Prezentujemy proces metalacji, oczyszczania i charakterystyki kompleksów lantanowców. Opisane tutaj kompleksy mogą być sprzęgane z makrocząsteczkami, co umożliwia śledzenie tych cząsteczek za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przygotowanie, oczyszczanie i charakterystyka kompleksów lantanowców do zastosowania jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ligandy oparte na poliaminopolikarboksylanach są powszechnie stosowane do chelatowania jonów lantanowców, a otrzymane w ten sposób kompleksy są użyteczne jako środki kontrastowe w obrazowaniu rezonansem magnetycznym (MRI). Wiele dostępnych komercyjnie ligandów jest szczególnie przydatnych, ponieważ zawierają one grupy funkcyjne umożliwiające szybką, wysokiej czystości i wysokowydajną koniugację z makrocząsteczkami i biomolekułami za pomocą aktywowanych estrów reaktywnych wobec amin, grup izotiocyjanianowych lub maleimidów reaktywnych wobec tioli. Chociaż metalacja tych ligandów jest uważana za wiedzę powszechną w dziedzinie chemii biokoniugacji, przy wyborze substratów metalicznych należy wziąć pod uwagę subtelne różnice w procedurach metalacji. Ponadto istnieje wiele opcji oczyszczania i charakteryzacji, a wybór najskuteczniejszej procedury zależy częściowo od wyboru substratów. Te subtelne różnice są często pomijane w publikowanych protokołach. Naszym celem jest tutaj zaprezentowanie powszechnych metod metalacji, oczyszczania i charakteryzacji kompleksów lantanowców, które mogą być stosowane jako środki kontrastowe w MRI (Rysunek 1). Spodziewamy się, że niniejsza publikacja umożliwi naukowcom z obszaru nauk biomedycznych włączenie reakcji kompleksowania lantanowców do ich zestawu powszechnie stosowanych reakcji poprzez ułatwienie wyboru substratów i metod oczyszczania.
Protokół
1. Metalacja przy użyciu soli LnCl3
- Rozpuścić ligand w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu 30-265 mM. W tym filmie ligand kwas 2-(4-izotiocyjanobenzylo)-dietylenotriaminopentaoctowy (p-SCN-Bn-DTPA) został użyty w stężeniu 73 mM.
- Dostosować pH roztworu ligandu do wartości od 5,5 do 7,0, dodając 1 M NH4OH. W tym filmie użyto 0,2 mL roztworu 1 M NH4OH.
- Rozpuścić 1-2 ekwiwalenty LnCl3 w wodzie, aby otrzymać roztwór o stężeniu 5-100 mM. W tym filmie użyto EuCl3 i GdCl3 w stężeniach 11 mM. Często stosuje się nadmiar metalu, aby doprowadzić metalację do końca i w konsekwencji uprościć proces oczyszczania.
- Dodać roztwór LnCl3 do roztworu ligandu podczas mieszania.
- Po dodaniu LnCl3 dostosować pH otrzymanej mieszaniny reakcyjnej do wartości od 5,5 do 7,0, dodając 0,2 M NH4OH. W tym filmie łącznie użyto 0,5 mL roztworu 0,2 M NH4OH. Jeśli ligand zawiera grupy funkcyjne wrażliwe na działanie kwasów, dostosowywać pH wielokrotnie podczas tego etapu. OSTROŻNIE – jeśli roztwór stanie się zbyt zasadowy, wszelkie grupy funkcyjne wrażliwe na zasady, takie jak izotiocyjaniany, staną się niezdatne do koniugacji.
- Monitorować reakcję poprzez pomiary pH. Reakcja jest zakończona, gdy wartość pH pozostaje stała.
2. Opracowanie z podwyższeniem pH (nieujęte w tym filmie, ale zalecane dla ligandów bez grup funkcyjnych wrażliwych na zasady)
- Do mieszaniny reakcyjnej dodać stężony NH4OH w celu dostosowania pH do wartości ≥1. Ten etap spowoduje wytrącenie wszelkich niezwiązanych metali w formie nierozpuszczalnego wodorotlenku.
- Przesączyć nadsącz przez filtr 0,2 μm. Jeśli mieszanina reakcyjna zapycha filtr, zaleca się odwirowanie i zdekantowanie przed filtrowaniem.
