Method Article

Ocena zmian metabolicznych w wątrobie podczas postępującej kolonizacji myszy wolnej od zarazków za pomocą spektroskopii 1H NMR

DOI:

10.3791/3642

⸱

December 15th, 2011

 , 
1School of Chemistry, Food and Pharmacy, The University of Reading, 2Department of Nutritional Sciences, The University of Reading

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Procedura progresywnej kolonizacji jest opisana, aby dokładniej ocenić jej wpływ na metabolizm wątrobowy gospodarza. Kolonizacja jest monitorowana nieinwazyjnie poprzez ocenę wydalania z moczem kometabolitów drobnoustrojów za pomocą profilowania metabolicznego opartego na NMR, podczas gdy metabolizm wątrobowy jest oceniany za pomocą profilowania NMR nienaruszonej biopsji za pomocą High Resolution Magic Angle Spinning (HR MAS).

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dobrze wiadomo, że bakterie jelitowe znacząco przyczyniają się do homeostazy gospodarza, zapewniając szereg korzyści, takich jak ochrona immunologiczna i synteza witamin. Dostarczają również gospodarzowi znaczną ilość składników odżywczych, dzięki czemu ekosystem ten jest niezbędnym organem metabolicznym. W kontekście coraz większej liczby dowodów na związek między florą jelitową a zespołem metabolicznym, zrozumienie interakcji metabolicznej między gospodarzem a jego mikrobiotą jelitową staje się ważnym wyzwaniem współczesnej biologii. 1-4

Kolonizacja (zwana również procesem normalizacji) oznacza tworzenie się mikroorganizmów u zwierzęcia, które wcześniej było wolne od zarazków. Chociaż jest to naturalny proces zachodzący po urodzeniu, jest również stosowany u dorosłych zwierząt wolnych od zarazków do kontrolowania ekosystemu kwiatowego jelit i dalszego określania jego wpływu na metabolizm gospodarza. Powszechną procedurą kontroli procesu kolonizacji jest zastosowanie metody zgłębnika z pojedynczym lub mieszaniną mikroorganizmów. Ta metoda powoduje bardzo szybką kolonizację i ma tę wadę, że jest niezwykle stresująca5. Dlatego przydatne jest zminimalizowanie stresu i uzyskanie wolniejszego procesu kolonizacji, aby stopniowo obserwować wpływ osiedlania się bakterii na metabolizm gospodarza.

W tym manuskrypcie opisujemy procedurę oceny modyfikacji metabolizmu wątroby podczas procesu stopniowej kolonizacji przy użyciu techniki nieniszczącego profilowania metabolicznego. Proponujemy monitorowanie kolonizacji drobnoustrojów jelitowych poprzez ocenę aktywności metabolicznej drobnoustrojów jelitowych odzwierciedlonej w wydalaniu z moczem kometabolitów drobnoustrojów za pomocą profilowania metabolicznego opartego na 1H NMR. Pozwala to na ocenę stabilności aktywności mikrobiologicznej jelit wykraczającej poza stabilne ustanowienie ekosystemu mikrobiologicznego jelitowego, zwykle oceniane przez monitorowanie bakterii kałowych za pomocą DGGE (elektroforeza żelowa z denaturacją gradientową). 6 Kolonizacja odbywa się w konwencjonalnym środowisku otwartym i jest inicjowana przez brudne śmieci zabrudzone przez konwencjonalne zwierzęta, które będą służyć jako kontrola. Gryzonie są zwierzętami koprofagicznymi, co zapewnia jednorodną kolonizację, jak opisano wcześniej. 7

Profilowanie metaboliczne wątroby jest mierzone bezpośrednio z nienaruszonej biopsji wątroby przy użyciu 1-godzinnej spektroskopii NMR o wysokiej rozdzielczości Magic Angle Spinning. Ta półilościowa technika oferuje szybki sposób oceny, bez uszkadzania struktury komórkowej, głównych metabolitów, takich jak trójglicerydy, glukoza i glikogen, w celu dalszego oszacowania złożonej interakcji między procesem kolonizacji a metabolizmem wątrobowym7-10. Metodę tę można również zastosować do dowolnej biopsji tkanek11,12.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Kolonizacja zwierząt wolnych od zarazków i pobieranie próbek

