Podłużna ocena utraty masy kostnej kończyn tylnych myszy po urazie rdzenia kręgowego z wykorzystaniem nowej metodologii in vivo

Podsumowanie

Przeprowadzono podłużną analizę ubytku kostnego w kościach udowych i piszczelowych u dorosłych myszy po urazie rdzenia kręgowego, wykorzystując sekwencyjne skanowanie rentgenowskie w niskiej dawce. Ubytek kostny w obrębie kości piszczelowych stwierdzono przez cały okres trwania badania, natomiast ubytek w kości udowej wykryto dopiero 40 dni po urazie.

Streszczenie

Urazowi rdzenia kręgowego (SCI) często towarzyszy osteoporoza w obszarach miednicy i kończyn dolnych poniżej miejsca uszkodzenia, co prowadzi do częstszego występowania złamań ¹. Ponieważ złamania te często występują w regionach, które utraciły prawidłową funkcję czuciową, pacjent jest narażony na większe ryzyko patologii zależnych od złamań, w tym na śmierć. Utrata gęstości mineralnej kości (BMD, g/cm²) oraz całkowitej zawartości minerałów w kościach (BMC, g) zależna od SCI jest przypisywana brakowi obciążenia mechanicznego ², nieprawidłowemu przesyłaniu sygnałów neuronalnych ³ oraz zmianom hormonalnym ⁴. Wykorzystanie modeli gryzoni w badaniu osteoporozy indukowanej przez SCI może dostarczyć nieocenionych informacji na temat mechanizmów leżących u podstaw rozwoju osteoporozy po urazie rdzenia kręgowego, a także stanowić środowisko testowe dla opracowywania nowych terapii ^5-7 (omówione w ⁸). Modele mysie SCI budzą duże zainteresowanie, ponieważ umożliwiają redukcjonistyczne podejście do oceny mechanizmów poprzez zastosowanie myszy z nokautem genów i myszy transgenicznych. Chociaż modele te dostarczyły ważnych danych, nadal istnieje potrzeba opracowania małoinwazyjnych, niezawodnych, powtarzalnych i mierzalnych metod określania stopnia utraty masy kostnej po SCI, szczególnie w czasie i w obrębie tej samej kohorty zwierząt doświadczalnych, aby usprawnić diagnostykę, metody leczenia i/lub zapobieganie osteoporozie indukowanej przez SCI.

Idealna metoda pomiaru gęstości kości u gryzoni powinna umożliwiać wielokrotną, sekwencyjną (w czasie) ekspozycję na niskie dawki promieniowania rentgenowskiego. Niniejsze badanie opisuje zastosowanie nowego skanera całego organizmu, IVIS Lumina XR (Caliper Instruments), który może być wykorzystany do uzyskiwania obrazów rentgenowskich kości kończyn tylnych myszy o niskiej energii (1-3 milligray (mGy)), wysokiej rozdzielczości i dużym powiększeniu w czasie po SCI. Znaczną utratę gęstości kości zaobserwowano w kościach piszczelowych myszy do 10. dnia po przezcięciu rdzenia kręgowego w porównaniu z nieuszkodzonymi, dobranymi wiekowo myszami kontrolnymi (naïve) (spadek o 13%, p<0,0005). Utratę gęstości kości w dystalnej części kości udowej można było również wykryć do 10. dnia po SCI, podczas gdy utrata gęstości w proksymalnej części kości udowej nie była wykrywalna aż do 40. dnia po urazie (spadek o 7%, p<0,05). Zależna od SCI utrata gęstości kości udowej u myszy została potwierdzona pośmiertnie przy użyciu dwuenergetycznej absorpcyjnej densytometrii promieni X (DXA), która stanowi obecnie „złoty standard” w pomiarach gęstości kości. Za pomocą IVIS Lumina XR wykryto 12% utraty BMC w kościach udowych myszy w 40. dniu po SCI. Wynik ten jest porównywalny z wcześniej raportowaną utratą BMC na poziomie 13,5% przez Picarda i współpracowników, którzy przeprowadzili analizę DXA kości udowych myszy pośmiertnie 30 dni po SCI ⁹. Nasze wyniki sugerują, że IVIS Lumina XR zapewnia nowatorską metodę o wysokiej rozdzielczości i dużym powiększeniu do przeprowadzania długoterminowych, podłużnych pomiarów gęstości kości kończyn tylnych u myszy po SCI.

