Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Immunohistochemiczne znakowanie mikrotubul w dendrytach neuronów sensorycznych, tchawkach i mięśniach ściany ciała larwy Drosophila

12K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/3662

⸱

10 listopada 2011

 ,  , 
1Disease Mechanism Research Core, RIKEN Brain Science Institute, 2Graduate School of Science and Engineering, Saitama University

W tym artykule

Podsumowanie

Aby zrozumieć, w jaki sposób podczas rozwoju kształtowane są złożone formy komórek, takie jak dendryty neuronalne, kluczowa jest możliwość dokładnego badania organizacji mikrotubul. W niniejszej pracy opisujemy niezawodną metodę znakowania immunohistologicznego służącą do badania organizacji mikrotubul w dendrytach neuronów czuciowych o rozgałęzionym drzewku dendrytycznym, w tchawce, mięśniach oraz innych tkankach ściany ciała larwy Drosophila.

Streszczenie

Aby zrozumieć, w jaki sposób powstają różnice w złożonych kształtach komórek, ważne jest dokładne śledzenie organizacji mikrotubul. Ściana ciała larwy Drosophila zawiera kilka typów komórek, które służą jako modele do badania morfogenezy komórek i tkanek. Na przykład tchawki są wykorzystywane do badania morfogenezy cewek1, a neurony sensoryczne o arboryzacji dendrytycznej (DA) larwy Drosophila stały się głównym systemem do wyjaśniania ogólnych i specyficznych dla klasy neuronów mechanizmów różnicowania dendrytów2-5 oraz ich degeneracji6.

Kształt gałęzi dendrytów może znacznie różnić się pomiędzy klasami neuronów, a nawet pomiędzy różnymi gałęziami jednego neuronu7,8. Badania genetyczne w neuronach DA sugerują, że różnice w organizacji cytoszkieletu mogą leżeć u podstaw różnic morfologicznych w kształcie gałęzi dendrytycznych4,9-11. Przedstawiamy niezawodną metodę znakowania immunologicznego do badania organizacji mikrotubul in vivo w arboryzacji dendrytów neuronów sensorycznych DA (Ryciny 1, 2, Film 1). Niniejszy protokół ilustruje sekcję i immunobarwienie larwy pierwszego stadium, czyli etapu, w którym zachodzi aktywny wzrost dendrytów neuronów sensorycznych oraz organizacja ich rozgałęzień 12,13.

Oprócz barwienia neuronów sensorycznych, metoda ta pozwala na trwałe znakowanie organizacji mikrotubul w mięśniach (Filmy 2, 3), tchawce (Rycina 3, Film 3) oraz innych tkankach ściany ciała. Jest ona cenna dla badaczy pragnących analizować organizację mikrotubul in situ w ścianie ciała podczas badania mechanizmów kontrolujących kształt tkanek i komórek.

Protokół

1. Przygotowanie odczynników

Uwagi przed rozpoczęciem: Disekcję oraz barwienie immunohistochemiczne przeprowadza się w komorze magnetycznej, a larwę unieruchamia się za pomocą specjalnie uformowanych szpilek entomologicznych. Szczegółowe instrukcje dotyczące konstrukcji komory magnetycznej oraz przygotowania tych szpilek znajdują się w powiązanych referencjach 14,15. W skrócie, w arkuszu magnetycznym wycina się kwadratowy otwór o wymiarach 1x1cm, a do tylnej części arkusza przymocowuje się szkiełko nakrywkowe, tworząc niewielką komorę. Boki komory uszczelnia się klejem epoksydowym; po zastygnięciu kleju komorę należy kilkakrotnie przemyć 70% etanolem przed użyciem. Szpilki do dyssekcji przygotowuje się poprzez zgięcie ich do pożądanego kształtu, a następnie przykleja do metalowej zakładki14,15. Zamiast metalowej zakładki stosowaliśmy odwrócony stalowy pinezkę z płaską główką z uchwytem wykonanym z odciętej żółtej końcówki. Zastosowanie takiej konfiguracji komory magnetycznej pozwala na precyzyjną kontrolę nad rozmieszczeniem szpilek i rozciąganiem tkanki podczas dyssekcji.

