Rejestracja potencjału pola lokalnego w wycinkach kory hipokampowo-śródwęchowej myszy

Streszczenie

Źródło: Whitebirch, A. C. Ostre cięcie mózgu myszy w celu zbadania spontanicznej aktywności sieci hipokampa. J. Vis. Exp. (2020)

Film demonstruje procedurę rejestrowania potencjału pola lokalnego (LFP) w wycinkach kory hipokampowo-śródwęchowej myszy. Stymulacja elektryczna jest zapewniona w warstwie promieniowej CA3 hipokampa, co powoduje zmiany potencjału postsynaptycznego w warstwie piramidalnej CA1. Rejestrowana jest łączna zmiana potencjału błonowego neuronów CA1, zwana potencjałem pola lokalnego.

Protokół

Wszystkie procedury związane z pobieraniem próbek zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytutu IRB.

1. Perfuzja przezsercowa

1. Zawieś strzykawkę o pojemności 60 ml jako zbiornik na roztwór do cięcia sacharozy około 18 cali nad blatem (np. za pomocą trójzębnego zacisku obrotowego na pionowym słupku). Przymocuj rurkę do dna zbiornika, przeprowadź rurkę przez rolkę clamp i podłącz drugi koniec rurki do czystej igły 20 G.
2. Napełnij zbiornik o pojemności 60 ml około 30 ml schłodzonego roztworu sacharozy i skieruj linię karbogeniczną do zbiornika sacharozy, aby w sposób ciągły pęcherzykować perfuzat.
   nuta: Upewnij się, że sacharoza przepływa przez rurkę i igłę bez uwięzionych pęcherzyków. Natężenie przepływu powinno być wystarczająco szybkie, aby mieć stały, ciągły strumień kapiącej sacharozy z igły.
3. Za pomocą blendera zmiażdż i zmiksuj zamrożoną sacharozę na lodowatą zawiesinę i użyj dużej szpatułki/łyżki do rozprowadzenia gnojowicy.
   1. Umieść niewielką ilość zawiesiny sacharozy wokół krawędzi szklanej pokrywki szalki Petriego. Dodaj niewielką ilość zawiesiny sacharozy na dno szalki Petriego.
   2. Dodaj około 20-30 ml zawiesiny sacharozy do zbiornika płynu perfuzyjnego, dobrze mieszając go z 30 ml schłodzonej ciekłej sacharozy, aż zbiornik będzie zawierał mieszaninę bardzo zimnej, głównie płynnej sacharozy z resztkami zamrożonego roztworu.
4. Umieść mysz w komorze podłączonej do waporyzatora izofluranowego. Przy przepływie tlenu z prędkością około 2 l/min przekręć pokrętło parownika, aby dostarczyć izofluran w stężeniu 5% i uruchom timer.
   nuta: Utrzymuj ten minutnik przez cały czas krojenia, aby ocenić, jak szybko uzyskuje się plastry. Procedura powinna być wykonana tak szybko, jak to możliwe, tak aby krojenie zostało zakończone, a tkanka odzyskała się w komorze interfejsu w ciągu 15–20 minut od wejścia zwierzęcia do komory izofluranu. Obserwuj mysz, aby upewnić się, że osiągnięty został stan głębokiego znieczulenia. Po minimum 5 minutach mysz powinna być głęboko znieczulona i nie reagować na szczypanie palców
