Opisujemy procedury przygotowania oraz rejestracji elektrofizjologicznej z plastrów mózgu, które zachowują oś grzbietowo-brzuszną przyśrodkowej kory entorynalnej (MEC). Ponieważ neuronalne kodowanie lokalizacji wykazuje organizację grzbietowo-brzuszną w obrębie MEC, procedury te ułatwiają badanie mechanizmów komórkowych istotnych dla nawigacji i pamięci.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przygotowanie przekrojów parasagitalnych do badania organizacji grzbietowo-brzusznej przyśrodkowej kory entorynalnej gryzoni
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Obliczenia w mózgu opierają się na odpowiedniej reakcji neuronów na sygnały wejściowe z synaps. Neurony różnią się zestawem i rozmieszczeniem kanałów jonowych błony, które determinują sposób ich odpowiedzi na wejścia synaptyczne. Zależność między tymi właściwościami komórkowymi a funkcją neuronalną u zwierząt wykazujących określone zachowania nie jest jednak dobrze poznana. Jednym z podejść do tego problemu jest badanie topograficznie zorganizowanych obwodów neuronalnych, w których pozycja poszczególnych neuronów odpowiada informacjom, które one kodują, lub obliczeniom, które wykonują1. Eksperymenty z zastosowaniem tego podejścia sugerują zasady dostrajania odpowiedzi synaptycznych, które leżą u podstaw kodowania informacji w obwodach sensorycznych i poznawczych2,3.
Topograficzna organizacja reprezentacji przestrzennych wzdłuż osi grzbietowo-brzusznej przyśrodkowej kory entorynalnej (MEC) stwarza możliwość ustalenia zależności między mechanizmami komórkowymi a obliczeniami istotnymi dla poznawania przestrzeni. Neurony w warstwie II MEC gryzoni kodują lokalizację za pomocą pól wyładowań o strukturze siatki4-6. W przypadku neuronów znajdujących się w położeniu grzbietowym MEC odległość między poszczególnymi polami wyładowań tworzącymi siatkę wynosi około 30 cm, natomiast dla neuronów w coraz bardziej brzusznych pozycjach odległość ta zwiększa się do ponad 1 m. Kilka badań wykazało, że właściwości komórkowe neuronów w warstwie II MEC, podobnie jak odstępy między polami wyładowań siatki, różnią się również w zależności od ich położenia grzbietowo-brzusznego, co sugeruje, że właściwości te są istotne dla obliczeń przestrzennych2,7-10.
Opisujemy tutaj procedury przygotowania i rejestracji elektrofizjologicznej z plastrów mózgu, które zachowują rozciągłość grzbietowo-brzuszną MEC, umożliwiając badanie organizacji topograficznej właściwości biofizycznych i anatomicznych neuronów MEC. Pozycję grzbietowo-brzuszną zidentyfikowanych neuronów względem punktów orientacyjnych jest trudno ustalić precyzyjnie w protokołach wykorzystujących poziome plastry MEC7,8,11,12, ponieważ trudne jest wyznaczenie punktów odniesienia dla dokładnego położenia grzbietowo-brzusznego plastra. Opisane przez nas procedury umożliwiają dokładny i spójny pomiar lokalizacji rejestrowanych komórek wzdłuż osi grzbietowo-brzusznej MEC, a także wizualizację gradientów molekularnych2,10. Procedury zostały opracowane do stosowania u dorosłych myszy (> 28 dni) i były z sukcesem stosowane u myszy w wieku do 1,5 roku. Po wprowadzeniu odpowiednich modyfikacji można je stosować u młodszych myszy lub innych gatunków gryzoni. Standaryzowany system przygotowania i pomiaru pomoże w systematycznym badaniu właściwości komórkowych i mikroustrojowych tego obszaru.
Protokół
1. Przygotowanie przekrojów parasagitalnych
1.1 Wypreparuj półkule mózgu
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach powinny być przeprowadzane zgodnie z lokalnymi opiniami komisji etycznych oraz przepisami krajowymi. W przypadku opisanych tutaj doświadczeń, praca jest zgodna z brytyjską ustawą Animals (Scientific Procedures) Act z 1986 roku. Do eutanazji myszy przed pobraniem mózgu rutynowo stosujemy zwichnięcie stawów szyjnych bez znieczulenia. Alternatywnie mysz można poddać znieczuleniu terminalnemu, jednak w takim przypadku konieczne może być ustalenie, czy wybór środka znieczulającego wpływa na właściwości neuronalne.