Aby wywołać ekspresję genu reporterowego w różnych podzbiorach neuronów DA, badacze mogą wykorzystać kilka różnych linii Gal4 (podsumowanych przez Shimono i współpracowników16). Wiele z tych linii jest dostępnych w publicznych centrach zasobów. W tym reprezentatywnym protokole przeprowadzamy immunobarwienie linii, w której współetykietowane są dwie kontrastujące klasy neuronów DA: najprostsza – klasa I oraz najbardziej złożona – klasa IV (P10-Gal417,18, UAS-mCD8::Kusabira-Orange (KO)).

  1. Przygotuj sól fizjologiczną HL3.1 wolną od Ca++
    1. Skład w mM: 70 NaCl, 5 KCl, 20 MgCl2 , 10 NaHCO3 , 5 HEPES, 115 sacharozy oraz 5 trehalozy; pH 7,219. Sterylizuj przez filtrowanie i przechowuj w 4°C. Uwaga: Roztwór wolny od Ca++ zapobiega skurczom mięśni podczas sekcji.
  2. Przygotuj bufor PHEM 2x
    1. Skład w mM: 130 PIPES, 60 HEPES, 20 EGTA, 4 MgSO4; pH 7,0. Sterylizuj przez filtrowanie i przechowuj w 4°C.

      Uwaga: Składniki te nie rozpuszczą się, dopóki pH nie zbliży się do 7,0.
  3. Przygotuj utrwalacz bezpośrednio przed przeprowadzeniem fiksacji.
    1. Aby przygotować 25 ml roztworu, najpierw zmieszaj 2 g paraformaldehydu, 100 μl 1M NaOH i 10 ml wody w probówce typu Falcon o pojemności 50 ml.
    2. Wstrząsaj utrwalacz w kąpieli wodnej o temperaturze 55°C z użyciem mieszadla, aż roztwór stanie się przejrzysty. (Całkowita objętość wyniesie około 11,5 ml).
    3. Schłodź utrwalacz na lodzie.
    4. Dodaj 12,5 ml buforu PHEM 2x.
    5. Dostosuj pH do 7,0 za pomocą 1M HCl.
    6. Dopełnij roztwór wodą do objętości 25 ml.
    7. Przefiltruj roztwór przez papier Whatmana.

2. Disekcja larw

Uwaga przed rozpoczęciem: Sieci mikrotubul, a w szczególności te w dendrytach sensorycznych, ulegają szybkiej degradacji po rozpoczęciu sekcji. Kluczowymi czynnikami warunkującymi sukces tego protokołu są szybkie przeprowadzenie sekcji w czasie krótszym niż pięć minut oraz natychmiastowa fiksacja.

  1. Przemyj larwę w wodzie i szybko przenieś ją do kropli za pomocą pętli z włosa.
  2. Ułóż larwę stroną grzbietową do góry, a stroną brzuszną do szkła. Uwaga: Taka orientacja służy do badania neuronów skupiska brzusznego. Aby zbadać neurony skupiska grzbietowego, należy odwrócić orientację.
  3. Użyj centralnej szpilki entomologicznej, aby przymocować koniec przedni w pobliżu haczyków gębowych. Dla uzyskania najlepszych rezultatów umieść szpilkę blisko końca.
  4. Umieść kroplę soli fizjologicznej HL3.1 w komorze do sekcji.
  5. Odcięty sam skrajny koniec tylny larwy za pomocą mikronożyczek. Uwaga: Ten krok otwiera otwór w tylnej części larwy, co umożliwi dostęp mikronożyczkom (krok 2.7).
  6. Chwyć pęsetą odcinek jelita, który teraz wystaje z otworu na tylnym końcu larwy. Delikatnie wyciągnij całe jelito.
  7. Wprowadź końcówkę jednego ostrza mikronożyczek przez otwór i przetnij wzdłuż linii środkowej brzusznej w kierunku przednim.
  8. Używając szpilek narożnych, przymocuj teraz wolne narożniki – najpierw tylne, a następnie przednie. Jednocześnie delikatnie rozciągnij preparat larwy.

3. Fiksacja, blokowanie, barwienie i montaż preparatów z przekrojów poprzecznych larw

Uwagi przed rozpoczęciem: Wszystkie etapy fiksacji i barwienia są przeprowadzane w komorze do sekcji. Podczas tego procesu należy uważać, aby nie potrącić szpilek entomologicznych utrzymujących larwę, ponieważ może to doprowadzić do uszkodzenia tkanek. Aby zapobiec wysychaniu preparatu, wszystkie etapy barwienia należy przeprowadzać w małym pojemniku typu Tupperware, otoczonym zwilżonymi chusteczkami.