.
5. Bezpośrednio przed wyjęciem myszy z komory izofluranu należy napełnić pokrywkę szalki Petriego schłodzonym roztworem sacharozy na głębokość około 3–5 mm i napełnić dno szalki Petriego schłodzonym roztworem sacharozy na głębokość około 1,0 cm.
6. Szybko przenieś mysz do lewej wkładki chłonnej i użyj 3 kawałków taśmy, aby zabezpieczyć przednie kończyny i ogon. Wykonaj uszczypnięcie palca u nogi tylnej kończyny, aby upewnić się, że mysz nie reaguje przed wykonaniem jakiegokolwiek nacięcia. Za pomocą dużych kleszczy do tkanek i nożyczek chirurgicznych naciągnij skórę i wykonaj nacięcie wzdłuż od dołu mostka do górnej części klatki piersiowej. Za pomocą kleszczy pociągnij do góry mostek i nożyczkami przetnij przeponę.
   nuta: Wstępne ułożenie myszy i pierwsze kilka nacięć w celu przecięcia przepony należy wykonać tak szybko, jak to możliwe, aby upewnić się, że mysz nie odzyska przytomności. Aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia podczas całego zabiegu, na myszy można umieścić stożek nosowy, który dostarczy izofluran podczas perfuzji.
7. Użyj nożyczek, aby przeciąć klatkę piersiową z każdej strony, tnąc jednym dużym ruchem w kierunku punktu, w którym kończyna przednia styka się z ciałem. Za pomocą kleszczy odchyl przód klatki piersiowej w kierunku głowy, a następnie całkowicie usuń ją poziomym cięciem za pomocą dużych nożyczek. Przytrzymaj serce na miejscu za pomocą dużych kleszczy i włóż igłę perfuzyjną 20 G do lewej komory. Po prawidłowym umieszczeniu igły lewa strona serca powinna szybko zblednąć, gdy schłodzony roztwór sacharozy wypełni komorę.
8. Użyj małych nożyczek do rozwarstwiania, aby przeciąć prawy przedsionek i umożliwić przepływ krwi z układu krążenia. Jeśli nacięcia są wykonane prawidłowo, uszkodzenie serca powinno być minimalne, a pompowanie powinno być kontynuowane przez cały czas perfuzji.
   nuta: Zwinięte kawałki bibuły mogą być używane do odprowadzania krwi i roztworu sacharozy z serca i utrzymywania widoczności igły perfuzyjnej podczas zabiegu.
9. Upewnij się, że igła perfuzyjna pozostaje na swoim miejscu i nie wypada z lewej komory. Przy odpowiednim natężeniu przepływu i umieszczeniu wątroba zacznie blednąć do jasnobrązowo-beżowego koloru po 20–30 sekundach.
10. Po 30–45 s użyj dużych nożyczek, aby odciąć głowę myszy. Trzymając głowę w lewej ręce, odepchnij lub oderwij skórę od czaszki. U zwierzęcia z dobrą perfuzją czaszka powinna być bardzo blada, a mózg powinien mieć bardzo jasnoróżowy kolor (zbliżający się do białego) przez czaszkę bez wyraźnie widocznych naczyń krwionośnych.

