Artykuł metodologiczny

Pomiar złożonych potencjałów czynnościowych mięśni w mięśniach kończyn przednich myszy in vivo

8 lipca 2025

W tym artykule

Streszczenie

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Źródło: Pollari, E. et al., Elektrofizjologiczny pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni z kończyn przednich w mysich modelach zwyrodnienia neuronów ruchowych.J. Vis. Exp. (2018).

Ten film demonstruje technikę in vivo pomiaru złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u myszy. Przedstawiono w nim kroki ustawiania elektrod, stymulacji neuronów kończyn przednich, które unerwiają włókna mięśniowe, oraz rejestrowania reakcji mięśni. Technika ta ocenia demielinizację neuronów i funkcjonalną utratę neuronów.

Protokół

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące modeli zwierzęcych zostały sprawdzone przez lokalny instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami oraz weterynaryjną komisję rewizyjną JoVE.

1. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt

  1. Wywołać znieczulenie u myszy za pomocą inhalacji izofluranu/tlenu. Stosować 4% izofluranu do indukcji znieczulenia i 2-3% do utrzymania przy przepływie tlenu 2,5 l/min. Dostosuj zawartość procentową izofluranu w celu utrzymania znieczulenia w zależności od stanu myszy, tj. małe i słabe myszy wymagają mniej środków znieczulających. Potwierdź odpowiednie znieczulenie, np. wywierając łagodny nacisk na poduszkę do chodzenia kończyn tylnych, aby sprawdzić, czy nie ma odruchu odstawienia bólu.
  2. Kontroluj temperaturę ciała myszy za pomocą termostatycznej płyty grzewczej o temperaturze 37 °C, aby zapobiec spadkowi temperatury ciała podczas znieczulenia.
  3. Dopasuj mysz do stożka nosowego w celu podtrzymania znieczulenia. Upewnij się, że zwierzę ma wystarczający dopływ tlenu, sprawdzając, czy nos nie blokuje dróg oddechowych i czy zwierzę oddycha równomiernie.
  4. Podczas nagrywania monitoruj, czy mysz jest wystarczająco znieczulona, obserwując częstość oddechów (około 1 Hz w znieczuleniu) i brak odruchu wycofania przy łagodnym ciśnieniu. Stężenie izofluranu należy zwiększyć ręcznie, jeśli znieczulenie nie jest wystarczająco głębokie.
  5. Po pomiarach pozostaw mysz do odzyskania sił na płycie grzewczej lub w cieple lampy na podczerwień, aż odzyska wystarczającą świadomość, aby utrzymać leżący mostek, przez około 2-5 minut. Nie zostawiaj myszy bez opieki i w towarzystwie innych myszy, dopóki w pełni nie wyzdrowieje ze znieczulenia.

2. Pomiar CMAP w kończynach przednich

  1. Użyj elektrod igłowych 27 G do pomiarów CMAP kończyn przednich. Patrz rysunek 1, aby zapoznać się z zalecanymi miejscami umieszczenia elektrod.
  2. Umieść elektrody na kończynach przednich w następujący sposób.
    1. Umieść mysz na poduszce grzewczej w pozycji leżącej na plecach i użyj taśmy klejącej, aby wysunąć obie kończyny przednie po bokach ciała (Rysunek 1B).
    2. Umieść elektrody stymulujące (1 = anoda i 2 = katoda) podskórnie po obu stronach kończyny przedniej, aby wyrównać się z nerwem splotu ramiennego. Unieść skórę, aby wprowadzić igłę prostopadle przez skórę i wepchnąć igłę na około 5 mm pod skórę, nie nakłuwając mięśni znajdujących się pod skórą.
    3. Umieść elektrodę rejestrującą (3) podskórnie na mięśniu dwugłowym ramienia, unosząc skórę. Umieść elektrodę odniesienia (4) na podkładkach do chodzenia na głębokości 3 mm pod kątem 30 stopni. Umieść elektrodę uziemiającą (5) podskórnie z boku myszy.
      nuta: W tej konfiguracji elektrody znajdują się w bliskiej odległości od siebie. Nie dopuszczaj do tego, aby elektrody stykały się ze sobą, ponieważ zniekształca to nagranie.