  1. Odssać bufor HL3.1 wolny od Ca++ za pomocą żółtej końcówki. Bezzwłocznie dodać utrwalacz, używając innej pipety automatycznej.
  2. Delikatnie pipetować ciecz w górę i w dół, aby zmieszać utrwalacz z pozostałymi śladami buforu HL3.1 wolnego od Ca++ w komorze. Natychmiast go odessać, a następnie dodać do komory świeży utrwalacz.
  3. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 20 minut.
  4. Przemyć 6 razy po 10 min w PBST (0,1% Triton X-100 w PBS).
  5. Blokować 5% surowicą kozią w PBST przez 20 min w temperaturze pokojowej.
  6. Zastąpić roztwór blokujący przeciwciałami pierwszorzędowymi rozcieńczonymi w 5% surowicy koziej w PBST. Stosowane przeciwciała pierwszorzędowe to mysie anty-α-Tubulin (DM1A) oraz szczurze anty-CD8 (5H10), oba rozcieńczone 1/1000.

    Uwaga: W pewnych okolicznościach badacz może chcieć zastąpić mysie anty-α-Tubulin (DM1A) mysimi anty-Futsch (22C10)20,21 rozcieńczonymi 1/1000 (patrz dyskusja).
  7. Inkubować przez noc (przez co najmniej 16 h) w temperaturze 4°C.
  8. Przemyć 6 razy po 10 min w PBST.
  9. Dodać roztwór przeciwciał wtórnych rozcieńczony w 5% surowicy koziej w PBST. Stosowane przeciwciała wtórne to Alexa Fluor 488 kozie anty-mysie IgG oraz Cy3 osioł anty-szczurze IgG. Próbkę należy trzymać przykrytą, aby zapobiec fotowybielaniu fluoroforów22.
  10. Inkubować albo w temperaturze pokojowej przez dwie godziny, albo przez noc w temperaturze 4°C, a następnie przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej.
  11. Przemyć 6 razy po 10 min w PBST.
  12. Umieścić preparat z larwy na szkiełku stroną kutykuli do dołu, zamontować w 80% glicerolu i uszczelnić brzegi szkiełka nakrywkowego lakierem do paznokci w celu wykonania „szybkiego” montażu.
    Uwaga: Aby uzyskać lepsze klarowanie tkanki i trwały, stabilny preparat, należy zamontować w DPX zgodnie z wcześniejszym opisem23.

4. Reprezentatywne wyniki:

Barwienie fluorescencyjne analizowano przy użyciu mikroskopu konfokalnego. Na rysunkach 1-2 różne gałęzie w obrębie drzewa dendrytów wykazują odmienną organizację cytoszkieletu. Rysunek 1 przedstawia fragment drzewa dendrytów neuronu DA klasy IV w pierwszym stadium larwalnym (1st instar). Całe drzewo jest oznakowane mCD8::KO i wykryte przy użyciu przeciwciała anty-CD8 oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Cy3). Tubulinę wykryto za pomocą przeciwciała anty α-Tubulin oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa Fluor 488). Główne gałęzie są dodatnie pod kątem obecności tubuliny, natomiast niektóre cienkie gałęzie boczne są ujemne pod kątem tubuliny. Film 1 stanowi zestaw przekrojów seryjnych podobnego barwienia neuronu DA klasy I. Rysunek 2 przedstawia fragment drzewa dendrytów neuronu DA klasy IV zabarwionego przeciwciałami przeciwko Futsch i CD8 w pierwszym stadium larwalnym (1st instar). Główne gałęzie są dodatnie pod kątem Futsch, a niektóre cienkie gałęzie boczne są ujemne pod kątem Futsch. Rysunek 3. Tracheje w ścianie ciała larwy wykazują złożoną organizację mikrotubul. Filmy 2 i 3 przedstawiają przekroje seryjne barwienia mięśni ściany ciała i trachei.