- W przypadku, gdy dializa nie będzie wykonywana, usunąć rozpuszczalnik pod zmniejszonym ciśnieniem (zaleca się odparowanie rotacyjne lub liofilizację).
- Kroki 2.1-2.3 można powtórzyć, jeśli w próbce pozostają wolne lantanowce.
3. Obróbka poprzez dializę
- Odciąć rurkę do dializy na odpowiednią długość (zgodnie z wytycznymi producenta), aby pomieścić objętość próbki, pozostawiając dodatkowy zapas (około 10% objętości próbki). W tym filmie zastosowano membranę z granicą odcięcia masy cząsteczkowej (MWCO) 10-50 daltonów, ale w razie potrzeby można zastosować rurki o większym MWCO, jeśli koniugacja zostanie przeprowadzona przed metalacją. Alternatywnie, zamiast rurek do dializy, można użyć kaset do dializy.
- Jeśli wytyczne producenta tak stanowią, namoczyć odciętą rurkę do dializy w wodzie przez 15 min w temperaturze pokojowej.
- Napełnić zbiornik do dializy (w tym filmie użyto zlewki o pojemności 1 L) wodą (dializatem). Objętość dializatu powinna być około 10-krotnie większa od objętości próbki.
- Złożyć dwukrotnie jeden koniec rurki i zabezpieczyć złożoną część zaciskiem do dializy. Owinąć koniec zamknięcia gumką recepturką, aby upewnić się, że pozostanie ono szczelne podczas dializy.
- Przefiltrować mieszaninę reakcyjną przez filtr 0,2 μm i wprowadzić filtrat do otwartego końca rurki, uważając, aby jej nie przerwać. Należy pozostawić wystarczającą przestrzeń nad próbką, aby móc zamknąć rurkę.
- Złożyć dwukrotnie pozostały otwarty koniec rurki, zabezpieczyć zaciskiem i owinąć gumką recepturką, zgodnie z krokiem 3.4.
- Do zacisku na jednym końcu rurki do dializy przymocować gumką recepturką szklaną fiolkę wypełnioną powietrzem. Do drugiego zacisku przymocować fiolkę z piaskiem. Fiolki te zapewniają, że rurka pozostanie zanurzona w dializacie.
- Umieścić wypełnioną rurkę w zbiorniku z dializatem.
- Mieszać dializat za pomocą mieszadła magnetycznego z małą prędkością (bez wirowania) w temperaturze pokojowej.
- Wymienić dializat 3 razy w ciągu doby (w tym filmie dializat wymieniano po 2,5, 6,5 i 1,5 h), a następnie kontynuować dializę przez noc (łącznie przez 20-28 h).
- Wyjąć rurkę do dializy z dializatu i ostrożnie otworzyć jedno zamknięcie, aby usunąć próbkę. Przemyć rurkę do dializy 3 razy wodą i połączyć płukanki z próbką.
- Usunąć wodę pod zmniejszonym ciśnieniem. W tym filmie zastosowano liofilizację.
4. Ocena obecności wolnego metalu
- Rozpuścić kompleks metalu w buforze octanowym (przygotowanie buforu: rozpuścić 1,4 mL kwasu octowego w 40 mL wody, dostosować pH do 5,8 za pomocą 1 M NH4OH i dodać wodę do uzyskania objętości całkowitej 50 mL), a następnie dodać wskaźnik ksylenol pomarańczowy (16 μM w buforze o pH 5,8). W tym filmie 0,3 mg kompleksu rozpuszczono w 0,3 mL buforu i dodano 3 mL roztworu wskaźnika.
- Wykryć obecność wolnego metalu poprzez obserwację zmiany barwy wskaźnika z żółtej na fioletową.
- W razie potrzeby ilość wolnego metalu można określić ilościowo, sporządzając krzywą kalibracyjną1. Alternatywnie zamiast ksylenolu pomarańczowego można użyć barwnika arsenazo III2. Jeśli w próbce pozostał wolny metal, przed przeprowadzeniem charakterystyki należy ją dodatkowo oczyścić za pomocą dializy, kolumny odsalającej lub wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC).
5. Wyznaczenie liczby cząsteczek wody w sferze hydratacyjnej (q)
- Przygotować roztwór kompleksu zawierającego EuIII (~1 mM) w H2O oraz drugi roztwór o tym samym stężeniu w D2O. Przed analizą roztwór w D2O należy odparować i rozpuścić w D2O trzykrotnie, aby usunąć resztkową H2O.