2. Usuń mózg i pokrój plasterki

1. Za pomocą małych nożyczek Bonn wykonaj dwa boczne nacięcia przez czaszkę w kierunku linii środkowej z przodu czaszki, w pobliżu oczu. Wykonaj dwa dodatkowe nacięcia po obu stronach podstawy czaszki.
2. Przenieś głowę na dno szklanej szalki Petriego, gdzie powinna być najbardziej zanurzona w schłodzonym roztworze sacharozy. Użyj małych nożyczek Bonn, aby przeciąć linię środkową wzdłuż czaszki, podciągając nożyczkami, aby zminimalizować uszkodzenie leżącej poniżej tkanki mózgowej. Używając małych kleszczyków do tkanek, mocno chwyć każdą stronę czaszki i odchyl ją w górę i z dala od mózgu, tak jak otwieranie książki.
3. Użyj palców lewej ręki, aby przytrzymać otwarte płaty czaszki i włóż mikroszpatułkę pod mózg w pobliżu opuszki węchowej. Odwróć mózg z czaszki do sacharozy i użyj mikroszpatułki, aby odciąć pień mózgu. Umyj mózg, aby usunąć resztki krwi, futra lub innych tkanek.
4. Użyj dużej szpatułki/łyżki, aby przenieść mózg na pokrywkę szklanej szalki Petriego. Mając wcześniej odłożoną na bok drugą połowę obosiecznej żyletki, wykonaj dwa nacięcia koronalne, aby najpierw usunąć móżdżek, a następnie najbardziej przednią część mózgu, w tym opuszki węchowe (ryc. 1).
5. Nałóż klej cyjanoakrylowy na rampę agarową. Bardzo krótko umieść mózg na kawałku suchej bibuły filtracyjnej za pomocą dużych kleszczy do tkanek, a następnie natychmiast przenieś go na rampę agarową, umieszczając brzuszną powierzchnię mózgu na kleju.
   nuta: W przypadku wycinków pośredniego hipokampa mózg powinien być zorientowany tak, aby przedni był skierowany w górę nachylenia rampy, a tylny bliżej ostrza. W przypadku wycinków brzusznego hipokampa zorientuj mózg tak, aby przedni koniec był skierowany w dół zbocza rampy, z tylnym końcem na szczycie rampy, dalej od ostrza. W obu przypadkach mózg powinien być umieszczony na szczycie rampy, tak aby przecięta koronalnie powierzchnia mózgu stykała się z blokiem podkładowym agaru (ryc. 1).
6. Umieść platformę do krojenia z agarem i mózgiem w komorze krojenia mikrotomu i całkowicie zanurz w schłodzonym roztworze sacharozy. Użyj dużej szpatułki/łyżki, aby przenieść trochę zawiesiny sacharozy do komory, mieszając, aby stopić zamrożoną sacharozę i szybko obniżyć temperaturę mieszaniny do ~1–2 °C.
   nuta: Obserwuj wskaźnik temperatury podczas krojenia. Jeśli roztwór sacharozy ogrzeje się powyżej 3 °C, dodaj więcej zawiesiny i wymieszaj, aby obniżyć temperaturę.
7. Pokrój plastry o grubości 450 μm z prędkością mikrotomu ustawioną na 0,07 mm/s. Gdy każdy plasterek zostanie uwolniony, użyj małych kleszczyków do tkanek i ostrego skalpela, aby najpierw oddzielić dwie półkule, a następnie odciąć tkankę, aż plasterek będzie składał się głównie z hipokampa i regionów przyhipokampa (ryc. 1).
8. Użyj plastikowej pipety transferowej, aby przenieść plastry pojedynczo do komory odzyskiwania granic faz, upewniając się, że są one umieszczone na granicy faz ACSF i powietrza, a plasterki pokrywa tylko cienka menisk sztucznego płynu mózgowo-rdzeniowego (ACSF). Szczelnie zamknąć pokrywę komory i pozostawić plastry do odtworzenia w temperaturze 32 °C przez 30 minut.
9. Po wstępnym odzysku w temperaturze 32 °C wyjąć komorę odzysku granicy faz z łaźni wodnej i umieścić na mieszadle ustawionym na niską prędkość, tak aby mieszadło magnetyczne sprzyjało cyrkulacji ACSF w komorze. Pozwól mu stopniowo ostygnąć do temperatury pokojowej, gdy plastry zregenerują się przez dodatkowe 90 minut. Upewnij się, że komora odzyskiwania jest stale bąbelkowa karbogenem i nie pozwól, aby duże pęcherzyki zostały uwięzione pod plastrami.