mikroskopia fluorescencyjna mCD8 α-Tubulin, lokalizacja białek, wynik eksperymentalny, analiza obrazowania komórkowego
Rysunek 1. Rys. 1 przedstawia obszar arboryzacji neuronu DA klasy IV w pierwszym stadium larwalnym (1st instar). Cała arboryzacja jest znakowana mCD8::KO i wykrywana przy użyciu przeciwciała anty-CD8 oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Cy3). Tubulinę wykrywa się za pomocą przeciwciała anty-&-Tubulin oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa 488). Panele A-C: sekwencyjne przekroje konfokalne w osi z (0,5μm), C'-C": barwienie pojedynczym przeciwciałem z panelu C. Wyróżniono przykłady gałęzi z mikrotubulami (żółta grot strzałki) lub bez mikrotubul (fioletowa grot strzałki). Czerwone groty strzałek wskazują mikrotubule w leżących poniżej komórkach nabłonkowych.

Obraz mikroskopii fluorescencyjnej białek mCD8 i α-Futsch, zaznaczonych kolorowymi markerami.
Rycina 2. Ryc. 2 przedstawia podobny obszar drzewa dendrytycznego neuronu da klasy IV, barwionego przeciwciałami przeciwko Futsch i CD8 w 1st stadium larwalnym. Całe drzewo dendrytyczne jest znakowane mCD8::KO i wykrywane za pomocą przeciwciała anty-CD8 oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Cy3). Futsch jest wykrywany za pomocą przeciwciała anty-Futsch oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa 488). Główne gałęzie są dodatnie pod kątem Futsch, natomiast niektóre cienkie gałęzie boczne są ujemne pod kątem Futsch. Wyróżniono przykłady gałęzi z Futsch (żółta grot grota) oraz bez Futsch (fioletowy grot grota).

Struktura α-tubuliny, obraz z mikroskopii fluorescencyjnej, podkreślający sieć mikrotubul, skala 37.5µm.
Rycina 3. Tkanka tchawki barwiona zgodnie z opisanym powyżej protokołem anty-tubulinowym. Larwa znajduje się w trzecim stadium rozwojowym i została poddana sekcji zgodnie z wcześniejszym opisem23,24. Film 3 przedstawia powiększone przekroje seryjne z pola zaznaczonego kwadratem.

Film 1. Przekroje seryjne obrazujące barwienie tubuliny w całym drzewie dendrytycznym neuronu klasy I. Całe drzewo zaznaczono mCD8::KO (magenta) i wykryto za pomocą przeciwciała anty-CD8 oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Cy3). Tubulinę (zieleń) wykryto za pomocą przeciwciała anty-α-Tubulin oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa Fluor 488). Skala: jeden bok obrazu wideo odpowiada 46,88μm w przekroju. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 2. Przekroje seryjne obrazujące barwienie tubuliny w mięśniach ściany ciała larwy trzeciego instaru. Tubulinę wykryto przy użyciu przeciwciała przeciwko α-Tubulinie oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa Fluor 488). Skala: jeden bok obrazu wideo odpowiada 46.88μm w przekroju. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 3. Przekroje seryjne obrazujące barwienie tubuliny w tchawce ściany ciała larwy trzeciego stadium, zaznaczonej kwadratem na Ryc. 3. Tubulinę wykryto przy użyciu przeciwciała anty-α-Tubulin oraz fluorescencyjnego przeciwciała wtórnego (Alexa Fluor 488). Skala: jeden bok obrazu wideo odpowiada 46.88μm w przekroju. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby zrozumieć, w jaki sposób powstają złożone kształty komórek, ważne jest umożliwienie dokładnej oceny organizacji mikrotubul. W niniejszym opracowaniu opisujemy niezawodną metodę znakowania immunohistologicznego służącą do oceny organizacji mikrotubul w dendrytach neuronów sensorycznych o rozgałęzienym drzewie dendrytycznym. Poza barwieniem neuronów sensorycznych, metoda ta pozwala na skuteczne barwienie immunohistologiczne tchawki, mięśni oraz innych tkanek ściany ciała.