- Wlać roztwór wodny do czystej kuwety i umieścić kuwetę w spektrofluorometrze.
- Wyonać skanowanie wzbudzenia i emisji w celu wyznaczenia maksimów dla każdego z nich (~395 nm i ~595 nm odpowiednio).
- Przeprowadzić eksperyment pomiaru czasu zaniku fosforescencji, stosując następujące parametry: długości fali wzbudzenia i emisji wyznaczone w kroku 5.3, szerokości szczelin wzbudzenia i emisji (5 nm), liczbę błysków (10), opóźnienie początkowe (0.01 ms), opóźnienie maksymalne (13 ms) oraz przyrost opóźnienia (0.1 ms). Warunki te są odpowiednie dla większości kompleksów, jednak wartości maksymalnego opóźnienia i przyrostu można zwiększyć lub zmniejszyć w przypadku związków o ekstremalnie długich lub ekstremalnie krótkich czasach zaniku.
- Powtórzyć krok 5.4 z roztworem w D2O przygotowanym w kroku 5.1.
- Na podstawie danych o zaniku luminescencji uzyskanych w punktach 5.4 i 5.5, wykreślić logarytm naturalny intensywności w funkcji czasu. Nachylenie tych linii odpowiada szybkościom zaniku (τ-1) (Rysunek 2). W tym filmie do wygenerowania wykresów logarytmu naturalnego z surowych danych użyto programu Microsoft Excel 207. Szybkości zaniku należy podstawić do równania opracowanego przez Horrocksa i współpracowników (równ. 1)3. Jeśli ligand zawiera grupy OH lub NH skoordynowane z metalem, równanie musi zostać zmodyfikowane przed użyciem3.
równ. 1: 
6. Pomiary relaksywności
- Wybierz żądany tryb aplikacji w analizatorze czasu relaksacji: T1 (czas relaksacji podłużnej) lub T2 (czas relaksacji poprzecznej).
- Przygotuj serię próbek zawierających różne stężenia Gd.IIIkompleks w rozpuszczalniku wodnym. W tym filmie jako rozpuszczalnik wykorzystano wodę i przygotowano roztwory o stężeniach 10,0, 5,0, 2,50, 1,25, 0,625 i 0 mM. Można zastosować inne wodne rozpuszczalniki lub bufory, jednak ważne jest użycie rozpuszczalnika jako próbki ślepej. Końcowa objętość próbki zależy od urządzenia, z którego się korzysta.
- Umieść próbkę w urządzeniu i odczekaj 5 min, aż wyrówna się ona z temperaturą instrumentu (37 °C w tym filmie).
- Wyznaczyć czas relaksacji (w jednostkach s), dostosowując parametry oprogramowania w celu uzyskania gładkiej krzywej wykładniczej dla T1 lub T2 (reprezentatywne krzywe dla T1 i T2 przedstawiono na rysunku 3).
- Powtórz kroki 6.3 i 6.4 dla wszystkich próbek, w tym dla próby ślepej.
- Oblicz wartość odwrotną zmierzonej T1 lub T2 wartości w jednostkach s-1.
- Nanieś na wykres T1-1 lub T2-1 wartości w stosunku do GdIII stężenie (w jednostkach mM). Ze względu na higroskopijną naturę GdIIIkompleksy zawierające Gd, potwierdź stężenie GdIII przy użyciu spektrometrii absorpcyjnej z atomizacji lub spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie. Wykreśloną zależność dopasowano do linii prostej. Reprezentatywny wykres przedstawiono na rysunku 4.
- Nachylenie dopasowanej prostej to relaksywność (r1 lub r2 dla T1 i T2odpowiednio) i posiada jednostkę mM-1s-1.
7. Reprezentatywne wyniki
Reprezentatywne dane dla etapów opisanych w niniejszym protokole zostały zamieszczone w sekcji Tabele i Ryciny. Oprócz charakterystyki liczby koordynacyjnej wody i relaksywności opisanej w protokole, ważne jest scharakteryzowanie produktów końcowych przy użyciu standardowych technik chemicznych. Tożsamość związku można określić za pomocą spektrometrii mas; reprezentatywne widma masowe wykazujące diagnostyczne rozkłady izotopowe dla kompleksów zawierających GdIII i EuIII przedstawiono na Rycini 5. Ponadto w przypadku kompleksów zawierających lantanowce inne niż GdIII do identyfikacji produktu można wykorzystać spektroskopię NMR. Do oceny czystości kompleksu można zastosować HPLC, analizę elementarną lub obie te metody.
