Elektrofizjologiczna charakterystyka odpowiedzi neuronalnych jest istotna dla zrozumienia funkcji mózgu oraz dla precyzyjnego wyznaczania miejsc podawania barwników do śledzenia szlaków neuronalnych. Jednak wiele badań przeprowadzanych jest na zwierzętach poddanym znieczuleniu. Aby zrozumieć funkcje mózgu bez stosowania środków znieczulających, opracowaliśmy metodę rejestracji właściwości odpowiedzi neuronalnych oraz wstrzykiwania barwników u budzącej się myszy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przygotowanie budzącej się myszy do rejestracji odpowiedzi neuronalnych i wstrzykiwania znaczników
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Powszechnie wiadomo, że znieczulenie zmienia właściwości odpowiedzi neuronalnej w różnych obszarach mózgu13. W układzie słuchowym podstawowe właściwości odpowiedzi neuronów pnia mózgu, w tym próg pobudzenia, swoistość częstotliwościowa i boczne pasma hamowania, ulegają znacznym zmianom pod wpływem znieczulenia1-2. Obserwacje te skłoniły fizjologów do poszukiwania sposobów rejestracji sygnałów z pojedynczych neuronów bez wpływu znieczulenia. Jednym z rezultatów było opracowanie preparatu decerebracyjnego, w którym pień mózgu został całkowicie przecięty na poziomie śródmózgowia4. Wadami tego preparatu są skomplikowana procedura chirurgiczna, eliminacja projekcji zstępujących z przedmózgowia oraz brak możliwości wykorzystania stymulacji sensorycznej do badania struktur powyżej śródmózgowia. Inną strategią było chroniczne implantowanie macierzy elektrod w celu rejestracji sygnałów z pojedynczych neuronów i klastrów wielojednostkowych podczas gdy zwierzę jest w stanie czuwania i/lub wykazuje określoną aktywność behawioralną5,6. Techniki te nie są jednak kompatybilne z wstrzykiwaniem barwników śledzących po uprzednim scharakteryzowaniu struktury mózgu metodami elektrofizjologicznymi. Aby uniknąć zmiany właściwości odpowiedzi neuronalnej przez środki znieczulające podczas rejestracji elektrofizjologicznej pojedynczych neuronów, zaadaptowaliśmy technikę unieruchomienia głowy, długo stosowaną u nietoperzy7-9, do zastosowania u myszy10-12. Dzięki tej metodzie jesteśmy w stanie przeprowadzać pomiary elektrofizjologiczne przez kilka dni u nieznarkowanej myszy. Po zakończeniu sesji pomiarowych możemy wstrzyknąć barwnik w celu rekonstrukcji pozycji elektrod i miejsc rejestracji lub wstrzyknąć znacznik, aby wyznaczyć drogi do i z miejsc rejestracji. Metoda ta umożliwia dobrze odizolowaną rejestrację sygnałów z pojedynczych neuronów przez wiele dni bez użycia środków znieczulających.
Protokół
1. Przegląd unieruchomienia głowy
- Aby zmontować wykonany na zamówienie stelaż głowowy (head-post), należy prostopadle włożyć stalową sprężynkę 1/16" w otwór wywiercony w stalowym pręcie 3/32", tworząc krzyż. Pionowy element stelaża głowowego powinien mieć około 20 mm, a poziomy element poprzeczny około 15 mm. Jeden koniec pionowego pręta należy nagwintować pod śrubę #1-72 (Rys. 1).
- Podczas operacji i rejestracji stelaż głowowy jest mocowany w wykonanym na zamówienie mosiężnym lub aluminiowym pręcie montażowym za pomocą śruby #1-72 (Rys. 2). Długi element pręta montażowego powinie....
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Zaletą systemu unieruchamiania głowy za pomocą bolca (head-post) w eksperymentach elektrofizjologicznych i neuroanatomicznych u myszy jest możliwość prowadzenia badań na zwierzętach nieznieczulonych i czuwających, co eliminuje potencjalne zniekształcenia odpowiedzi wywołane lekami anestezjologicznymi. Ponadto konfiguracja ta może być wykorzystywana przez wiele dni, co pozwala na bardziej efektywne wykorzystanie zwierząt.
Większość komponentów do trzpienia głowowego jest dostępna w sprzedaży. J.......
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie mamy nic do ujawnienia.
Podziękowania
Wspierane przez grant NSF 0920060, grant NIH DC004395, grant NHMRC 1009482, NSW Office of Science and Medical Research oraz Garnett Passe and Rodney Williams Memorial Foundation.
....Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Żel do trawienia do oczyszczania czaszki przed nałożeniem cementu stomatologicznego | Henry Schein | 101-5396 | opakowanie 12 szt. z strzykawkami 1,2 mL |
| Primer do cementu stomatologicznego | Kerr Optibond | 25881 | butelka 8 mL |
| Adhezyw do cementu stomatologicznego | Kerr Optibond | 25882 | butelka 8 mL |
| Aplikatory do cementu stomatologicznego | Kerr Optibond | 24680 | opakowanie 200 szt. |
| Cement stomatologiczny | Charisma, Heraeus Kulzer | 66000085 | wkład do strzykawki 4 g |
| Pręt wolframowy (pin szlifowany) | A-M Systems | 717200 | średnica 0,010" |
| Ekonomiczna lampa do polimeryzacji UV | Henry Schein | CU-80 | |
| Słupek głowowy | Wytworzony wewnętrznie | ||
| Pręt montażowy | Wytworzony wewnętrznie | ||
| Blok montażowy | Wytworzony wewnętrznie | ||
| Stereotaksyczny przyrząd utrwalający | David Kopf Instruments | 902 | |
| Adapter dla myszy i noworodkowych szczurów | Stoelting Co. | 51625 | |
| Izotermiczna mata Deltaphase | Braintree Scientific, Inc. | 39DP |
Bibliografia
- Evans, E. F., Nelson, P. G. The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state. Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).
- Joris, P. X.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
