Podłużna ocena utraty masy kostnej kończyn tylnych myszy po urazie rdzenia kręgowego z wykorzystaniem nowej metodologii in vivo

Podsumowanie

Przeprowadzono podłużną analizę ubytku kostnego w kościach udowych i piszczelowych u dorosłych myszy po urazie rdzenia kręgowego, wykorzystując sekwencyjne skanowanie rentgenowskie w niskiej dawce. Ubytek kostny w obrębie kości piszczelowych stwierdzono przez cały okres trwania badania, natomiast ubytek w kości udowej wykryto dopiero 40 dni po urazie.

Streszczenie

Urazowi rdzenia kręgowego (SCI) często towarzyszy osteoporoza w obszarach miednicy i kończyn dolnych poniżej miejsca uszkodzenia, co prowadzi do częstszego występowania złamań ¹. Ponieważ złamania te często występują w regionach, które utraciły prawidłową funkcję czuciową, pacjent jest narażony na większe ryzyko patologii zależnych od złamań, w tym na śmierć. Utrata gęstości mineralnej kości (BMD, g/cm²) oraz całkowitej zawartości minerałów w kościach (BMC, g) zależna od SCI jest przypisywana brakowi obciążenia mechanicznego ², nieprawidłowemu przesyłaniu sygnałów neuronalnych ³ oraz zmianom hormonalnym ⁴. Wykorzystanie modeli gryzoni w badaniu osteoporozy indukowanej przez SCI może dostarczyć nieocenionych informacji na temat mechanizmów leżących u podstaw rozwoju osteoporozy po urazie rdzenia kręgowego, a także stanowić środowisko testowe dla opracowywania nowych terapii ^5-7 (omówione w ⁸). Modele mysie SCI budzą duże zainteresowanie, ponieważ umożliwiają redukcjonistyczne podejście do oceny mechanizmów poprzez zastosowanie myszy z nokautem genów i myszy transgenicznych. Chociaż modele te dostarczyły ważnych danych, nadal istnieje potrzeba opracowania małoinwazyjnych, niezawodnych, powtarzalnych i mierzalnych metod określania stopnia utraty masy kostnej po SCI, szczególnie w czasie i w obrębie tej samej kohorty zwierząt doświadczalnych, aby usprawnić diagnostykę, metody leczenia i/lub zapobieganie osteoporozie indukowanej przez SCI.

Idealna metoda pomiaru gęstości kości u gryzoni powinna umożliwiać wielokrotną, sekwencyjną (w czasie) ekspozycję na niskie dawki promieniowania rentgenowskiego. Niniejsze badanie opisuje zastosowanie nowego skanera całego organizmu, IVIS Lumina XR (Caliper Instruments), który może być wykorzystany do uzyskiwania obrazów rentgenowskich kości kończyn tylnych myszy o niskiej energii (1-3 milligray (mGy)), wysokiej rozdzielczości i dużym powiększeniu w czasie po SCI. Znaczną utratę gęstości kości zaobserwowano w kościach piszczelowych myszy do 10. dnia po przezcięciu rdzenia kręgowego w porównaniu z nieuszkodzonymi, dobranymi wiekowo myszami kontrolnymi (naïve) (spadek o 13%, p<0,0005). Utratę gęstości kości w dystalnej części kości udowej można było również wykryć do 10. dnia po SCI, podczas gdy utrata gęstości w proksymalnej części kości udowej nie była wykrywalna aż do 40. dnia po urazie (spadek o 7%, p<0,05). Zależna od SCI utrata gęstości kości udowej u myszy została potwierdzona pośmiertnie przy użyciu dwuenergetycznej absorpcyjnej densytometrii promieni X (DXA), która stanowi obecnie „złoty standard” w pomiarach gęstości kości. Za pomocą IVIS Lumina XR wykryto 12% utraty BMC w kościach udowych myszy w 40. dniu po SCI. Wynik ten jest porównywalny z wcześniej raportowaną utratą BMC na poziomie 13,5% przez Picarda i współpracowników, którzy przeprowadzili analizę DXA kości udowych myszy pośmiertnie 30 dni po SCI ⁹. Nasze wyniki sugerują, że IVIS Lumina XR zapewnia nowatorską metodę o wysokiej rozdzielczości i dużym powiększeniu do przeprowadzania długoterminowych, podłużnych pomiarów gęstości kości kończyn tylnych u myszy po SCI.