  1. Usuń zwierzęta wolne od zarazków z izolatorów i umieść je w konwencjonalnym pomieszczeniu hodowlanym w klatkach wyposażonych w filtr przed konwencjonalnymi zwierzętami, które będą służyć jako kontrola (rysunek 1).
  2. Wymieszać połowę miotu (w wieku 3 dni) pobranego z konwencjonalnej klatki kontrolnej ze ściółką zwierząt wolnych od zarazków. Zawsze zachowuj 1/3 brudnego żwirku konwencjonalnego za każdym razem, gdy konieczne jest jego odnowienie, aby utrzymać poziom bakterii (trzymaj go co najmniej przez 3 dni).
  3. Zbierz mocz do mikroprobówki o pojemności 1,5 ml, przesuwając mysz nad rurką i pomóż w oddawaniu moczu, delikatnie masując jelita. Natychmiast zamrozić w ciekłym azocie. Przechowywać w temperaturze co najmniej -40°C do czasu analizy NMR. Do akwizycji za pomocą sondy NMR 5 mm wymagana jest minimalna objętość 20 μl, ale zaleca się użycie 30 μl w celu poprawy jakości profilowania metabolicznego.
  4. Zwierzęta powinny być poddawane eutanazji bez użycia jakiegokolwiek środka znieczulającego, aby uniknąć mylących rezonansów NMR z powodu wątrobowego metabolizmu związków znieczulających (na przykład zastosowanie zwichnięcia szyjki macicy, a następnie potwierdzenia zgonu przez wykrwawienie)

2. Zalecenie do pobrania biopsji wątroby

  1. Nie używaj żadnych produktów zawierających alkohol, aby uniknąć zanieczyszczenia. Myć narzędzia samą wodą lub roztworem soli fizjologicznej.
  2. Nie należy perforować pęcherzyka żółciowego. W przypadku wycieku żółci należy natychmiast przemyć chusteczkę wodą lub roztworem soli fizjologicznej.
  3. Pobrać biopsję wątroby (około 15-50 mg) z lewego płata, jak pokazano na rycinie 2. W przypadku powtarzalnych biopsji należy zbierać konsekwentnie w środku lewego płata, unikając obszarów obwodowych, w których tkanka jest cieńsza.
  4. Biopsje należy natychmiast zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80°C do czasu analizy NMR.

3. 1Akwizycja H NMR mikroobjętości moczu

  1. Przygotować 0,2 M roztwór buforowy fosforanu sodu w D2O (99,8 %), pH 7,4 zawierający 1 mM kwasu 3-(trimetylosililo)propionowego-d4 (TSP).
  2. Wymieszaj 30 μl moczu z 30 μl buforu fosforanu sodu.
  3. Przenieść 50 μl zmieszanego roztworu do probówki kapilarnej NMR o średnicy 1,7 mm (Rysunek 3 (2)) za pomocą szklanej strzykawki o pojemności 50 μl wyposażonej w metalową igłę (średnica zewnętrzna 0,5 mm). Uważaj, aby uniknąć bąbelków.
  4. Zamontuj adapter kapilarny (Rysunek 3 (3)) na górze kapilary zawierającej próbkę moczu i umieść ją w mikroprobówce NMR 2.5 mm dla sondy NMR 5 mm (Rysunek 3 (1)). Użyj tej kombinacji probówek jako zwykłej 5-milimetrowej rurki NMR do akwizycji spektralnej.
  5. Użyj pręta ekstrakcyjnego (Rysunek 3 (4)) aby usunąć kapilę z rurki NMR 2.5 mm, delikatnie przykręcając adapter kapilarny, aby go wyciągnąć.