Rycina 1. Ogólny schemat metalacji i oczyszczania: Schemat przedstawiający ogólną procedurę metalacji oraz przyczyny wyboru różnych dróg oczyszczania.
Rysunek 2. Wykres natężenia luminescencji: Reprezentatywny wykres naturalnego logarytmu natężenia w funkcji czasu z sekcji 5. Nachylenia linii wyznaczonych z podobnych krzywych uzyskanych dla wody i D2O2Roztwory O stosuje się wraz z równaniem 1 do wyznaczenia liczby koordynacyjnej cząsteczek wody dla EuIIIkompleksy zawierające.
Rycina 3. Krzywe czasu zaniku relaksacji: reprezentatywne dane dla (lewej) T1 oraz (prawo) T2 pozyskiwanie danych. Odchylenia od tych kształtów krzywych prowadziłyby do uzyskania niewiarygodnych danych.
Rycina 4. Wyznaczanie relaksywności: Reprezentatywny wykres zależności 1/T1 w funkcji stężenia GdIIINachylenie dopasowanej linii jest relaksywnością i ma jednostkę mM⁻¹s⁻¹.-1s-1.
Rycina 5. Widma masowe: Reprezentatywne widma masowe przedstawiające diagnostyczne wzory izotopowe dla (po lewej) GdIIIkompleksy zawierające [substancję] i (po prawej) EuIIIkompleksy zawierające [element]. Czarne piki Gaussa reprezentują teoretyczny rozkład izotopowy, a czerwone linie są danymi rzeczywistymi.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Biorąc pod uwagę rosnącą liczbę publikacji obejmujących środki kontrastowe oparte na lantanowcach4-14, istotne jest, aby zachować szczególną staranność podczas przygotowywania, oczyszczania i charakteryzacji produktów w celu zapewnienia powtarzalnych i porównywalnych wyników. Kompleksy te są często uznawane za trudniejsze do oczyszczenia i scharakteryzowania w porównaniu z cząsteczkami organicznymi ze względu na ich paramagnetyczny charakter oraz wrażliwość grup funkcyjnych, które mogłyby zostać wykorzystane d...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zgłoszono konfliktów interesów.
Podziękowania
Wyrażamy wdzięczność za fundusze startowe z Wayne State University (MJA), grant z American Foundation for Aging Research (SMV) oraz Pathway to Independence Career Transition Award (R00EB007129) z National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering w ramach National Institutes of Health (MJA).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| EuCl23∙6 h2O | Sigma-Aldrich | 203254-5G | |
| p-SCN-Bn-DTPA | Makrocykle | B-305 | |
| wodorostek amonu | EMD Millipore | AX1303-3 | |
| Membrana dializacyjna z estru celulozy (CE) Spectra/Por Biotech – 50 D MWCO | Fisher Scientific | 68-671-24 | |
| Jednostki filtrujące Millipore IC Millex-LG | Fisher Scientific | SLLG C13 NL | |
| tetrasodowa sól pomarańczowego ksylenolu | Alfa Aesar | 41379 | |
| kwas octowy | Fluka | 49199 | |
| D2O | Cambridge Isotope Laboratories | DLM-4-25 | |
| oczyszczacz wody | ELGA | Purelab Ultra | |
| wysokosprawna chromatografia cieczowa i spektrometria mas | Shimadzu Corporation | LCMS-2010EV | |
| analizator czasu relaksacji | Bruker Corporation | MQ60 MiniSpec | |
| Spektrofotometr UV-Vis | Fisher Scientific | 20-624-00092 | |
| liofilizator | Fisher Scientific | 10-030-133 | |
| pH-metr | Hanna Instruments | HI 21 | |
| spektrofluorometr | Horiba Instruments Inc | Fluoromax-4 | |
| Kalkulator masy cząsteczkowej wersja 6.46 autorstwa Matthew Monra–, pobrano 17 października 209 r. |  http://ncrr.pnl.gov/software/ | Kalkulator masy cząsteczkowej |
Bibliografia
- Barge, A., Cravotto, G., Gianolio, E., Fedeli, F. How to determine free Gd and free ligand in solution of Gd chelates. A technical note. Contrast Med. Mol. Imaging. 1, 184-188 (2006).
