ponieważ tam znajduje się nerka (Rysunek 2). W przypadku wyboru samicy należy usunąć rozwijające się jaja z jamy ciała, co najłatwiej zrobić za pomocą pęsety kątowej.
- Za pomocą igieł sekcyjnych przypnij ściany ciała do tacki sekcyjnej, ustawiając szpilki pod kątem umożliwiającym wizualizację nerki. Nerka będzie miała charakterystyczny kształt (głowa, tułów/siodło, ogon) i kolor, z przeplatającą się pigmentacją o czarnym odcieniu (Rysunek 2). Można również dostrzec aortę wypełnioną krwią obwodową, która biegnie wzdłuż linii środkowej struktury narządu.
- Używając precyzyjnej pęsety, oddziel nerkę od grzbietowej ściany ciała, podnosząc nerkę jedną pęsetą podczas oddzielania narządu od leżących pod nim tkanek łącznych.
- Delikatnie umieść nerkę w odpowiednim medium do dalszych badań na żywych komórkach, np. w probówce do mikrocentryfugi zawierającej 1x PBS do przygotowania do FACS.
2. Przygotowanie i sekcja nerki dorosłego danio pręgowanego z utrwalonej próbki zwierzęcia
- Przygotować roztwór 4% paraformaldehydu/1X PBST. Zagotować roztwór, aby rozpuścić PFA, następnie schłodzić mieszaninę do 4°C i dodać 0,1% dimetylosulfotlenku. Najlepsze efekty w utrwalaniu tkanek uzyskiwaliśmy stosując świeżo przygotowane roztwory PFA zamiast mrożonych alikwotów. Przygotować wystarczającą ilość roztworu, aby w pełni zanurzyć dorosłego danio pręgowanego podczas sekcji.
- Napełnić kuwetę sekcyjną wystarczającą ilością roztworu utrwalającego, aby zanurzyć dorosłego danio pręgowanego podczas sekcji. Kolejne kroki wykonujemy z kuwetą umieszczoną pod mikroskopem, który można ustawić w dygestorium, aby zminimalizować ekspozycję na zapachy środków utrwalających.
- Do sekcji wybrać dorosłego danio pręgowanego w wieku od 3 do 6 miesięcy.
- Eutanazować rybę, umieszczając ją w naczyniu z 0,2% tricainem o pH 7,0 na około 5 minut, uważnie obserwując, czy skrzela i serce przestały bić.
- Używając łyżki, wyjąć rybę z kąpieli w tricainie wraz z niewielką ilością roztworu, odlać płyn i delikatnie położyć zwierzę na ręczniku papierowym.
- Za pomocą ostrych nożyczek sekcyjnych odciąć głowę zwierzęcia, wykonując nacięcie tuż za pokrywą skrzelową (Rycina 1, ścieżka A). Głowę wyrzucić do pojemnika na odpady biologiczne, a zwierzę natychmiast umieścić w kuwecie sekcyjnej z PFA.
- Używając nożyczek sekcyjnych, otworzyć ciało zwierzęcia, wykonując długie nacięcie brzuszne, zaczynając od głowy i kończąc na ogonie u nasady płetwy ogonowej (Rycina 1, ścieżka B), utrzymując ciało częściowo zanurzone podczas procedury.
- Usunąć narządy wewnętrzne zwierzęcia za pomocą pęsety sekcyjnej i umieścić je w odpadach biologicznych. Należy uważać, aby nie dotykać grzbietowej ściany ciała, ponieważ tam znajduje się nerka (Rycina 2).
- Użyć igieł sekcyjnych, aby rozsunąć i przypiąć ściany ciała, ustawiając igły pod kątem umożliwiającym wizualizację nerki. Nerka będzie miała charakterystyczny kształt (głowa, siodło, ogon) i kolor, z przeplatającą się pigmentacją o czarnym odcieniu (Rycina 2). Można również dostrzec aortę wypełnioną krwią obwodową, która biegnie wzdłuż linii środkowej struktury narządu.