Protokół

1. Model przecięcia rdzenia kręgowego myszy

1. Dorosłe samce myszy C57BL6 (o masie około 20-25 g) są znieczulane przy użyciu kombinacji ketaminy (200 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Wszystkie procedury chirurgiczne są przeprowadzane w sterylnych warunkach w bloku operacyjnym zatwierdzonym przez instytucjonalną komisję IACUC.
2. Po wprowadzeniu głębokiej narkozy sierść na grzbiecie jest przystrzygana maszynką elektryczną. Ogoloną skórę grzbietu przemywa się najpierw roztworem jodyny, a następnie 70% etanolem.
3. Przed wykonaniem pierwszego nacięcia obszar grzbietu przeznaczony do nacięcia jest infiltrowany znieczuleniem miejscowym (Marcaine) o stężeniu (0,25%, <1ml/kg) w celu zminimalizowania bólu pooperacyjnego.
4. Za pomocą małych nożyczek wykonuje się niewielki otwór w skórze w okolicy kręgu L2. Otwór ten jest poszerzany tymi samymi nożyczkami wzdłużnie aż do okolicy kręgu T2. Brzegi skóry są następnie rozsuwane za pomocą klamer typu bulldog.
5. Następnie za pomocą mikronożyczek usuwa się tkankę mięśniową z grzbietowej blaszki łukowej kręgosłupa na poziomie piersiowym 8 (T8). T8 można zidentyfikować zgodnie z opisem Kuh i Wrathalla (1998) ¹⁰. W skrócie, T13 można zidentyfikować po jego wyrostku kolczystym. Używając pęsety Dumont nr 5, palpacyjnie identyfikuje się ostatnie żebro i odlicza wstecz do T8. Po odsłonięciu obszaru, za pomocą kuretek kostnych wykonuje się laminektomię grzbietową na poziomie T8.
6. Całkowita przerwanie rdzenia kręgowego: Po odsłonięciu rdzenia kręgowego na poziomie T8, za pomocą dodatkowego zestawu sterylizowanych mikronożyczek przecina się rdzeń kręgowy w płaszczyźnie prostopadłej do jego długiej osi pod mikroskopem chirurgicznym. Używamy pęsety Dumont nr 5, aby delikatnie unieść jeden koniec rdzenia kręgowego i potwierdzić kompletność przerwania.
7. Po przecięciu rdzenia kręgowego do jamy ubytku ostrożnie wkłada się niewielki kawałek sterylnej gąbki kolagenowej (gelfoam) nasączonej sterylną solą fizjologiczną (0,9%), aby wspomóc hemostazę.
8. Następnie na odsłonięty rdzeń kręgowy kładzie się dodatkowy kawałek gąbki kolagenowej. Skórę zamyka się sterylnymi, stalowymi zszywkami chirurgicznymi. Zwierzęta są następnie przenoszone do klatek macierzystych, kładzione na papierowym ręczniku, aby zapobiec aspiracji materiału z podściółki, i ogrzewane podkładką grzewczą przez około 12 godzin. W okresie wczesnej rekonwalescencji zwierzętom zapewnia się na dnie klatek żele nawadniające (ClearH2O) oraz granulki pokarmowe. Po wybudzeniu z narkozy zwierzęta z urazem mają dostęp do pożywienia i wody w swoich klatkach.
9. Wszystkie zwierzęta z urazem poddawane są dwukrotnym w ciągu doby ręcznym opróżnianiu pęcherza (w odstępach około 12 godzin) przy użyciu zmodyfikowanej metody manualnej Crede przez cały okres badania (40 dni).
10. Myszom z urazem podaje się również dwa razy dziennie dożylnie wstrzyknięcia 0,9% soli fizjologicznej przez trzy dni (0,5 cc) w celu utrzymania nawodnienia oraz dwa razy dziennie iniekcje opioidowej buprenorfiny (0,05 mg/kg) w celu opanowania bólu pooperacyjnego przez okres 5 dni. Jeśli zwierzęta wykazują oznaki bólu po początkowym 5-dniowym okresie, otrzymują dodatkową buprenorfinę (0,05 mg/kg) codziennie, aż do ustąpienia objawów bólowych (zmniejszona ruchomość, zgarbiona postawa, brak pielęgnacji futra, wokalizacja podczas manipulacji).