3. Wykonywanie nagrań lokalnego potencjału pola (LFP) spontanicznej aktywności

1. Przygotuj się do nagrań LFP, włączając wszystkie niezbędne urządzenia, w tym komputer z oprogramowaniem do akwizycji, monitor podłączony do komputera, stymulatory, mikromanipulator, regulator temperatury, źródło światła mikroskopu, kamerę podłączoną do mikroskopu, wzmacniacz mikroelektrod, digitizer i pompę perystaltyczną. W przypadku korzystania z centralnego systemu próżniowego należy otworzyć zawór ścienny, aby przygotować przewód podciśnieniowy, który usunie ACSF z komory nagrywania.
2. Napełnij podgrzewany zbiornik ACSF, a następnie umieść jeden koniec rurki w zlewce o pojemności 400 ml zawierającej bulgoczący ACSF. Włączyć pompę perystaltyczną, aby skierować ACSF ze zlewki o pojemności 400 ml do podgrzewanego zbiornika, a następnie z zbiornika do komory rejestracyjnej. Dotknij lub ściśnij rurkę, aby uwolnić uwięzione pęcherzyki.
3. Wyreguluj pompę perystaltyczną, aby upewnić się, że natężenie przepływu ACSF przez komorę rejestracyjną jest szybkie (~ 8–10 ml/min). Użyj sondy temperatury, aby upewnić się, że ACSF wynosi 32 °C w środku komory nagrywania.
   nuta: Jeśli ACSF jest dostarczany do komory rejestracyjnej za pomocą pompy perystaltycznej, wysokie natężenie przepływu może spowodować znaczne wahania natężenia przepływu. Stałe natężenia przepływu można osiągnąć za pomocą prostego tłumika pulsacji składającego się z szeregu pustych strzykawek zintegrowanych z przewodem (ilustracja 2).
4. Przygotuj pipety do stymulacji i rejestracji z kapilar ze szkła borokrzemianowego za pomocą podgrzewanego ściągacza do filamentu. Protokół ściągacza powinien być skonfigurowany tak, aby dawał pipety o rezystancji 2–3 MOhm do stymulacji lub elektrody rejestrujące potencjał lokalnego pola.
5. Pipety stymulacyjne należy napełnić pipetami 1 M NaCl, a pipety LFP filtrem ACSF.
6. Na krótko zaciśnij rurkę i wyłącz pompę, aby wstrzymać przepływ ACSF. Przenieś plasterek do komory nagrywania, używając cienkich kleszczy, aby chwycić róg papieru do soczewek, na którym spoczywa plasterek - plasterek przyklei się do papieru do soczewek. Umieść papier do soczewek i pokrój w komorze nagrywania plasterkiem skierowanym w dół, a następnie "odklej" papier do obiektywu, pozostawiając plasterek zanurzony w komorze nagrywania. Zabezpiecz plasterek za pomocą harfy.
   nuta: Harfy można kupić gotowe lub wykonane w laboratorium przy użyciu kawałka stali nierdzewnej w kształcie litery U lub platyny i cienkiego nylonowego włókna.
7. Umieść pipetę stymulacyjną wypełnioną NaCl w ręcznym mikromanipulatorze i powoli wsuń końcówkę pipety w powierzchnię plastra (np. w warstwę promienistą) pod kątem około 30–45°. Gdy końcówka pipety wejdzie w tkankę, powoli przesuwaj pipetę do przodu i powstrzymaj się od dużych ruchów w kierunku bocznym lub pionowym, które mogłyby niepotrzebnie uszkodzić aksony w plasterku. Umieść końcówkę pipety na głębokości co najmniej 50–100 μm w plastrze, aby uniknąć komórek w pobliżu powierzchni, które zostały uszkodzone podczas krojenia.
8. Umieść pipetę LFP wypełnioną ACSF w uchwycie na pipety przymocowanym do mikromanipulatora z napędem. Zastosować bardzo lekkie nadciśnienie za pomocą ciśnienia ustnego lub strzykawki o pojemności 1 ml podłączonej za pomocą zaworu odcinającego i krótkiego odcinka rurki do uchwytu pipety.
   nuta: Pipety LFP należy umieścić w warstwie w celu zarejestrowania interesujących sygnałów: w przypadku ostrych fal jedna pipeta LFP powinna być umieszczona w warstwie piramidalnej (SP), a druga pipeta w warstwie promieniowej (SR). Taka konfiguracja pozwala na jednoczesne rejestrowanie ujemnej fali ostrej w SR i oscylacji tętnień o wysokiej częstotliwości w SP (ilustracja 3).
9. Za pomocą mikromanipulatora powoli wsuń końcówkę pipety LFP w obszar zainteresowania (np. warstwę komórek piramidalnych CA1) pod kątem około 30–45°. Umieść końcówkę pipety na głębokości co najmniej 50–100 μm w plastrze, aby uniknąć komórek w pobliżu powierzchni, które zostały uszkodzone podczas krojenia. Podczas przesuwania pipety LFP należy stale dostarczać mały impuls testowy napięcia za pomocą oprogramowania do akwizycji i obserwować nagły wzrost rezystancji elektrody. Może to oznaczać, że pipeta została zatkana lub dociśnięta do ogniwa.
10. Po umieszczeniu pipety LFP w obszarze zainteresowania ostrożnie zwolnij nadciśnienie, otwierając zawór na rurki przymocowanej do uchwytu pipety.
11. Aby jednocześnie nagrać LFP w drugim miejscu, powtórz kroki 6.8–6.10 z drugą pipetą i mikromanipulatorem.
12. Użyj wzmacniacza mikroelektrod w bieżącej konfiguracji cęgów, aby zarejestrować spontaniczną aktywność w potencjale pola lokalnego po użyciu funkcji balansu mostka w oprogramowaniu do akwizycji w celu skorygowania rezystancji szeregowej pipety. Spontaniczne fale ostrofalowe (SWR) pojawią się jako dodatnie odchylenia potencjału zewnątrzkomórkowego warstwy SP (ryc. 3).
13. W celu zarejestrowania wywołanych potencjałów pola należy za pomocą stymulatorów podłączonych do digitizera dostarczyć krótki (200 us) impuls napięcia kwadratowego przez pipetę stymulacyjną wypełnioną NaCl. Dostosuj pokrętło napięcia stymulacji, aby wywołać zakres amplitud odpowiedzi.