- Utrwalać próbkę przez noc, umieszczając kuwetę w temperaturze 4°C po zakończeniu rozmieszczenia pożądanych próbek.
- Następnego dnia usunąć roztwór PFA z kuwety i zastąpić go 1x PBST.
- Używając precyzyjnej pęsety, ostrożnie oddzielić nerkę od grzbietowej ściany ciała, używając jednej pęsety do uniesienia nerki podczas oddzielania narządu od leżących pod nim tkanek łącznych. Tkanka nerki będzie miękka i plastyczna dzięki obecności DMSO w roztworze utrwalającym, co umożliwi wycięcie całego narządu nerki w jednym kawałku.
- Użyć pipety transferowej z szerokim otworem, aby przenieść nerkę do probówki do mikrocentryfugi.
- Nerkę można teraz poddać dalszej obróbce w celu przeprowadzenia badań histologicznych lub badań ekspresji genów in situ w preparatach całych, w zależności od celu badania.
3. Reprezentatywne wyniki:
Kroki przedstawione schematycznie na rysunku 1 opisują procedurę sekcji. Nerka może zostać zidentyfikowana na podstawie jej charakterystycznego kształtu i ubarwienia oraz lokalizacji anatomicznej na grzbietowej ścianie jamy ciała zwierzęcia, co pokazano na rysunku 2. Po sekcji utrwalonego preparatu nerki można zastosować hybrydyzację in situ całych preparatów w celu zlokalizowania ekspresji badanego genu, jak pokazano na rysunku 3.
Rysunek 1: Procedura umożliwiająca bezpośredni dostęp do sekcji nerki dorosłego danio pręgowanego. (A) Uśpiona ryba danio pręgowany jest sekcjowana etapami (wskazanymi przez numery i strzałki), aby zapewnić badaczowi najłatwiejszy dostęp do całego narządu nerki. Zdjęcia jamy brzusznej przed (B) i po (C) usunięciu narządów brzusznych.
Rycina 2: Wizualizacja nerki danio pręgowanego w próbce niefiksowanej. Po usunięciu organów z jamy ciała nerka jawi się jako pojedynczy, spłaszczony organ przylegający do grzbietowej ściany ciała za pomocą tkanek łącznych (A); przedstawiono ją w formie schematu (B), aby ukazać jej kształt anatomiczny.
Rycina 3: Hybrydyzacje in situ całego preparatu wykonane na całym narządzie nerki dorosłego osobnika. (A) Transkrypty cadherin17 są wykrywane w kanaliku nefronów nerki dorosłego osobnika, powiększenie w (A’). (B) Transkrypty mafba są zlokalizowane w typach komórek proksymalnych nefronu w nerce dorosłego osobnika (porównać z całym kanalikiem w panelu A). (B’) Powiększony widok ekspresji mafba ujawnia, że transkrypty są specyficznie zlokalizowane w komórkach podocytów (P) filtra krwi (kłębuszka) oraz w kanalikach krętych bliższych (PCT).
Dyskusja
Dorosłe komórki macierzyste są dynamicznymi i niezbędnymi komponentami, które utrzymują formę organizmu dorosłego1. Dorosłe komórki macierzyste mogą również służyć do przeciwdziałania uszkodzeniom, jakich organizm ulega w stanach chorobowych, a dysfunkcja lub utrata dorosłych komórek macierzystych może prowadzić do spadku funkcji narządów; przypisuje się im także rolę w napędzaniu procesów nowotworowych oraz przyczynianiu się do starzenia. Dorosłe komórki macierzyste wykazują właściwości komórkowe, które odróżniają je od zróżnicowanych typów komórek. Podczas podziału komórkowego dorosłe komórki macierzyste są zdolne do samoodnawiania oraz produkcji komórek progenitorowych, które z kolei mogą dawać początek odrębnym zróżnicowanym potomkom. Istnieje duże zainteresowanie zrozumieniem szlaków regulujących decyzje dotyczące losu komórki oraz potencjału dorosłych komórek macierzystych ze względu na ich istotną rolę w homeostazie tkankowej1. Na przykład wielu naukowców dąży obecnie do zidentyfikowania sygnałów, które utrzymują różne populacje dorosłych komórek macierzystych w ich niszy, czyli wyspecjalizowanym mikrośrodowisku, oraz do zbadania, w jaki sposób nisza ta jest oddziaływana przez czynniki humoralne.