4. 1H HR MAS NMR biopsji tkanki wątroby: przygotowanie próbki

  1. Elementy i narzędzia wirnika MAS są opisane na rysunku 4.
  2. Wprowadzić biopsję (około 15-50 mg) do wirnika cyrkonowego (ryc. 4 (1)) i wypełnić resztę objętości czystym D2O dla śluzy NMR. Uważaj, aby nie tworzyć żadnych bąbelków, ponieważ zmieniłoby to jakość późniejszego podkładkowania i jakość pozyskiwania danych.
  3. Włożyć 50 μl teflonowej przekładki (Rysunek 4 (2)) za pomocą cylindrycznej (Rysunek 4 (5)). Odkręć go i skalibruj za pomocą ogranicznika głębokości na krótszym boku (Rysunek 4 (8)). Na tym etapie ważne jest, aby zwrócić szczególną uwagę na próbkę, ponieważ jej część może przeciekać przez otwór dystansowy. W takim przypadku część biopsji ulega zniszczeniu, a waga próbki nie jest już wiarygodna. W związku z tym konieczne jest rozpoczęcie przygotowania próbki od początku.
  4. Umieść kołek łbowy (Rysunek 4 (3)) i delikatnie przykręć go śrubokrętem (Rysunek 4 (6)). Osusz resztki wody kawałkiem chusteczki.
  5. Umieść nasadkę (Rysunek 4 (4)) w górnej części wirnika i włóż ją do wału wirnika (Rysunek 4 (6)). Dociśnij mocno, aż nasadka znajdzie się na swoim miejscu. Między wirnikiem a jego nasadką nie powinno być żadnej przestrzeni.
  6. Zaznacz połowę dolnej części wirnika czarnym markerem, aby umożliwić optyczne wykrywanie prędkości wirowania.
  7. Umieść wirnik wewnątrz spektrometru NMR i zacznij wirować z częstotliwością 5 kHz. Uzyskaj widmo 1H NMR za pomocą sekwencji impulsów CPMG13 zgodnie z wytycznymi producenta.
  8. Użyj α anomerycznego rezonansu glukozy przy 5.22 ppm (dublet), aby skalibrować widma NMR.
  9. Aby rozpakować wirnik, należy zdjąć nasadkę za pomocą narzędzia do usuwania nasadki (Rysunek 4 (9)). Odkręć kołek łba i usuń teflonową przekładkę za pomocą cylindrycznej. Dokładnie umyj wodą z detergentem.

5. Reprezentatywne wyniki

Aktywność mikrobiologiczna jelit może być monitorowana za pomocą profilowania metabolicznego moczu. W piśmiennictwie opisano dużą liczbę kometabolitów mikrobiologicznych w moczu, które można zidentyfikować za pomocą 1H NMR,7,14-17. Te mikrobiologiczne kometabolity są szczególnie przydatne do monitorowania procesu kolonizacji, ponieważ zapewniają szybki i nieinwazyjny sposób oszacowania, kiedy nowo utworzony ekosystem jest stabilny. Rycina 5A wyraźnie ilustruje pojawianie się kometabolitów mikrobiologicznych w jelitach w procesie kolonizacji. Rysunek ten przedstawia profil metaboliczny moczu uzyskany zgodnie z procedurą opisaną w Kroku 2 dla zwierzęcia skolonizowanego 20 dni przy użyciu procedury opisanej w Kroku 1. Zwierzę to nie wydalało żadnego siarczanu indoksylowego i bardzo małych ilości fenyloacetyloglicyny (PAG) i siarczanu p-krezolu w stanie wolnym od zarazków (dzień 0-niebieski). Wraz z postępem kolonizacji te 3 markery metabolizmu białek w mikrobiocie jelitowej znacznie wzrastają, aby osiągnąć równowagę w 20 dniu (kolor czerwony). Jest to szczególnie łatwe do monitorowania w przypadku grupy zwierząt, jak pokazano na rysunku 5B przy użyciu rezonansu PAG. Diagram ten uzyskano poprzez całkowanie obszaru pod rezonansami zaznaczonymi na szaro na rysunku 5A (δ 7,40-7,43), odpowiadającym rezonansowi właściwemu (trypletowi) PAG dla grupy 7 zwierząt.