Wyniki

Rycina 1: Przygotowanie wycinków kory hipokampowo-śródwęchowej pod kątem poziomym (HEC). oraz(i) Po ekstrakcji mózgu wykonaj dwa cięcia koronalne żyletką, aby usunąć tylną i przednią część mózgu. (ii) Rampa agarowa składa się z dwóch ustawionych pod kątem części przyklejonych do platformy do krojenia mikrotomu. Aby przygotować plasterki pośredniego ...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Uchwyt do inkubacji ostrych plastrów mózgu	Wymiana druku 3D NIH	3DPX-001623	Zaprojektowany przez ChiaMing Lee, dostępny w https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Sól magnezowa adenozyno-5′-trifosforanu	Sigma Aldrich	A9187-500MG
Granulat mielony Ag-Cl	Warner	64-1309, (E205)
agar	Becton, hrabstwo Dickinson	214530-500g
kwas askorbinowy	Alfa Aesar	Numer katalogowy: 36237
zlewka (250 ml)	Kimax (Kimax)	14000-250
zlewka (400 ml)	Kimax (Kimax)	Nr kat. 14000-400
biocytyna	Sigma Aldrich	Zobacz materiał B4261
Blender	Oster	BRLY07-B00-NP0
Nożyczki do Bonn, małe	becton, Dickinson	Numer katalogowy 14184-09
kapilary ze szkła borokrzemianowego z żarnikiem (średnica zewnętrzna 1,5 mm, średnica wewnętrzna 0,86 mm, długość 10 cm)	Instrumenty Sutter	BF150-86-10HP	Preferowane są kapilary polerowane ogniowo.
roztwór chlorku wapnia (1 M)	G-Nauki biologiczne	Czynnik R040
kamera	Olympus	OLY-150
sprężony gaz karbogeniczny (95% tlenu / 5% dwutlenku węgla)	Gaz powietrzny	X02OX95C2003102
sprężony tlen	Gaz powietrzny	OX 200
Stymulator izolowany o stałym napięciu	Digitimer Sp. z o.o.	DS2A-Mk.II
Szkiełka nakrywkowe (22x50 mm)	Firma VWR	Numer katalogowy: 16004-314
klej cyjanoakrylowy	Szalony klej	Zobacz materiał KG925	Idealnie użyj formy pędzla, aby uzyskać precyzję
oprogramowanie do akwizycji danych	Aksograf	N/a	Każde równoważne oprogramowanie (np. pClamp) będzie działać.
Komputer stacjonarny Dell Precision T1500 w obudowie typu tower	dolina	N/a	Numer katalogowy będzie zależał od konkretnego komputera - każdy komputer będzie działał tak długo, jak długo będzie mógł uruchomić oprogramowanie do akwizycji elektrofizjologii.
Digidata 1440A	Urządzenia molekularne	Numer katalogowy: 1-2950-0367
Zegar cyfrowy	Firma VWR	Nr kat. 62344-641	4-kanałowy zegar z możliwością śledzenia
jednorazowe wkłady chłonne	Firma VWR	56616-018
Nożyczki do rozwarstwiania	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy 14082-09
Żyletki z podwójną krawędzią	Personna	Zobacz materiał BP9020
Podwójny automatyczny regulator temperatury	Korporacja Warner Instrument	TC-344B
Komora zapisu z dwiema powierzchniami lub przepływem laminarnym zoptymalizowana	N/a	N/a	Komora przedstawiona w niniejszym protokole jest wykonywana na zamówienie. Komercyjnym odpowiednikiem byłby RC-27L firmy Warner Instruments.
stojak na sprzęt	Automatyzacja badań naukowych	FR-EQ70"	Stojak nie jest bezwzględnie konieczny, ale przydatny do organizowania elektrofizjologii
Kwas bis(2-aminoetyleetero)-glikolu etylenowego-N,N',N'-teetraoctowego (EGTA)	Sigma Aldrich	324626-25GM
Bibuła filtracyjna	Whatman	Numer katalogowy: 1004 070
drobna skala	METTLER TOLEDO	XS204DR
Ściągacz do mikropipet płomieniowy/brązowy	Instrumenty Sutter	Zobacz materiał P-97
Szklana szalka Petriego (100 x 15 mm)	Corning	3160-101
glukoza	Fisher Naukowy	Zobacz materiał D16-1
Sól sodowa 5′-trifosforanu guanozyny (hydrat)	Sigma Aldrich	G8877-250MG
wiaderka na lód	Sigma Aldrich	BAM168072002-1EA