Niniejszy protokół ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy instytucji RIKEN za finansowanie. P10-Gal4 był uprzejmym darem Alaina Vincenta (Université Paul Sabatier, Tuluza, Francja).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
PincetaDumont11251-20
MikronożyczkiFine Science Tools15000-08
Przeciwciało mysie przeciwko α-tubulinie (Klon: DM1A)Sigma-AldrichT9026Rozcieńczenie 1/1000
Przeciwciało mysie przeciwko Futsch (Klon: 22C10), nadsączDevelopmental Studies Hybridoma Bank22C10Rozcieńczenie 1/1000
Przeciwciało szczurze przeciwko CD8 (Klon: 5H10)CaltagMCD0800Rozcieńczenie 1/1000
Alexa Fluor 488 przeciwciało przeciwko mysiej IgGInvitrogenA-11001Rozcieńczenie 1/500
Cy3 przeciwciało przeciwko szczurzej IgGJackson ImmunoResearch712-166-150Rozcieńczenie 1/200

Bibliografia

  1. Schottenfeld, J., Song, Y., Ghabrial, A. S. Tube continued: morphogenesis of the Drosophila tracheal system. Curr. Opin. Cell. Biol. 22, 633-639 (2010).
  2. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  3. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  4. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell. Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  5. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  6. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington's Disease-Like Model. J. Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  7. Ramon y Cajal, S. Histology of the nervous system of man and vertebrates, 1995 translation. , Oxford University Press. (1911).
  8. London, M., Hausser, M. Dendritic computation. Annu. Rev. Neurosci. 28, 503-532 (2005).
  9. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  10. Li, W., Gao, F. B. Actin filament-stabilizing protein tropomyosin regulates the size of dendritic fields. J. Neurosci. 23, 6171-6175 (2003).
  11. Ye, B. Differential regulation of dendritic and axonal development by the novel Kruppel-like factor Dar1. J. Neurosci. 31, 3309-3319 (2011).
  12. Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in drosophila sensory neurons. Neuron. 63, 788-802 (2009).
  13. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J. Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  14. Budnik, V., Gorczyca, M., Prokop, A. Selected methods for the anatomical study of Drosophila embryonic and larval neuromuscular junctions. Int. Rev. Neurobiol. 75, 323-365 (2006).
  15. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Drosophila Protocols. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
  16. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural. Dev. 4, 37-37 (2009).
  17. Colomb, S., Joly, W., Bonneaud, N., Maschat, F. A concerted action of Engrailed and Gooseberry-Neuro in neuroblast 6-4 is triggering the formation of embryonic posterior commissure bundles. PLoS One. 3, 2197-2197 (2008).
  18. Dubois, L. Collier transcription in a single Drosophila muscle lineage: the combinatorial control of muscle identity. Development. 134, 4347-4355 (2007).
  19. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  20. Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klambt, C. Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development. Neuron. 26, 357-370 (2000).
  21. Zipursky, S. L., Venkatesh, T. R., Teplow, D. B., Benzer, S. Neuronal development in the Drosophila retina: monoclonal antibodies as molecular probes. Cell. 36, 15-26 (1984).
  22. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (25), e1108-e1108 (2009).
  23. Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111-e3111 (2011).
  24. Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107-e1107 (2009).
  25. Tao, J., Rolls, M. M. Dendrites have a rapid program of injury-induced degeneration that is molecularly distinct from developmental pruning. J. Neurosci. 31, 5398-5405 (2011).
  26. Yamamoto, M., Ueda, R., Takahashi, K., Saigo, K., Uemura, T. Control of axonal sprouting and dendrite branching by the Nrg-Ank complex at the neuron-glia interface. Curr. Biol. 16, 1678-1683 (2006).
  27. Mattie, F. J. Directed microtubule growth, +TIPs, and kinesin-2 are required for uniform microtubule polarity in dendrites. Curr. Biol. 20, 2169-2177 (2010).
  28. Pawson, C., Eaton, B. A., Davis, G. W. Formin-dependent synaptic growth: evidence that Dlar signals via Diaphanous to modulate synaptic actin and dynamic pioneer microtubules. J. Neurosci. 28, 11111-11123 (2008).
  29. Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila. J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Znakowanie mikrotubulneurony sensorycznebarwienie immunohistochemicznemikroskopia konfokalnaarboryzacja dendrytycznamorfogeneza tchawkitkanka mi niowainkubacja z przeciwcia amiprotok fiksacji
Immunohistochemiczne znakowanie mikrotubul w dendrytach neuronów sensorycznych, tchawkach i mięśniach ściany ciała larwy Drosophila
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.