1H Spektroskopia NMR o wysokiej rozdzielczości z magicznym kątem (HR MAS) jest techniką nieniszczącą, która pozwala na szybkie i powtarzalne pobieranie profili metabolicznych dowolnego rodzaju biopsji18. W tym protokole użyliśmy tej potężnej techniki, aby uzyskać wątrobowy profil metaboliczny 2 myszy przed (niebieski) i po (czerwony) kolonizacji (ryc. 6). Rysunek ten dobrze ilustruje informacje, które można uzyskać z profilu metabolicznego opartego na MAS NMR. Można uwidocznić liczne aminokwasy, a także metabolity pochodzące z metabolizmu energetycznego, takie jak glukoza, glikogen, mleczan, trójglicerydy, (D)-3-hydroksymaślan i nikotynuran. Profile te zawierają również informacje dotyczące stresu oksydacyjnego (tj. kwasu askorbinowego, glutationu), metabolizmu nukleotydów (tj. inozyny, urydyny) i metabolizmu metyloaminy (tj. choliny, N-tlenku trimetyloaminy). W tym przykładzie jest bardzo jasne, że wolna od zarazków mysz prawie nie wykazuje glikogenu i bardzo niskie ilości glukozy i trójglicerydów, jak wcześniej opublikowano.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Przegląd protokołu kolonizacji. Zwierzęta wolne od zarazków i konwencjonalne są trzymane obok siebie w klatkach wyposażonych w filtry, a ich mioty są wymieniane, aby umożliwić stopniową kolonizację konwencjonalnej mikrobioty jelitowej (1). Aktywność mikrobiologiczną jelit monitoruje się za pomocą profilowania metabolicznego opartego na 1H NMR (2-3). Metabolizm wątrobowy ocenia się za pomocą 1-godzinnego profilowania metabolicznego opartego na NMR (4-5).

figure-protocol-2
Rysunek 2. Anatomia wątroby myszy. Wątroba jest wyświetlana tak, jakby płaska strona narządu była zwrócona w stronę stołu. W przypadku powtarzalnych biopsji zaleca się, aby zawsze pobierać próbki ze środka lewego płata, jak wskazuje przerywany prostokąt.

figure-protocol-3
Rysunek 3. Zestaw kapilarny 1,7 mm NMR do pracy z mikroobjętościami. Klucz: 1: mikrorurka NMR 2,5 mm, rurka kapilarna 2: 1,7 mm NMR, 3: adapter kapilarny, 4: pręt ekstrakcyjny.

figure-protocol-4
Rysunek 4. Wyposażenie wirnika MAS. Legenda: 1: wirnik MAS, 2: przekładka teflonowa 50 μL, 3: kołek z, 4: nasadka, 5: śruba cylindryczna, 6: śrubokręt, 7: wał wirnika, 8: ogranicznik głębokości.

figure-protocol-5
Rysunek 5. Ewolucja profili metabolicznych moczu podczas kolonizacji.

  1. Powiększ obszar aromatyczny widma w zakresie 6,8-7,8 ppm, w którym można uwidocznić kometabolity mikrobiologiczne. 1Widma H NMR uzyskano od pojedynczego osobnika w dniu 0 (niebieski), 4 (zielony), 15 (pomarańczowy) i 20 (czerwony) po kolonizacji. Szara strefa odpowiada obszarowi, który został zintegrowany w celu utworzenia diagramu w B. Legenda: 1-MeHistamina: 1-metylohistamina; Indoxyl-S: Siarczan indoksylu; Jego: histydyna; p-Cresol-S: siarczan p-krezolu; PAG: Fenyloacetyloglicyna.
  2. Średnie stężenie PAG podczas kolonizacji (n=7). Test t-Studenta został wykorzystany do porównania różnicy w stężeniu PAG w różnych punktach czasowych: a: p<0,05 w porównaniu z dniem 0; B: P<0,01 w porównaniu do dnia 10.