2. Podłużna ocena gęstości kości z użyciem systemu IVIS Lumina XR w tej samej kohorcie myszy po przecięciu rdzenia kręgowego

1. Zaczynając od 10. dnia po SCI i kontynuując w 10-dniowych odstępach aż do 40. dnia, oceniano prawe i lewe kości udowe oraz piszczelowe u żywych, znieczulonych osobników (z SCI przez przekrojenie oraz niedzianych kontroli dobranych wiekowo).
2. W dniu skanowania osobniki transportowano w ich klatkach domowych z sekcji Vivarium Instytutu do pomieszczenia, w którym znajduje się urządzenie Caliper IVIS Lumina XR. Wszystkie osobniki są następnie znieczulane przy użyciu tego samego koktajlu ketaminy i ksylazyny, który był wcześniej stosowany podczas wywoływania SCI. Koktajl ten zapewnia stan znieczulenia przez okres od 1 do 1,5 godziny, co jest wystarczające na czas trwania procedury skanowania.
3. Badacz uruchamia urządzenie Lumina XR i pozwala wewnętrznej kamerze osiągnąć temperaturę operacyjną (-90°C) (~10 minut).
4. Po znieczuleniu osobnik (z przekrociem lub z grupy kontrolnej) jest delikatnie umieszczany na platformie dla zwierząt wewnątrz Lumina XR. Do urządzenia wstawia się obiektyw o dużym powiększeniu, aby umożliwić skupienie na obszarach kości udowej i piszczelowej (pole widzenia 2,4X2,4cm z obiektywem o dużym powiększeniu). Jeśli osobnik jest nieprawidłowo ustawiony poza polem widzenia, drzwi są otwierane, a osobnik reponowany, aż lewa lub prawa kończyna tylna znajdzie się w centrum (patrz Rycina 2a w celu prawidłowego ustawienia kończyny tylnej).
5. Po prawidłowym ustawieniu można uruchomić funkcję rentgenowską. Z rozwijanej listy Energy należy wybrać opcję odpowiednią dla Animal (żywy osobnik, 35 Kv 100uA, filtrowane promienie X).
6. Gdy zwierzę znajduje się w odpowiedniej pozycji, należy włączyć funkcję rentgenowską, zaznaczając X-Ray w panelu sterowania. Należy Acquire (pozyskać) obraz rentgenowski. Upewnij się, że cała kość udowa i piszczelowa są widoczne (patrz Rycina 2b). Surowe dane obrazowe są automatycznie zapisywane na dysku twardym. Zapisywane są również reprezentatywne pliki .TIFF. Następnie mysz jest przenoszona do klatki domowej i pozostawiana do wybudzenia pod obserwacją badacza. Proces jest następnie powtarzany z kolejną myszą.
   Uwaga: Oprogramowanie Living Image domyślnie wyświetla przekształcone obrazy rentgenowskie. Aby wyświetlić surowe obrazy rentgenowskie, należy odznaczyć opcję X-Ray Absorption w narzędziach Corrections/Filtering. Po skorygowaniu danych rentgenowskich pod kątem absorpcji można ocenić względną gęstość kości, porównując intensywności sygnałów w mierzonych ROI. Intensywność ROI wzrasta wraz ze wzrostem gęstości tkanki.