- Nagaraja, T. N., Croxen, R. L., Panda, S., Knight, R. A., Keenan, K. A., Brown, S. L., Fenstermacher, J. D., Ewing, J. R. Application of arsenazo III in the preparation and characterization of an albumin-linked, gadolinium-based macromolecular magnetic resonance contrast agent. J. Neurosci. Methods. 157, 238-245 (2006).
- Supkowski, R. M., Horrocks, W. D. On the determination of the number of water molecules, q, coordinated to europium(III) ions in solution from luminescence decay lifetimes. Inorg. Chim. Acta. 340, 44-48 (2002).
- Menjoge, A. R., Kannan, R. M., Tomalia, D. A. Dendrimer-based drug and imaging conjugates: design considerations for nanomedical applications. Drug Discovery Today. 15, 171-185 (2010).
- Que, E. L., Chang, C. J. Responsive magnetic resonance imaging contrast agents as chemical sensors for metals in biology and medicine. Chem. Soc. Rev. 39, 51-60 (2010).
- Uppal, R., Caravan, P. Targeted probes for cardiovascular MR imaging. Future Med. Chem. 2, 451-470 (2010).
- Major, J. L., Meade, T. J. Bioresponsive, cell-penetrating, and multimeric MR contrast agents. Acc. Chem. Res. 42, 893-903 (2009).
- Datta, A., Raymond, K. N. Gd-hydroxypyridinone (HOPO)-based high-relaxivity magnetic resonance imaging (MRI) contrast agents. Acc. Chem. Res. 42, 938-947 (2009).
- León-Rodríguez, L. M. D., Lubag, A. J. M., Malloy, C. R., Martinez, G. V., Gillies, R. J., Sherry, A. D. Responsive MRI agents for sensing metabolism in vivo. Acc. Chem. Res. 42, 948-957 (2009).
- Castelli, D. D., Gianolio, E., Crich, S. G., Terreno, E., Aime, S. Metal containing nanosized systems for MR-molecular imaging applications. Coord. Chem. Rev. 252, 2424-2443 (2008).
- Caravan, P., Ellison, J. J., McMurry, T. J., Lauffer, R. B. Gadolinium(III) chelates as MRI contrast agents: structure, dynamics, and applications. Chem. Rev. 99, 2293-2352 (1999).
- Lauffer, R. B. Paramagnetic metal complexes as water proton relaxation agents for NMR imaging: theory and design. Chem. Rev. 87, 901-927 (1987).
- Yoo, B., Pagel, An overview of responsive MRI contrast agents for molecular imaging. Front. Biosci. 13, 1733-1752 (2008).
- Pandya, S., Yu, J., Parker, D. Engineering emissive europium and terbium complexes for molecular imaging and sensing. Dalton Trans. 23, 2757-2766 (2006).
- Nwe, K., Xu, H., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Ileva, L., Riffle, L., Wong, K. J., Brechbiel, M. W. A new approach in the preparation of dendrimer-based bifunctional diethylenetriaminepentaacetic acid MR contrast agent derivatives. Bioconjugate Chem. 20, 1412-1418 (2009).
- Nwe, K., Bernardo, M., Regino, C. A. S., Williams, M., Brechbiel, M. W. Comparison of MRI properties between derivatized DTPA and DOTA gadolinium-dendrimer conjugates. Bioorg. Med. Chem. 18, 5925-5931 (2010).
- Caravan, P., Das, B., Deng, Q., Dumas, S., Jacques, V., Koerner, S. K., Kolodziej, A., Looby, R. J., Sun, W. -C., Zhang, Z. A lysine walk to high relaxivity collagen-targeted MRI contrast agents. Chem. Commun. , 430-432 (2009).
- León-Rodríguez, L. M. D., Kovacs, Z. The synthesis and chelation chemistry of DOTA-peptide conjugates. Bioconjugate Chem. 19, 391-402 (2008).
- Boswell, C. A., Eck, P. K., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Wong, K. J., Milenic, D. E., Choyke, P. L., Brechbiel, M. W. Synthesis, characterization, and biological evaluation of integrin αVβ3-targeted PAMAM dendrimers. Mol. Pharm. 5, 527-539 (2008).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