figure-protocol-6
Rysunek 6.Typowe widma 600 MHz 1H HR MAS NMR biopsji wątroby pochodzące od myszy wolnych od zarazków (niebieskich) i byłych wolnych od zarazków (czerwonych). Odważne protony są odpowiedzialne za rezonans trójglicerydów. Legenda: 3-HB: 3-hydroksymaślan, GSH: zredukowany glutation, TG: trójglicerydy, TMAO: N-tlenek trimetyloaminy.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole opisaliśmy postępującą procedurę kolonizacji w otwartym środowisku w celu dalszego zbadania wpływu mikrobioty jelitowej na metabolizm wątrobowy oceniany za pomocą profilowania 1H HR MAS NMR nienaruszonej biopsji. W literaturze opisano różne metody kolonizacji. Najczęstszymi metodami kolonizacji zwierząt o określonej mikrobiocie są zgłębnik z jamy ustnej lub zanieczyszczona woda pitna19,20. Można również zastosować inokulację kału, jak opisano wcześniej21. Przedstawiona tu ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie mamy nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie widma NMR użyte jako przykłady ilustracyjne pochodzą z wcześniej opublikowanego badania7, które było wspierane finansowo przez Nestlé.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Tabela konkretnych odczynników i sprzętu:
Mikroprobówka 2,5 mmRurkaNE-H5/2.5-V-Br
1,7 mmSigma-AldrichNORS175001
New EraNE-325-5/1.7
Pręt ekstrakcyjnyNew EraNE-341-5
HR-MAS wirnik BL4 z 50 μ Zestaw kulistych przekładek teflonowych LBruker CorporationHZ07213
Zestaw narzędzi do 50 μ L wkładkiBruker CorporationB2950
Advance III 600 MHz NMRBruker Corporation
1H HR Mas NMR sonda stałaBruker Corporation
Tlenek deuteru 99,9Sigma-Aldrich530867-1L
Kwas 3-(trimetylosililo)propionowy-d4 (TSP)Sigma-Aldrich269913
kapilarna New Era Adapter kapilarny %