waporyzator izofluranowy	Usługi w zakresie znieczulenia ogólnego	Technika 3
Taśma laboratoryjna	Fisher Naukowy	15-901-10R
papier do soczewek	Fisher Naukowy	Numer katalogowy: 11-996
Źródło światła	Olympus	TH4-100
roztwór chlorku magnezu (1 M)	Jakość Biologiczna	351-033-721EA
Mieszadła magnetyczne	Fisher Naukowy	14-513-56	Numer katalogowy będzie zależał od wielkości mieszadła.
mikromanipulator	Luigs & Neumann	Zobacz materiał SM-5
Mikromanipulator (ręczny)	Scientifica (Nauka)	LBM-2000-00
mikroskop	Olympus	BX51WI
Mikroszpatułka	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy 10089-11
monitor	dolina	2007FPb
Wzmacniacz mikroelektrod MultiClamp 700B	Urządzenia molekularne	ZACISK MULTICLAMP 700B	MultiClamp 700B powinien zawierać stopnie główne, uchwyty na pipety i modelową celę.
Kwas N-(2-hydroksyetylo)piperazyno-N′-(2-etanosulfonowy), (HEPES)	Sigma Aldrich	Zobacz materiał H3375-25G
Igła (rozmiar 20, długość 1,5)	Becton, hrabstwo Dickinson	305176
Filament nylonowy	YLI Wonder Niewidzialna nić	212-15-004	Rozmiar 0,004. Ten kot. # pochodzi z Amazon.com
nylonowa siatka	Korporacja Warner Instruments	64-0198
pompa perstaltyczna	Aparatura Harvarda	Lata 70-2027
Sól di(tris) fosfokreatyny	Sigma Aldrich	Zobacz materiał P1937-1G
Uchwyty do pipet	Urządzenia molekularne	1-HL-U
drut platynowy	Światowa precyzja	Zobacz materiał PT0203
Filament z kwasem polimlekowym (PLA)	Ultimaker (Mistrz)	RAL 9010
chlorek potasu	Sigma Aldrich	Zobacz materiał P3911-500G
glukonian potasu	Sigma Aldrich	1550001-200MG
wodorotlenek potasu	Sigma Aldrich	60377-1KG
żyletki	Firma VWR	55411-050
Zacisk rolkowy	Światowe instrumenty precyzyjne	Numer katalogowy: 14041
skala	METTLER TOLEDO	Pył zawieszony PM2000
rękojeść skalpela	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy 10004-13
harfa w plastry	Warner	SHD-26GH/2
Wodorowęglan sodu	Fisher Chemiczny	Zobacz materiał S233-500
chlorek sodu	Sigma Aldrich	S9888-1KG
Sodu fosforan jednozasadowy bezwodny	Fisher Chemiczny	S369-500
pirogronian sodu	Fisher Chemiczny	Zobacz materiał BP356-100
łopatka	Firma VWR	82027-520
szpatułka/łyżka, duża	Firma VWR	Numer katalogowy: 470149-442
sterylne ostrza skalpela	pióro	Nr kat. 72044-10
mieszadło / płyta grzejna	Corning	Nr kat. 6795-220
Zawory odcinające 1-drogowe	Światowe instrumenty precyzyjne	Numer katalogowy: 14054
Zawory odcinające 3-drogowe	Światowe instrumenty precyzyjne	Numer katalogowy: 14036
sacharoza	Acros Organics	AC177142500
Podparcie dla zacisków obrotowych	Fisher Naukowy	14-679Q
Nożyczki chirurgiczne, ostre/	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy 14001-12
strzykawka (1 ml)	Becton, hrabstwo Dickinson	309659
strzykawka (60 ml z końcówką Luer-Lok)	Becton, hrabstwo Dickinson	309653
Zacisk trójzębny	Fisher Naukowy	05-769-8Q
Kleszczyki do tkanek, duże	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy 11021-15
Kleszczyki do tkanek, małe	Narzędzia naukowe	Numer katalogowy: 11023-10
pipety transferowe	Fisher Naukowy	Numer katalogowy: 13-711-7 mln
Rury	Tygon	E-3603	Średnica wewnętrzna 1/16 cala, średnica zewnętrzna 3/16 cala
Rury	Tygon	Przekaźnik R-3603	Średnica wewnętrzna 1/8 cala, średnica zewnętrzna 1/4 cala
smar próżniowy	Dow Corning	14-635-5D
Mikrotom z wibrującym ostrzem	Księga Leica	VT 1200S
Stół tłumiący drgania z klatką Faradaya	Mikro-G / TMC-ametek	2536-516-4-30PE
kolba miarowa (1 L)	Kimax (Kimax)	KIM-28014-1000
kolba miarowa (2 L)	Pyrex	65640-2000
kąpiel w ciepłej wodzie	Firma VWR	1209