Wyjąć mózg myszy i natychmiast umieścić go w zimnym (4-8 °C) sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym (ACSF) do cięcia (składy roztworów przedstawiono w Tabeli 1), nasyconym karbogenem (95% O2, 5% CO2) poprzez napowietrzanie.
Po maksymalnie trzech minutach ostrożnie wyjmij mózg z ACSF do cięcia za pomocą szpatułki i delikatnie umieść go w pozycji pionowej (stroną grzbietową do góry) na papierze filtracyjnym zwilżonym ACSF do cięcia (Rysunek 1A).
Aby ułatwić precyzyjne zamocowanie półkul, należy użyć żyletki lub skalpela, aby usunąć jak największą część móżdżku, nie uszkadzając przy tym MEC (znajdującej się na tylnym biegunie mózgowia), a następnie usunąć przednią jedną trzecią mózgowia poprzez cięcie w płaszczyźnie czołowej (Ryc. 1B).
Przeprowadź hemisekcję mózgu, dbając o to, aby przekrój przebiegał dokładnie wzdłuż pionowej płaszczyzny linii środkowej (Rycina 1C).
Przenieś półkule z powrotem do napowietrzonego ACSF do cięcia na półtorej minuty.
1.2 Zamocuj półkule na wibratomie
Przed montażem należy upewnić się, że krawędź tnąca ostrza wibratomu jest nachylona pod kątem 20 stopni względem poziomu (Rycina 1D). Na powierzchni montażowej należy nanieść płytką smugę superglue równolegle do ostrza wibratomu, o szerokości odpowiadającej w przybliżeniu szerokości półkuli i długości wystarczającej do umieszczenia dwóch półkul jedna za drugą.
Starając się zminimalizować wpływ mechaniczny, należy usunąć każdą półkulę z ACSF używanego do cięcia za pomocą szpatułki i ustawić ją tak, aby powierzchnia przyśrodkowa spoczywała na szpatułce, a jej część grzbietowa była skierowana w stronę noża mikrotomu. Delikatnie nasunąć każdą półkulę na pasek superglue, dbając o to, aby powierzchnia przyśrodkowa każdej półkuli była równoległa do podstawy mikrotomu. Ustaliliśmy, że dla uzyskania najlepszych wyników powierzchnia grzbietowa każdej półkuli powinna być równoległa do noża wibratomu i skierowana w jego stronę (Rysunek 1D).
1.3 Konserwacja preparatu podczas krojenia
Po zamocowaniu należy natychmiast zanurzyć półkule w zimnym ACSF do cięcia (4 - 8 °C). Przez cały proces krojenia należy utrzymywać temperaturę oraz nasycenie karbogenem. Jeśli bezpośrednie chłodzenie i napowietrzanie roztworu w komorze do cięcia nie jest możliwe, należy okresowo uzupełniać roztwór ACSF w komorze świeżym, schłodzonym i napowietrzonym roztworem.
1.4 Wykonanie przekrojów
Za pomocą wibratomu usuń korę z obu półkul w płaszczyźnie strzałkowej, aż zidentyfikujesz najbardziej boczny obszar MEC (zazwyczaj ~1mm poniżej powierzchni bocznej) (Rysunek 1F).
Pomiędzy cięciami należy unieść ostrze wibratomu o ok. 200 μm, aby uniknąć przeciągnięcia ostrza z powrotem przez odsłoniętą tkankę i jej uszkodzenia. Jednocześnie należy wycinać 400 μm przekroje parasagitalne z obu półkul (jeśli są one ustawione tak, jak pokazano na Rysunku 1D, oba przekroje zostaną wykonane jednocześnie), aż do osiągnięcia przyśrodkowej krawędzi MEC. Można ją zidentyfikować po braku grubego białego pasma wokół brzuszno-ogonowej krzywizny hipokampa (torebka zewnętrzna), nieconvexnym kształcie jego rostralnej granicy oraz kątowym „rogu” grzbietowo-ogonowym. Rysunek 1E ilustruje kolisty wygląd hipokampa w płaszczyźnie parasagitalnej bocznie od MEC. Rysunki 1F-G przedstawiają wygląd przekrojów w obrębie MEC w różnych pozycjach boczno-przyśrodkowych podczas krojenia. Należy zauważyć, że im bardziej przyśrodkowe są pozycje, tym bardziej hipokamp przyjmuje kształt fasolowy. Z każdej półkuli uzyskuje się zazwyczaj dwa lub trzy plastry o grubości 400 μm zawierające MEC.