3. Akwizycja danych

  1. Rozpocznij stymulację, naciskając przycisk powtarzającego się bodźca w jednostce sterującej i przekręć pokrętło regulatora intensywności, aby zwiększyć bodziec. Stymuluj wszystkie aksony za pomocą 1 impulsu/s o czasie trwania bodźca 0,1 ms. Wybierz odpowiednią częstotliwość i czas trwania z menu rozwijanych w oprogramowaniu.
  2. Aby osiągnąć bodźce supramaksymalne (5-20 mA; w warunkach demielinizacyjnych do 60 mA), należy stosować bodźce narastające, obracając pokrętło regulatora intensywności, aż amplituda odpowiedzi CMAP przestanie rosnąć. Następnie należy dodatkowo zwiększyć bodziec o 20%, aby upewnić się, że amplituda CMAP osiągnęła maksymalną odpowiedź. Zakończ stymulację, ponownie naciskając przycisk powtarzającego się bodźca.
  3. Użyj narzędzia markera, aby wskazać następujące punkty w nagraniu: inicjacja bodźca, inicjacja odpowiedzi, maksymalny dodatni szczyt i maksymalny ujemny szczyt (rysunek 2).
  4. Określ opóźnienie (w ms) jako opóźnienie od zainicjowania bodźca do zainicjowania odpowiedzi (ryc. 2). Zdefiniuj inicjację odpowiedzi jako najwcześniejszy punkt, w którym amplituda zaczyna rosnąć. Użyj opóźnienia, aby ocenić demielinizację w aksonach.
  5. Zmierz amplitudę (mV) od maksymalnego ujemnego do maksymalnego dodatniego piku (rysunek 2). Użyj wielkości amplitudy, aby skorelować liczbę aksonów funkcjonalnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

figure-results-1
Rysunek 1. Pozycjonowanie elektrod do pomiarów CMAP.Położenie elektrod przedstawiono dla kończyn tylnych (A) i przednich (B). Elektrody są ponumerowane w następujący sposób: 1: anoda i 2: elektrody stymulujące katodę, 3: aktywna elektroda rejestrująca, 4: elektroda referencyjna i 5: elektroda uziemiająca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wieloskórna elektroda igłowa wielokrotnego użytku, Pl/IrTechnomedTE/S61-434Igła ma 13 mm (0,51") długości, 0,4 mm (27G) średnicy
System elektrodiagnostyczny NatusNeurologia NatusUltraPro S100Aparat EMG
synergiaNeurologia NatusWersja 20.1.0.100Oprogramowanie EMG dla UltraPro S100
Kontroler fizycznyRothacher-Medical GmbHTCAT-2LVPoduszka grzewcza
combi-vet Podstawowy system anestezjologiczny Cyfrowy przepływomierz z parownikiem TEC 3Rothacher & PartnerCV 30-301-DParownik i przepływomierz izofluranu
Iso-Vet 1000 mg/g Piramal Healthcare UK Sp. z o.o.AP/NARKOTYKI/220/96Izofluran
Myszy SOD1-G93ALaboratorium Jacksona#002726Plemię z miotu ALS tg i nie-tg, tylko samice
Myszy PrP-hFUS-WT3Laboratorium Jacksona#017916 Plemiot z grupy kontrolnej ALS tg i nie-tg, wszystkie grupy zrównoważone dla samców i samic
Myszy C57BL/6JaxLaboratorium Jacksona#000664Myszy inne niż tg do aksotomii, samce i samice
Myszy C61-PMP22Linia myszy została hojnie podarowana przez prof. M. Seredę (Instytut Medycyny Doświadczalnej im. Maxa Plancka, Getynga, Niemcy).Kontrolne rodzeństwo z miotu CMT tg i nie-tg, wszystkie grupy zrównoważone dla samców i samic

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Z o ony potencja czynno ciowy mi niaelektrofizjologia in vivorozmieszczenie elektrodstymulacja nerwupomiar latencjianaliza amplitudydemielinizacja neuron wfunkcjonalna utrata neuron wstymulacja supramaksymalna

Powiązane artykuły