3. Analiza obrazów z prześwietleń rentgenowskich IVIS

1. Uruchom oprogramowanie, klikając dwukrotnie ikonę Living Image.
2. Wczytaj obraz rentgenowski, klikając w Przeglądaj przycisk. W wyświetlonym oknie dialogowym wybierz interesujący Cię folder i kliknij Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia.Przeglądarka Living Image wyświetla wybrane dane wraz z identyfikatorem użytkownika, informacjami o etykiecie oraz informacjami o konfiguracji kamery. Aby otworzyć dane, należy wykonać jedną z następujących czynności: dwukrotnie kliknąć wiersz danych lub kliknąć prawym przyciskiem myszy nazwę danych i wybrać Załaduj w menu skrótów wybierz wiersz danych i kliknij Załadujlub dwukrotnie kliknij miniaturę. Wyświetli się obraz oraz paleta narzędzi. Otwarte dane są podświetlone na zielono w przeglądarce.
3. Kliknij w Narzędzia ROI w Palecie narzędzi. W Narzędzia ROIwybierz ROI pomiaru z rozwijanej listy Typ. Aby załadować 3 obszary ROI wykorzystane w tym eksperymencie, kliknij Kwadrat ikona i załaduj 3 kwadraty.
4. Za pomocą linijki zmierz długość kości udowej. Dostosuj długość dwóch kwadratów do wartości 1/8.^th całkowitej długości kości udowej. Dostosuj szerokość tych dwóch kwadratów tak, aby wynosiła 1/24 całkowitej długości kości udowej. Za pomocą linijki odmierz 1/8^{Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.} odległości od końca bliższego kości udowej i ustaw kwadrat tak, aby znajdował się w centrum kości udowej. Umieść drugi kwadrat w odległości 1/4 całkowitej długości kości udowej od jej końca dalszego (Rys. 3). Te obszary zainteresowania (ROI) mogą być wykorzystane do pomiaru zarówno bliższych, jak i dalszych odcinków kości udowej.
5. Za pomocą linijki zmierz długość kości piszczelowej. Dostosuj długość trzeciego kwadratu do wartości 1/8.^th całkowitej długości piszczeli. Dostosuj szerokość do 1/30^{Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.} całkowitej długości kości piszczelowej. Umieść kwadrat w taki sposób, aby znajdował się w centrum i 1/8^{Nie podano treści do tłumaczenia. Proszę o wprowadzenie tekstu źródłowego.} całkowita długość kości piszczelowej mierzona od jej końca proksymalnego (patrz Ryc. 3).
6. Kliknij w Pomiar ikona (ołówek i linijka). Pomiary intensywności ROI pojawiają się na obrazie rentgenowskim, a następnie wyświetla się tabela pomiarów ROI. Eksport tabelę w wybranej lokalizacji jako plik .csv. Pozwoli to na otwarcie tabeli w programie Excel.
7. Powtórz to ze wszystkimi zapisanymi obrazami.
8. Zgromadź wszystkie dane w jednym arkuszu programu Excel. Istotność statystyczną określono za pomocą testu t-Studenta, wykorzystując oprogramowanie Microsoft Excel lub SigmaPlot 11.0 (Systat Software).

4. Analiza gęstości kości po śmierci:

1. Po wykonaniu ostatniego podłużnego skanu rentgenowskiego w systemie IVIS Lumina XR, myszy poddaje się głębokiej anestezji za pomocą Beuthanasia (75 mg pentobarbitalu/kg). Po osiągnięciu głębokiej anestezji przeprowadza się transkardialną perfuzję myszy schłodzonym soltworem fosforanowym z heparyną (40 mg/litr) w celu upokrwienia.
2. Po upokrwieniu należy wyciąć oba kości udowe. Należy zwrócić szczególną uwagę na usunięcie jak największej ilości tkanki miękkiej, ponieważ wykazano, że wpływa ona na pomiary gęstości ¹¹. Kości udowe należy owinąć gazą nasączoną wodą i przechowywać w temperaturze -20C do momentu rozpoczęcia analizy.

5. Analiza DXA z użyciem densytometru kostnego Hologic QDR 4000

1. Rozmrozić nasączone gazą kości udowe i przenieść je do zestawu densytometru kostnego.
2. skalibrować aparat zgodnie z protokołem producenta; upewnić się, że wartości BMC i BMD mieszczą się w dopuszczalnych granicach.
3. Umieścić w urządzeniu mosiężny kolimator. Pozwala to użytkownikowi ograniczyć rozmiar i kąt wiązki promieni rentgenowskich, aby skupić się na konkretnym celu.
4. Zanurzyć rozmrożoną kość udową w szalce Petriego wypełnionej wodą (kłykcie po lewej stronie, kość udowa równolegle doyłoża) i ustawić ją bezpośrednio po prawej stronie lasera.
5. Wpisać Biography (tytuł opisowy zawierający informacje identyfikacyjne zwierzęcia, zastosowaną terapię itp.) dla kości udowej, która zostanie przeskanowana.
6. Wybrać opcję Scan z menu Selections, a następnie wybrać regionA hi-res. Określić parametry skanowania: obszar skanowania o wymiarach 2 x 0.7489 inches, z odstępem między liniami 0.01 inch i rozdzielczością punktową 0.00499 inch.
   Uwaga: Monitorować proces skanowania. Podczas gdy wiązka promieni rentgenowskich skanuje próbkę rastrowo, należy upewnić się, że w komorze znajduje się wystarczająca ilość wody, aby całkowicie przykryć próbkę kostną.
7. Wybrać opcję Analyze w menu Analysis Selection. Postępować zgodnie z instrukcjami, aby zaznaczyć całą kość udową jako ROI. Pojawi się strona raportu z obliczonymi wartościami BMC (gramy) oraz BMD (gms/cm²).
8. Powtórzyć powyższe kroki w celu analizy pozostałych kości udowych.
9. Zestawić wszystkie dane w jednym arkuszu programu Excel i przeprowadzić analizę statystyczną (test t).