Dorosłe hematopoetyczne komórki macierzyste (HSC) są komórkami pluripotencjalnymi, które napędzają ciągłą odnowę komórek krwi u zwierząt8. Hematopoeza to dynamiczny proces nieustannie przebiegający w trakcie życia organizmu kręgowca, ponieważ dojrzałe, zróżnicowane typy komórek krwi są krótkotrwałe i w związku z tym muszą być regularnie uzupełniane. Podczas podziałów HSC zaspokajają to kluczowe zapotrzebowanie poprzez samoodnawianie oraz wytwarzanie serii prekursorów, z których powstają linie erytroidalna, megakariocytarna, limfoidalna i mieloidalna. Każdy z tych typów komórek krwi pełni unikalne funkcje w krwiobiegu, w tym zapewnianie wymiany gazowej w tkankach, uszczelnianie uszkodzeń naczyń krwionośnych poprzez tworzenie skrzepów lub mechanizmy obronne przeciwko naciekającym patogenom. Choć HSC są znane od wielu lat, wiele fascynujących pytań dotyczących tych niezwykłych komórek pozostaje bez odpowiedzi. Niedawne badania zidentyfikowały podklasy HSC o różnych właściwościach długoterminowego samoodnawiania oraz wyjaśniły składniki niszy i sygnały modulujące zachowanie HSC8. Danio pręgowany stał się obecnie jednym z fundamentów paradygmatów badań nad hematopoezą, dzięki cechom genetycznym i molekularnym tego modelu zwierzęcego8. Badania z wykorzystaniem danio pręgowanego doprowadziły do nowych spostrzeżeń na temat biologii HSC, które są konserwatywne u wyższych kręgowców, takich jak ssaki, co podkreśla biomedyczną istotność badań nad krwią ryb8.
Historycznie wiedza na temat HSC utorowała drogę do badań mających na celu ustalenie, czy inne organy ciała są regenerowane przez dorosłe komórki macierzyste. Obecnie uznaje się istnienie licznych populacji dorosłych komórek macierzystych, rozmieszczonych w różnych strukturach – od mózgu, przez jelita, aż po skórę i mięśnie szkieletowe. Dalsze wysiłki w dziedzinie komórek macierzystych dążą do zidentyfikowania mechanizmów, dzięki którym dorosłe komórki macierzyste, a nawet inne zróżnicowane typy komórek, mogą wykazywać zwiększoną potencjalność w różnych warunkach.
W odniesieniu do nerek, wśród nefrologów toczy się ożywiona dyskusja na temat tego, czy istnieją macierzyste komórki nerek16. Niezależne badania udokumentowały populacje komórek nerkowych u ssaków, które wykazują różny stopień potencjału regeneracyjnego, jednak spójne zrozumienie tych doniesień nie zostało jeszcze osiągnięte. Co ciekawe, istnieją silne dowody wspierające tezę, że wiele gatunków ryb posiada komórki zdolne do skutecznego napędzania regeneracji uszkodzonych nefronów, a także do tworzenia całkowicie nowych nefronów w wieku dorosłym9. Niedawne prace zidentyfikowały molekularne cechy charakterystyczne dla dorosłych komórek macierzystych nerek u danio-ostrobramka10,11 oraz wykazały potencjał do samoodnawiania tych tak zwanych komórek macierzystych/progenitorowych nerek (RPCs)11. Konieczne są dalsze badania, aby ustalić, czy analogiczne komórki nerkowe występują u ssaków. Niemniej jednak, kontynuowanie poszukiwań w zakresie mechanizmów komórkowych i molekularnych regulujących RPCs u ryb może dostarczyć wiedzy na temat tego, jak stymulować zdolności regeneracyjne w nerkach ssaków. Jest oczywiste, że wiele kwestii dotyczących RPCs pozostaje niezrozumiałych, a liczne narzędzia dostępne obecnie dla badaczy danio-ostrobramka mogą zostać wykorzystane do rozwiązania tych intrygujących problemów.