Protokół

1. Model przerwania rdzenia kręgowego u myszy

1. Dorosłe samce myszy C57BL6 (o masie około 20-25 g) są znieczulane za pomocą kombinacji ketaminy (200 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Wszystkie procedury chirurgiczne są przeprowadzane w instytucjonalnym bloku operacyjnym zatwierdzonym przez IACUC, w warunkach sterylnych.
2. Po wprowadzeniu w stan głębokiej narkozy sierść na grzbiecie zostaje przycięta za pomocą strzyżarki elektrycznej. Ogoloną skórę grzbietu najpierw przemywa się roztworem jodu, a następnie 70% etanolem.
3. Przed wykonaniem pierwszego cięcia miejsce nacięcia na grzbiecie zostaje poddane infiltracji znieczuleniem miejscowym (Marcaine) w stężeniu 0.25% (<1ml/kg) w celu zminimalizowania bólu pooperacyjnego.
4. Za pomocą małych nożyczek wykonuje się niewielki otwór w skórze w okolicy kręgu L2. Otwór ten zostaje poszerzony tymi samymi nożyczkami w kierunku podłużnym, aż do obszaru T2. Brzegi skóry zostają następnie rozsunięte za pomocą kleszczyków typu bulldog.
5. Następnie za pomocą mikronożyczek usuwa się tkankę mięśniową z grzbietowej blaszki łuku kręgowego na poziomie piersiowym 8 (T8). Poziom T8 można zidentyfikować zgodnie z opisem Kuh i Wrathalla (1998) ¹⁰. W skrócie: T13 można zidentyfikować po jego wyrostku kolczystym. Używając pęsety Dumont #5, można wyczuć/zidentyfikować ostatnie żebro i odliczyć kręgi wstecz do T8. Po odsłonięciu obszaru, za pomocą kleszczyków kostnych (rongeurów) wykonuje się laminektomię grzbietową na poziomie T8.
6. Pełna przerwanie rdzenia kręgowego: Po odsłonięciu rdzenia kręgowego na poziomie T8, za pomocą dodatkowego zestawu sterylnych mikronożyczek wykonuje się przecięcie rdzenia w płaszczyźnie prostopadłej do jego osi długiej pod mikroskopem chirurgicznym. Używamy pęsety Dumont #5, aby delikatnie unieść jeden koniec rdzenia kręgowego w celu potwierdzenia całkowitego przerwania.
7. Po przecięciu rdzenia, do jamy ubytku ostrożnie wkłada się mały kawałek sterylnej gąbki kolagenowej (gelfoam), nasączonej sterylną solą fizjologiczną (0.9%), aby wspomóc hemostazę.
8. Następnie dodatkowy kawałek gąbki kolagenowej kładzie się na odsłoniętym rdzeniu kręgowym. Skórę zamyka się sterylnymi, stalowymi zszywkami chirurgicznymi. Zwierzęta są następnie przenoszone do swoich klatek, umieszczane na ręczniku papierowym, aby zapobiec aspiracji materiału ściółkowego, i ogrzewane podkładką grzewczą przez okres około 12 godzin. W fazie wczesnego wybudzania zwierzętom dostarcza się również żele nawadniające (ClearH2O) oraz pellety z pokarmem na dnie klatek. Po wybudzeniu z narkozy zwierzęta z urazami uzyskują dostęp do pokarmu i wody w swoich klatkach.
9. Wszystkie zwierzęta z urazami poddawane są dwukrotnemu dziennie ręcznemu opróżnianiu pęcherza moczowego (w odstępach około 12 godzin) przy użyciu zmodyfikowanej metody manualnej Crede przez cały czas trwania badania (40 dni).
10. Myszy z urazami otrzymują również dwa razy dziennie doodbrzuszne wstrzyknięcia 0.9% soli fizjologicznej przez trzy dni (0.5 cc) w celu utrzymania nawodnienia oraz dwukrotne dziennie wstrzyknięcia opioidu buprenorfiny (0.05 mg/kg) w celu kontrolowania bólu pooperacyjnego przez okres 5 dni. Jeśli zwierzęta wykazują oznaki bólu po początkowym 5-dniowym okresie, otrzymują dodatkową buprenorfinę (0.05 mg/kg) codziennie, aż do ustąpienia objawów bólowych (zmniejszona mobilność, przygarbiona postawa, brak pielęgnacji ciała, wokalizacja podczas manipulacji).