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cani, P. D., Delzenne, N. M. Gut microflora as a target for energy and metabolic. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 10, 729-734 (2007).
  2. Ley, R. E., Turnbaugh, P. J., Klein, S., Gordon, J. I. Microbial ecology: human gut microbes associated with obesity. Nature. 444, 1022-1023 (2006).
  3. Raoult, D. Obesity pandemics and the modification of digestive bacterial flora. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 27, 631-634 (2008).
  4. Turnbaugh, P. J., Backhed, F., Fulton, L., Gordon, J. I. Diet-induced obesity is linked to marked but reversible alterations in the mouse distal gut microbiome. Cell. Host. Microbe. 3, 213-223 (2008).
  5. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 43, 42-51 (2004).
  6. Muyzer, G., Smalla, K. Application of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) and temperature gradient gel electrophoresis (TGGE) in microbial ecology. Antonie van Leeuwenhoek. 73, 127-141 (1998).
  7. Claus, S. P. Colonization-induced host-gut microbial metabolic interaction. MBio. 2, (2011).
  8. Waters, N. J. High-resolution magic angle spinning 1H NMR spectroscopy of intact liver and kidney: optimization of sample preparation procedures and biochemical stability of tissue during spectral acquisition. Anal. Biochem. 282, 16-23 (2000).
  9. Bollard, M. E. High-resolution 1H and 1H-13C magic angle spinning NMR spectroscopy of rat liver. Magnetic resonance in medicine. 44, 201-207 (2000).
  10. Lindon, J. C., Holmes, E., Nicholson, J. Pattern recognition methods and applications in biomedical magnetic resonance. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 39, 1-40 (2001).
  11. Tate, A. R. Distinction between normal and renal cell carcinoma kidney cortical biopsy samples using pattern recognition of (1)H magic angle spinning (MAS) NMR spectra. NMR. Biomed. 13, 64-71 (2000).
  12. Wang, Y. Topographical variation in metabolic signatures of human gastrointestinal biopsies revealed by high-resolution magic-angle spinning 1H NMR spectroscopy. Journal of Proteome Research. 6, 3944-3951 (2007).
  13. Meiboom, S., Gill, D. Modified spin-echo method for measuring nuclear relaxation times. The review of scientific instruments. 29, 688-691 (1958).
  14. Nicholson, J. K., Holmes, E., Wilson, I. D. Gut microorganisms, mammalian metabolism and personalized health care. Nat. Rev. Microbiol. 3, 431-438 (2005).
  15. Martin, F. P. Effects of probiotic Lactobacillus paracasei treatment on the host gut tissue metabolic profiles probed via magic-angle-spinning NMR spectroscopy. Journal of Proteome Research. 6, 1471-1481 (2007).
  16. Swann, J. R. Variation in Antibiotic-Induced Microbial Recolonization Impacts on the Host Metabolic Phenotypes of Rats. J. Proteome. Res. , (2011).
  17. Jacobs, D. M., Gaudier, E., van Duynhoven, J., Vaughan, E. E. Non-digestible food ingredients, colonic microbiota and the impact on gut health and immunity: a role for metabolomics. Curr. Drug. Metab. 10, 41-54 (2009).
  18. Beckonert, O. High-resolution magic-angle-spinning NMR spectroscopy for metabolic profiling of intact tissues. Nat. Protoc. 5, 1019-1032 (2010).
  19. Hooper, L. V. Methods in microbiology. Sansonetti, P., Zychlinsky, A. 31, Academic Press. 559-589 (2002).
  20. Rahija, R. J. Ch. 7. The mouse in biomedical research. Fox, J. G. , Academic Press. 217-234 (2007).
  21. Goodwin, B. L., Ruthven, C. R., Sandler, M. Gut flora and the origin of some urinary aromatic phenolic compounds. Biochemical Pharmacology. 47, 2294-2297 (1994).
  22. Koopman, J. P. 'Normalization' of germfree mice after direct and indirect contact with mice having a 'normal' intestinal microflora. Lab Anim. 20, 286-290 (1986).
  23. Nishikata, N., Shikata, N., Kimura, Y., Noguchi, Y. Dietary lipid-dependent regulation of de novo lipogenesis and lipid partitioning by ketogenic essential amino acids in mice. Nutrition and Diabetes. 1, 1-12 (2011).
  24. Spagou, K. A GC-MS metabolic profiling study of plasma samples from mice on low- and high-fat diets. J. Chromatogr. B. Analyt. Technol. Biomed. Life. Sci. 879, 1467-1475 (2011).
  25. Sanchez-Patan, F., Monagas, M., Moreno-Arribas, M. V., Bartolome, B. Determination of microbial phenolic acids in human faeces by UPLC-ESI-TQ MS. J. Agric. Food. Chem. 59, 2241-2247 (2011).
  26. Roux, A., Lison, D., Junot, C., Heilier, J. F. Applications of liquid chromatography coupled to mass spectrometry-based metabolomics in clinical chemistry and toxicology: A review. Clin. Biochem. 44, 119-135 (2011).
  27. Ryan, D., Robards, K., Prenzler, P. D., Kendall, M. Recent and potential developments in the analysis of urine: a review. Anal. Chim. Acta. 684, 8-20 (2011).
  28. Nagayama, K., Wuthrich, K., Bachmann, P., Ernst, R. R. Two-dimensional J-resolved 1H n.m.r. spectroscopy for studies of biological macromolecules. Biochem. Biophys. Res. Commun. 78, 99-105 (1977).
  29. Aue, W. P., Bartholdi, E., Ernst, R. R. Two-dimensional spectroscopy. Application to nuclear magnetic resonance. J. Chem. Phys. 64, 2229-2246 (1975).
  30. Bodenhausen, G., Ruben, D. J. Natural abundance 15N NMR by enhanced heteronuclear spectroscopy. Chemical. Physics. Letters. 69, 185-189 (1980).
  31. Fan, T. W. -M. Metabolite profiling by one- and two-dimensional NMR analysis of complex mixtures. Progress in nuclear magnetic resonance spectroscopy. 28, 161-219 (1996).
  32. Fan, T., Lane, A. Structure-based profiling of metabolites and isotopomers by NMR. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 52, 48-48 (2008).
  33. Fonville, J. M. The evolution of partial least squares models and related chemometric approaches in metabonomics and metabolic phenotyping. Journal of Chemometrics. 24, 636-649 (2010).
  34. Merrifield, C. A. A metabolic system-wide characterisation of the pig: a model for human physiology. Mol. Biosyst. , (2011).
  35. Tugnoli, V. Molecular characterization of human gastric mucosa by HR-MAS magnetic resonance spectroscopy. International Journal of Molecular Medicine. 14, 1065-1071 (2004).
  36. Sitter, B. Comparison of HR MAS MR spectroscopic profiles of breast cancer tissue with clinical parameters. NMR Biomed. 19, 30-40 (2006).
  37. Beckonert, O. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat. Protoc. 2, 2692-2703 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hepatic Metabolic ProfilingGerm free Mouse Colonization1H NMR SpectroscopyHigh Resolution Magic Angle SpinningUrinary Metabolite AnalysisLiver Biopsy PreparationGut Microbiota InteractionMetabolic Pathway AnalysisNMR Spectral AcquisitionProgressive Colonization Monitoring

Related Articles