W niniejszym protokole opisujemy metodę anatomicznej identyfikacji i preparowania nerki dorosłego danio przebrósławionego (zebrafish). Do preparowania nerki można zastosować alternatywne kroki, takie jak otwarcie jamy brzusznej za pomocą nacięcia brzusznego przy użyciu nożyc chirurgicznych; jednakże największą skuteczność w uzyskaniu dostępu do całej nerki odnotowaliśmy w przypadku rozpięcia ścian brzusznych szpilkami i usunięcia głowy. Obie metody preparowania mogą być stosowane przez badaczy krwi oraz nerek pragnących izolować i pracować z tymi typami komórek. Należy zauważyć, że opisana przez nas metoda izolacji i pracy z nerką dorosłego danio przebrósławionego nie jest ograniczona wyłącznie do naukowców zajmujących się biologią dorosłych komórek macierzystych, ponieważ preparowanie tego organu może ułatwić badania nad szerokim zakresem zagadnień, od fizjologii po procesy starzenia. Co więcej, metoda ta może być łączona z innymi technologiami, takimi jak transgeneza, w celu molekularnego znakowania, a następnie oczyszczania i badania poszczególnych subpopulacji komórek krwi lub nerek z osobników typu dzikiego lub mutantów genetycznych danio przebrósławionego11. W przyszłości tak szczegółowe procedury oczyszczania typów komórek macierzystych i progenitorowych będą kluczowe dla zdobycia wiedzy o regulacji ich zachowania, ponieważ testy funkcjonalne, takie jak transplantacja lub hodowla progenitorów, stanowią podstawę definiowania potencji i tożsamości tych komórek. Ostatnie postępy w metodach hodowli progenitorów hematopoetycznych otwierają wiele nowych kierunków badań i mogą zostać zaadaptowane do hodowli populacji nerkowych17. Genetyka chemiczna danio przebrósławionego odniosła sukces w identyfikacji szlaków modulujących HSC i progenitory nerkowe w różnych kontekstach18-20 i pozostanie użytecznym kierunkiem badań w połączeniu z wyżej wymienionymi technikami biologii komórki. Podsumowując, model danio przebrósławionego przyczynił się do wielu przełomowych odkryć w dziedzinie hematologii i nefrologii, a dalsze badania w tych obszarach obiecują dostarczenie kolejnych transformacyjnych spostrzeżeń w nadchodzących latach.
Oświadczenia
Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
R.A.W. pragnie podziękować członkom laboratoriów badawczych Zon i Davidson za ich niezliczone wkłady w pomoc przy opracowywaniu strategii, które sukcesywnie kształtowały tę technikę sekcji u dorosłych danio pręgowanych w ciągu ostatniej dekady. Ponadto chcielibyśmy wyrazić wdzięczność pracownikom Notre Dame Center for Zebrafish Research za zapewnienie doskonałej, stałej opieki hodowlanej nad naszą kolonią danio pręgowanych. R.A.W. pozyskał fundusze na badania z grantu NIH-NIDDK nr DK083512 oraz hojne fundusze na rozpoczęcie działalności laboratoryjnej z University of Notre Dame.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Nożyczki do sekcji | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5882 | |
| Pinceta do sekcji | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5010 | |
| Pinceta kątowa do sekcji | Roboz Surgical Instruments Co. | RS-5058 | |
| Trykaina | Sigma-Aldrich | E10521 | |
| Paraformaldehyd | Electron Microscopy Sciences | 19210 |
Bibliografia
- Stocum, D. L., Zupanc, G. K. Stretching the limits: stem cells in regeneration science. Dev. Dyn. 237, 3648-3671 (2008).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat. Rev. Genet. 8, 353-367 (2007).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullman, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), (2010).