2. Podłużna ocena gęstości kości z użyciem systemu IVIS Lumina XR w tej samej kohorcie myszy po przecięciu rdzenia kręgowego

1. Zaczynając od 10. dnia po SCI i kontynuując w 10-dniowych odstępach aż do 40. dnia, ocenialiśmy prawą i lewą kość udową oraz piszczelową u żywych, znieczulonych osobników (grupa SCI z przezcięciem rdzenia oraz niedziane kontrole dopasowane wiekowo).
2. W dniu skanowania osobniki przeniesiono w ich klatkach z obszaru Vivarium Instytucji do pomieszczenia, w którym znajduje się urządzenie Caliper IVIS Lumina XR. Wszystkie osobniki zostaną następnie znieczulone przy użyciu tego samego koktajlu ketaminy/ksylazyny, który był wcześniej stosowany podczas indukowania SCI. Koktajl ten zapewnia stan znieczulenia przez okres od 1 do 1,5 godziny, co jest wystarczające na czas trwania procedury skanowania.
3. Badacz uruchamia urządzenie Lumina XR i pozwala wewnętrznej kamerze osiągnąć temperaturę operacyjną (-90°C) (ok. 10 minut).
4. Po znieczuleniu osobnik (z przezcięciem lub kontrolny) zostaje delikatnie umieszczony na platformie dla zwierząt w urządzeniu Lumina XR. Do urządzenia wstawia się obiektyw o dużym powiększeniu, aby umożliwić skupienie się na obszarach kości udowej i piszczelowej (pole widzenia 2,4X2,4cm z obiektywem o dużym powiększeniu). Jeśli osobnik jest niewłaściwie ustawiony poza polem widzenia, otwiera się drzwiczki i repozycjonuje osobnika, aż lewa lub prawa kończyna tylna znajdzie się w centrum (patrz Rysunek 2a w celu prawidłowego ustawienia kończyny tylnej).
5. Po prawidłowym ustawieniu można uruchomić funkcję promieni rentgenowskich. Z listy rozwijanej Energy wybierz opcję odpowiednią dla Animal (żywy osobnik, 35 Kv 100uA, filtrowane promienie rentgenowskie).
6. Gdy zwierzę znajduje się w odpowiedniej pozycji, należy aktywować funkcję rentgenowską, zaznaczając X-Ray w panelu sterowania. Należy Acquire (pozyskać) obraz rentgenowski. Upewnij się, że cała kość udowa i piszczelowa są widoczne (patrz Rysunek 2b). Surowe dane obrazowe są automatycznie zapisywane na dysku twardym. Zapisywane są również reprezentatywne pliki .TIFF. Następnie mysz zostaje zwrócona do swojej klatki i pozostawiona do wybudzenia pod obserwacją badacza. Proces ten powtarza się z kolejną myszą.
   Uwaga: Oprogramowanie Living Image domyślnie wyświetla przetransformowane obrazy rentgenowskie. Aby wyświetlić surowe obrazy rentgenowskie, należy odznaczyć opcję X-Ray Absorption w narzędziach Corrections/Filtering. Po skorygowaniu danych rentgenowskich o absorpcję można ocenić względną gęstość kości, porównując intensywność sygnału w mierzonych ROI. Intensywność ROI wzrasta wraz ze wzrostem gęstości tkanki.