6. Reprezentatywne wyniki:

Względną utratę gęstości kości kości piszczelowej i udowej myszy po urazie rdzenia kręgowego w porównaniu z myszami naiwnymi można wykryć za pomocą powyższej metody. Już po 10 dniach stwierdzono znaczący spadek gęstości kości (12%, p<0.0005), a po 40 dniach utrata gęstości kości wyniosła do 15% (p<0.0005, Rysunek 4). Utratę gęstości kości udowej zaobserwowano 40 dni po urazie (spadek o 7%, p<0.05, Rysunek 5). Wyniki te stanowią dowód na przydatność nieinwazyjnego obrazowania rentgenowskiego do podłużnej obserwacji zmian gęstości kości po urazie rdzenia kręgowego.

Aby porównać skuteczność tej metody z obecnie dostępnymi rozwiązaniami, przeanalizowano wycięte kości udowe tych myszy 40 dni po urazie za pomocą obrazowania DXA. Przykładowy wynik analizy przedstawiono na Rysunku 6. Stwierdzono istotną utratę zawartości mineralnej kości u myszy po SCI w porównaniu z grupą naiwną (spadek o 12%, p<0,05, Rysunek 7). Gęstość mineralna kości nie zmieniła się istotnie, lecz wykazała podobny trend (Rysunek 8). Wyniki te są zbieżne z doniesieniami literaturowymi; Picard i wsp. zaobserwowali spadek BMC o 13,5% (p<0,001), przy braku istotnego spadku BMD (Picard 2008).

Rycina 1. Oś czasu eksperymentu.

Rysunek 2. Reprezentatywna orientacja lewej kończyny tylnej: a) fotografia i b) zdjęcie rentgenowskie.

Rycina 3. Wymiary i orientacja ROI w obrębie obszarów proksymalnych kości udowej i piszczelowej.

Rycina 4. Utrata gęstości kości w bliższej części kości piszczelowej 10, 20, 30 i 40 dni po urazie rdzenia kręgowego (n=5) w porównaniu do grupy kontrolnej w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; **p<0.005, *** p<0.0005.

Rycina 5. Utrata gęstości kości w bliższym odcinku kości udowej 10, 20, 30 i 40 dni po SCI (n=5) w porównaniu do grupy kontrolnej (naiwnych) w tym samym wieku (n=5). Słupki błędu reprezentują SEM; *p<0,05.

Rycina 6. Utrata gęstości kości w dalszej części kości udowej 10, 20, 30 i 40 dni po SCI (n=5) w porównaniu z grupą kontrolną osobników naiwnych w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; *p<0.01-0.05; **p<0.001-0.01; ***p<0.0001-0.001; ****p<0.0001.

Rysunek 7. Reprezentatywny obraz danych DXA przedstawiający wyniki BMC i BMD.

Rycina 8. Analiza DXA zawartości mineralnej kości (gramy) w kościach udowych myszy z SCI 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z grupą kontrolną Naïve w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; *p<0.05.

Rycina 9. Analiza DXA gęstości mineralnej kości (mg/cm²) w kościach udowych myszy po SCI 40 dni po urazie (n=5) w porównaniu z grupą naiwną w tym samym wieku (n=5). Słupki błędów reprezentują SEM; brak istotnych różnic.

Dyskusja

Niniejsze badanie przedstawia nową, nieinwazyjną metodę podłużnej oceny zmian gęstości w obrębie poszczególnych kości (piszczeli i ud) w ramach jednej kohorty myszy, z wykorzystaniem systemu obrazowania Caliper IVIS Lumina XR. W badaniu przeprowadzonej na jednej kohorcie myszy po przecięciu rdzenia kręgowego w okresie 40 dni stwierdzono, że SCI spowodowało spadek gęstości kości zarówno w kościach udowych, jak i piszczelach w porównaniu z nieukaleczonymi myszami kontrolnymi w tym samym wieku. Uzyskane wyniki dla kości udowej zostały potwierdzone pośmiertnie za pomocą DXA, co sugeruje, że zastosowanie systemu Caliper Instruments IVIS Lumina XR może służyć jako czułe narzędzie pomiarowe do oceny długofalowych i progresywnych skutków SCI w zakresie utraty masy kostnej.