- Mione, M. C., Trede, N. S. The zebrafish as a model for cancer. Dis. Model Mech. 3, 517-523 (2010).
- Zon, L. I. Developmental biology of hematopoiesis. Blood. 86, 2876-2891 (1995).
- Davidson, A. J., Zon, L. I. The 'definitive' (and 'primitive') guide to zebrafish hematopoiesis. Oncogene. 23, 7233-7246 (2004).
- Orkin, S. H., Zon, L. I. Hematopoiesis: an evolving paradigm for stem cell biology. Cell. 132, 631-644 (2008).
- Reimschuessel, R. A fish model of renal regeneration and development. ILAR J. 42, 285-291 (2001).
- Zhou, W., Boucher, R. C., Bollig, F., Englert, C., Hildebrandt, F. Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebrafish. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 299, F1040-F1047 (2010).
- Diep, C. Q., Ma, D., Holm, T., Naylor, R., Arora, N., Wingert, R., Bollig, F., Djordjevic, G., Lichman, B., Zhu, H. Identification of adult nephron progenitors capable of kidney regeneration in zebrafish. Nature. 470, 95-100 (2011).
- Traver, D., Paw, B. H., Poss, K. D., Penberthy, W. T., Lin, S., Zon, L. I. Transplantation and in vivo imaging of multilineage engraftment in zebrafish bloodless mutants. Nat. Immunol. 4, 1238-1246 (2003).
- Weber, G. J., Choe, S. E., Dooley, K. A., Paffett-Lugassy, N. N., Zhou, Y., Zon, L. I. Mutant-specific gene programs in the zebrafish. Blood. 106, 521-530 (2005).
- Sumanas, S., Jorniak, T., Lin, S. Identification of novel vascular endothelial-specific genes by the microarray analysis of the zebrafish cloche mutants. Blood. 106, 534-541 (2005).
- Burns, C. E., Traver, D., Mayhall, E., Shepard, J. L., Zon, L. I. Hematopoietic stem cell fate is established by the Notch-Runx pathway. Genes Dev. 19, 2331-2342 (2005).
- Little, M. H., Bertram, J. F. Is there such a thing as a renal stem cell. J. Am. Soc. Nephrol. 20, 2112-2117 (2009).
- Stachura, D. L., Reyes, J. R., Bartunek, P., Paw, B. H., Zon, L. I., Traver, D. Zebrafish kidney stromal cell lines support multilineage hematopoiesis. Blood. 114, 279-289 (2009).
- North, T. E., Goessling, W., Walkley, C. R., Lengerke, C., Kopani, K. R., Lord, A. M., Weber, G. J., Bowman, T. V., Jang, I. H., Grosser, T. Prostaglandin E2 regulates vertebrate haematopoietic stem cell homeostasis. Nature. 447, 1007-1011 (2007).
- Wingert, R. A., Selleck, R., Yu, J., Song, H. D., Chen, Z., Song, A., Zhou, Y., Thisse, B., Thisse, C., McMahon, A. P., Davidson, A. J. The cdx genes and retinoic acid control the positioning and segmentation of the zebrafish pronephros. PLoS Genet. 3, 1922-1938 (2007).
- de Groh, E. D., Swanhart, L. M., Cosentino, C. C., Jackson, R. L., Dai, W., Kitchens, C. A., Day, B. W., Smithgall, T. E., Hukriede, N. A. Inhibition of histone deacetylase expands the renal progenitor cell population. J. Am. Soc. Nephrol. 21, 794-802 (2010).
Przedruki i uprawnienia
Przeglądaj więcej artykułów