3. Analiza obrazów z prześwietleń rentgenowskich IVIS

1. Uruchom oprogramowanie, klikając dwukrotnie ikonę Living Image.
2. Wczytaj obraz rentgenowski, klikając w Przeglądaj przycisk. W wyświetlonym oknie dialogowym zaznacz odpowiedni folder i kliknij OKPrzeglądarka Living Image wyświetla wybrane dane wraz z identyfikatorem użytkownika, informacjami o etykiecie oraz konfiguracją kamery. Aby otworzyć dane, należy wykonać jedną z następujących czynności: dwukrotnie kliknąć wiersz danych lub kliknąć prawym przyciskiem myszy nazwę danych i wybrać Obciążenie w menu skrótów wybierz wiersz danych i kliknij Załadujlub dwukrotnie kliknij miniaturę. Obraz i paleta narzędzi zostaną wyświetlone. Otwarte dane są wyróżnione kolorem zielonym w przeglądarce.
3. Kliknij w Narzędzia ROI w Palecie narzędzi. W Narzędzia ROIwybierz Obszar zainteresowania (ROI) pomiaru z rozwijanej listy Typ. Aby załadować 3 obszary ROI użyte w tym eksperymencie, kliknij Kwadrat ikona i załaduj 3 kwadraty.
4. Za pomocą linijki zmierz długość kości udowej. Dostosuj długość dwóch kwadratów do wartości 1/8.^th całkowitej długości kości udowej. Dostosuj szerokość tych dwóch kwadratów tak, aby stanowiły 1/24 całkowitej długości kości udowej. Za pomocą linijki odmierz 1/8^th odległości od proksymalnego końca kości udowej i umieść kwadrat tak, aby znajdował się w centrum kości udowej. Umieść drugi kwadrat w odległości 1/4 całkowitej długości kości udowej od jej końca dystalnego (Ryc. 3). Te obszary zainteresowania (ROI) mogą być wykorzystane do pomiarów zarówno w proksymalnych, jak i dystalnych regionach kości udowej.
5. Za pomocą linijki zmierz długość kości piszczelowej. Dostosuj długość trzeciego kwadratu do wartości 1/8.^th całkowitej długości kości piszczelowej. Dostosuj szerokość do 1/30^th całkowitej długości kości piszczelowej. Umieść kwadrat tak, aby był wycentrowany i znajdował się w odległości 1/8^th całkowita długość kości piszczelowej mierzona od jej końca bliższego (patrz Ryc. 3).
6. Kliknij w Pomiar ikona (ołówek i linijka). Pomiary intensywności ROI pojawiają się na obrazie RTG, a następnie wyświetla się tabela pomiarów ROI. Eksport tabelę w wybranym folderze jako plik .csv. Pozwoli to na otwarcie tabeli w programie Excel.
7. Powtórz tę czynność dla wszystkich zapisanych obrazów.
8. Zgrupuj wszystkie dane w jednym arkuszu programu Excel. Istotność statystyczną określono za pomocą testu t-Studenta z wykorzystaniem oprogramowania Microsoft Excel lub SigmaPlot 11.0 (Systat Software).

4. Analiza gęstości kości po śmierci:

1. Po wykonaniu końcowego podłużnego skanu rentgenowskiego w systemie IVIS Lumina XR, myszy poddaje się głębokiej narkozie za pomocą Beuthanasia (75 mg pentobarbitalu/kg). Po osiągnięciu stanu głębokiej narkozy, myszy są perfundowane przezsercowo lodowatym roztworem soli fizjologicznej w buforze fosforanowym z heparyną (40 mg/litr) w celu upokrwienia.
2. Po upokrwieniu wycina się obie kości udowe. Należy zachować szczególną staranność przy usuwaniu jak największej ilości tkanek miękkich, ponieważ wykazano, że wpływa to na pomiary gęstości ¹¹. Kości udowe należy owinąć gazą nasączoną wodą i przechowywać w temperaturze -20C do momentu rozpoczęcia analizy.

5. Analiza DXA z użyciem densytometru kostnego Hologic QDR 4000

1. Rozmrozić nasączone gazą kości udowe i przenieść je do zestawu densytometru kostnego.
2. Zkalibrować urządzenie zgodnie z protokołem producenta; upewnić się, że wartości BMC i BMD mieszczą się w dopuszczalnych granicach.
3. Zamontować w urządzeniu mosiężny kolimator. Pozwala on użytkownikowi ograniczyć rozmiar i kąt wiązki promieni rentgenowskich, aby skupić się na konkretnym celu.
4. Zanurzyć rozmrożoną kość udową w czalce Petriego wypełnionej wodą (kłykcie skierowane w lewo, kość równolegle do podłoża) i umieścić ją bezpośrednio po prawej stronie lasera.
5. Wpisać Biografię (tytuł opisowy zawierający informacje o identyfikacji zwierzęcia, zastosowanym leczeniu itp.) dla skanowanej kości udowej.
6. Wybrać opcję Skanowanie z menu wyboru, a następnie zaznaczyć regionA hi-res. Określić parametry skanowania: obszar skanowania 2 x 0,7489 cala, odstępy między liniami 0,01 cala oraz rozdzielczość punktową 0,00499 cala.
   Uwaga: Monitorować przebieg skanowania. Podczas gdy wiązka promieni rentgenowskich skanuje próbkę rastrowo, należy upewnić się, że w komorze znajduje się wystarczająca ilość wody, aby całkowicie przykryła próbkę kostną.
7. Wybrać opcję Analiza w menu wyboru analizy. Postępować zgodnie z komunikatami, aby zaznaczyć całą kość udową jako ROI. Pojawi się strona raportu z obliczonymi wartościami BMC (gramy) oraz BMD (gms/cm²).
8. Powtórzyć te kroki w celu analizy pozostałych kości udowych.
9. Zestawić wszystkie dane w jednym arkuszu programu Excel i przeprowadzić analizę statystyczną (test t).