Jedną z potencjalnych korzyści dla badaczy stosujących ten system jest możliwość longitudinalnego śledzenia rozwoju zmian patologicznych w kościach kończyn tylnych zwierząt po SCI. Możliwość oceny jednej kohorty w długich odstępach czasu zapewnia badaczowi istotne zalety w zakresie: 1) kosztów związanych z zakupem i długoterminową opieką nad zwierzętami. Zamiast badania wymagającego dużej liczby zwierząt, które musiałyby zostać uśpiene w określonych punktach czasowych w celu oceny zmian zależnych od czasu, wyniki patologiczne można śledzić w obrębie tej samej kohorty w tym samym okresie; 2) zmienności: oprócz porównania z kohortami kontrolnymi, wyniki uzyskane w obrębie jednej kohorty osobników z urazem mogą być oceniane i porównywane między punktami czasowymi dla tych samych zwierząt przez cały okres trwania badania, co ponownie redukuje zarówno zmienność wewnątrz osobniczą, jak i potrzebę stosowania większych kohort obiektów doświadczalnych.

Choć system Caliper IVIS Lumina XR dostarczył nam istotnych informacji podłużnych dotyczących rozwoju osteoporozy indukowanej przez SCI, istnieją pewne ograniczenia, które należy wziąć pod uwagę: 1) mimo że platforma ta pozwoliła nam uzyskać wysokorozdzielcze dane rentgenowskie z kości kończyn tylnych myszy po SCI, jej użyteczność może być ograniczona do małych gryzoni, takich jak myszy. Maksymalna dopuszczalna wysokość obiektu w systemie Lumina XR wynosi 2,8 cm. Każdy obiekt przekraczający tę wysokość nie może zostać pomyślnie zobrazowany przy użyciu modułu rentgenowskiego Lumina XR. W naszej praktyce wykluczyło to możliwość badania szczurów o masie 200-250 g. Choć możliwe może być obrazowanie szczurów poniżej tego zakresu masy lub innych gryzoni, takich jak chomiki lub nornice, będzie to wymagało dodatkowych testów przeprowadzonych przez głównego badacza (PI). 2) Orientacja stawów. Krytyczne jest, aby badacz starannie ułożył kończyny w łatwo powtarzalnej orientacji, co umożliwi prawidłowe porównanie między sesjami obrazowania. Standaryzacja ułożenia kończyn pozwoli badaczowi na wygenerowanie i zastosowanie zestandaryzowanych obszarów ROI, które można zapisać i stosować zarówno w odniesieniu do poszczególnych osobników, jak i w czasie.

Podsumowując, uważamy, że system IVIS Lumina XR stanowi doskonałą platformę do modelowania rozwoju osteoporozy zależnej od SCI u myszy. Możliwość longitudinalnego badania utraty masy kostnej w obrębie tej samej kohorty myszy pozwoli nam na: 1) lepsze zrozumienie charakteru czasowego utraty masy kostnej i demineralizacji po SCI, 2) ustalenie, czy zmiany te stabilizują się w czasie, 3) zbadanie, dzięki dostępności linii myszy transgenicznych i knockout, mechanizmów molekularnych leżących u podstaw tych zmian patologicznych w sposób redukcjonistyczny oraz 4) — co prawdopodobnie jest najważniejszą zaletą — rozpoczęcie testowania nowych interwencji zaprojektowanych w celu zapobiegania rozwojowi osteoporozy we wczesnych etapach urazu lub odwrócenia tych zmian po już rozwiniętej osteoporozie. Wreszcie, Lumina XR, oprócz zapewnienia doskonałych możliwości obrazowania rentgenowskiego, może być również wykorzystywana do badania sygnałów bioluminescencyjnych i fluorescencyjnych u żywych zwierząt. Można łatwo wyobrazić sobie włączenie pozostałych modalności oferowanych przez ten system w celu mechanistycznej analizy wielu czynników determinujących dynamikę kości po SCI lub w przebiegu każdego innego procesu chorobowego prowadzącego do osteoporozy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Beuthanasia	Butler Animal Health Supply	001848
Ketathesia (hydrochlororek ketaminy)	Butler Animal Health Supply	023061
Ksylazyna	Butler Animal Health Supply	037849
Bupiwakaina	Butler Animal Health Supply	021801
Gelfoam; 7 MM	Fisher Scientific	NC0085178	W celu wspomagania hemostazy podczas operacji
IVIS Lumina XR	Caliper Life Sciences	135400
ZFOV, obiektyw z polem widzenia 2,5 cm	Caliper Life Sciences	127285	Niezbędny do uzyskania obrazów rentgenowskich o dużym powiększeniu struktury kostnej
Densitometr kości QDR	Hologic		Model nie jest już produkowany