6. Reprezentatywne wyniki:

Względny ubytek gęstości kości piszczeli i kości udowej myszy po urazie rdzenia kręgowego w porównaniu z myszami naiwnymi jest wykrywalny przy użyciu powyższej metody. Już po 10 dniach stwierdza się istotny spadek gęstości kości (12%, p<0.0005), a w 40. dniu ubytek ten wynosi do 15% (p<0.0005, Rycina 4). Ubytek gęstości kości udowej zaobserwowano w 40. dniu po urazie (spadek o 7%, p<0.05, Rycina 5). Wyniki te stanowią dowód na przydatność nieinwazyjnego obrazowania rentgenowskiego do podłużnej obserwacji zmian gęstości kości po urazie rdzenia kręgowego.

Aby porównać skuteczność tej metody z obecnie dostępnymi rozwiązaniami, przeanalizowaliśmy wycięte kości udowe tych myszy 40 dni po urazie, wykorzystując obrazowanie DXA. Przykładowy wynik analizy danych przedstawiono na rysunku 6. Stwierdzono znaczną utratę zawartości mineralnej kości u myszy z SCI w porównaniu do grupy kontrolnej (spadek o 12%, p<0.05, rysunek 7). Gęstość mineralna kości nie zmieniła się znacząco, lecz wykazywała podobną tendencję (rysunek 8). Wyniki te są zbieżne z doniesieniami literaturowymi; Picard i wsp. zaobserwowali spadek BMC o 13,5% (p<0.001), ale brak istotnego spadku BMD (Picard 2008).

Rysunek 1. Harmonogram doświadczenia.

Rycina 2. Reprezentatywna orientacja lewej kończyny tylnej: a) fotografia i b) zdjęcie rentgenowskie.

Rysunek 3. Wymiary i orientacja ROI w obrębie obszarów bliższych części kości udowej i piszczeli.

Rycina 4. Utrata gęstości kości po SCI w bliższej części kości piszczelowej 10, 20, 30 i 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu do dopasowanych wiekowo zwierząt naiwnych (n=5). Słupki błędu reprezentują SEM; **p<0.005, *** p<0.0005.

Rycina 5. Utrata gęstości kości po SCI w proksymalnej części kości udowej 10, 20, 30 i 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z grupą kontrolną zwierząt naiwnych w tym samym wieku (n=5). Słupki błędu reprezentują SEM; *p<0.05.

Rysunek 6. Utrata gęstości kości po SCI w dystalnej części kości udowej 10, 20, 30 i 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z dopasowanymi wiekowo kontrolami naiwnymi (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; *p<0.01-0.05; **p<0.001-0.01; ***p<0.0001-0.001; ****p<0.0001.

Rycina 7. Reprezentatywny obraz danych DXA przedstawiający wyniki BMC oraz BMD.

Rycina 8. Analiza DXA zawartości minerałów w kościach (gramy) w kościach udowych myszy z SCI 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z grupą kontrolną naiwną w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; *p<0.05.

Rysunek 9. Analiza DXA gęstości mineralnej kości (mg/cm²) w kościach udowych myszy po SCI 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z grupą naiwną w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; brak istotnych różnic.

Dyskusja

Niniejsze badanie przedstawia nową, nieinwazyjną metodę podłużnej oceny zmian gęstości w obrębie poszczególnych kości (piszczeli i ud) w ramach jednej kohorty myszy, z wykorzystaniem systemu obrazowania Caliper IVIS Lumina XR. W badaniu przeprowadzonej na jednej kohorcie myszy po przecięciu rdzenia kręgowego w okresie 40 dni stwierdzono, że SCI spowodowało spadek gęstości kości zarówno w kościach udowych, jak i piszczelach w porównaniu z nieukaleczonymi myszami kontrolnymi w tym samym wieku. Uzyskane wyniki dla kości udowej zostały potwierdzone pośmiertnie za pomocą DXA, co sugeruje, że zastosowanie systemu Caliper Instruments IVIS Lumina XR może służyć jako czułe narzędzie pomiarowe do oceny długofalowych i progresywnych skutków SCI w zakresie utraty masy kostnej.

Jedną z potencjalnych korzyści dla badaczy stosujących ten system jest możliwość longitudinalnego śledzenia rozwoju zmian patologicznych w kościach kończyn tylnych zwierząt po SCI. Możliwość oceny jednej kohorty w długich odstępach czasu zapewnia badaczowi istotne zalety w zakresie: 1) kosztów związanych z zakupem i długoterminową opieką nad zwierzętami. Zamiast badania wymagającego dużej liczby zwierząt, które musiałyby zostać uśpiene w określonych punktach czasowych w celu oceny zmian zależnych od czasu, wyniki patologiczne można śledzić w obrębie tej samej kohorty w tym samym okresie; 2) zmienności: oprócz porównania z kohortami kontrolnymi, wyniki uzyskane w obrębie jednej kohorty osobników z urazem mogą być oceniane i porównywane między punktami czasowymi dla tych samych zwierząt przez cały okres trwania badania, co ponownie redukuje zarówno zmienność wewnątrz osobniczą, jak i potrzebę stosowania większych kohort obiektów doświadczalnych.

Choć system Caliper IVIS Lumina XR dostarczył nam istotnych informacji podłużnych dotyczących rozwoju osteoporozy indukowanej przez SCI, istnieją pewne ograniczenia, które należy wziąć pod uwagę: 1) mimo że platforma ta pozwoliła nam uzyskać wysokorozdzielcze dane rentgenowskie z kości kończyn tylnych myszy po SCI, jej użyteczność może być ograniczona do małych gryzoni, takich jak myszy. Maksymalna dopuszczalna wysokość obiektu w systemie Lumina XR wynosi 2,8 cm. Każdy obiekt przekraczający tę wysokość nie może zostać pomyślnie zobrazowany przy użyciu modułu rentgenowskiego Lumina XR. W naszej praktyce wykluczyło to możliwość badania szczurów o masie 200-250 g. Choć możliwe może być obrazowanie szczurów poniżej tego zakresu masy lub innych gryzoni, takich jak chomiki lub nornice, będzie to wymagało dodatkowych testów przeprowadzonych przez głównego badacza (PI). 2) Orientacja stawów. Krytyczne jest, aby badacz starannie ułożył kończyny w łatwo powtarzalnej orientacji, co umożliwi prawidłowe porównanie między sesjami obrazowania. Standaryzacja ułożenia kończyn pozwoli badaczowi na wygenerowanie i zastosowanie zestandaryzowanych obszarów ROI, które można zapisać i stosować zarówno w odniesieniu do poszczególnych osobników, jak i w czasie.

Podsumowując, uważamy, że system IVIS Lumina XR stanowi doskonałą platformę do modelowania rozwoju osteoporozy zależnej od SCI u myszy. Możliwość longitudinalnego badania utraty masy kostnej w obrębie tej samej kohorty myszy pozwoli nam na: 1) lepsze zrozumienie charakteru czasowego utraty masy kostnej i demineralizacji po SCI, 2) ustalenie, czy zmiany te stabilizują się w czasie, 3) zbadanie, dzięki dostępności linii myszy transgenicznych i knockout, mechanizmów molekularnych leżących u podstaw tych zmian patologicznych w sposób redukcjonistyczny oraz 4) — co prawdopodobnie jest najważniejszą zaletą — rozpoczęcie testowania nowych interwencji zaprojektowanych w celu zapobiegania rozwojowi osteoporozy we wczesnych etapach urazu lub odwrócenia tych zmian po już rozwiniętej osteoporozie. Wreszcie, Lumina XR, oprócz zapewnienia doskonałych możliwości obrazowania rentgenowskiego, może być również wykorzystywana do badania sygnałów bioluminescencyjnych i fluorescencyjnych u żywych zwierząt. Można łatwo wyobrazić sobie włączenie pozostałych modalności oferowanych przez ten system w celu mechanistycznej analizy wielu czynników determinujących dynamikę kości po SCI lub w przebiegu każdego innego procesu chorobowego prowadzącego do osteoporozy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Beuthanasia	Butler Animal Health Supply	001848
Ketathesia (hydrochlororek ketaminy)	Butler Animal Health Supply	023061
Ksylazyna	Butler Animal Health Supply	037849
Bupiwakaina	Butler Animal Health Supply	021801
Gelfoam; 7 MM	Fisher Scientific	NC0085178	W celu wspomagania hemostazy podczas operacji
IVIS Lumina XR	Caliper Life Sciences	135400
ZFOV, obiektyw z polem widzenia 2,5 cm	Caliper Life Sciences	127285	Niezbędny do uzyskania obrazów rentgenowskich o dużym powiększeniu struktury kostnej
Densitometr kości QDR	Hologic		Model nie jest już produkowany