1.5 Inkubacja skrawków
Po każdym cięciu natychmiast umieść plastry w standardowym roztworze ACSF nasyconym karbogenem, utrzymywanym w kąpieli wodnej w temperaturze 35 °C. Po zakończeniu krojenia inkubuj plastry w roztworze ACSF w temperaturze 35 °C przez około 15 minut.
Wyjmij uchwyt do skrawków z łaźni wodnej i kontynuuj napowietrzanie karbogenem w temperaturze pokojowej przez co najmniej 45 minut.
2. Przykład eksperymentu z przekrojem parasagitalnym
Typowy eksperyment z wykorzystaniem tego preparatu polega na rejestracji elektrofizjologicznej z komórek gwieździstych w warstwie II MEC.
2.1 Optymalizacja optyki
Przed rozpoczęciem rejestracji należy upewnić się, że kondensator jest ustawiony w ogniskowej na płaszczyźnie cięcia (oświetlenie Koehlera) i wycentrowany pod obiektywem o dużym powiększeniu (np. 40x).
2.2 Identyfikacja interesujących komórek
Użyj obiektywu o małym powiększeniu (np. 4x), aby zidentyfikować przybliżony obszar rejestracji w obrębie MEC (Rysunek 2A-B). Przełącz na obiektyw o dużym powiększeniu, aby zidentyfikować żywe komórki w tym obszarze (Rysunek 2C-D).
Przykładowo, domniemane komórki gwiaździste warstwy II są identyfikowane wizualnie na podstawie ich wielobocznego lub owalnego kształtu oraz obecności wielu dendrytów pierwotnych o podobnej średnicy, przy jednoczesnym braku pojedynczego, szerokiego dendrytu apikalnego2,13,14. Są one wiarygodnie rozpoznawane na krawędzi granicy warstwy I/II, gdzie występują licznie i często tworzą małe grupy2,9 (Rysunek 2C-D). Należy również zidentyfikować inne typy komórek, takie jak interneurony i komórki piramidalne.
Na tym etapie można przeprowadzić eksperymenty, na przykład z wykorzystaniem metody patch-clamp w konfiguracji whole-cell do rejestracji potencjału błonowego lub prądu błonowego z zidentyfikowanych neuronów, a także metod elektrycznych lub optogenetycznych w celu aktywacji wejść synaptycznych do rejestrowanego neuronu. Tożsamość neuronu można zweryfikować na podstawie właściwości elektrofizjologicznych rejestrowanej komórki oraz poprzez dodanie znaczników fluorescencyjnych do roztworu wewnątrzkomórkowego.
3. Pomiar lokalizacji wzdłuż osi grzbietowo-brzusznej
3.1 Obraz obszaru zainteresowania i sąsiedniego przekroju
Aby określić położenie rejestrowanego neuronu wzdłuż osi grzbietowo-brzusznej, należy najpierw użyć obiektywu o małym powiększeniu do obrazowania obszaru MEC skrawka oraz okolicznych regionów. Miejsce zainteresowania można zaznaczyć na przykład poprzez uwzględnienie elektrody rejestrującej na obrazie (Rysunek 3A) lub poprzez przymknięcie przysłony pola, aby pozostawić jasny krąg wokół wybranego miejsca na obrazie duplikowanym. Aby precyzyjnie wskazać miejsce rejestracji na obrazie, duplikat można następnie nałożyć na pierwotny obraz miejsca rejestracji i jego otoczenia (Rysunek 3B). Do pokrycia obszaru od brzusznego miejsca rejestracji do grzbietowej granicy MEC może być wymaganych do 3 oddzielnych obrazów o małym powiększeniu (4x). Obrazy te można następnie połączyć za pomocą oprogramowania do manipulacji obrazem, aby uzyskać zdjęcie, na którym można dokonać pomiarów odległości (Rysunek 3). Dalsza weryfikacja tożsamości i lokalizacji neuronu może zostać przeprowadzona po rejestracji poprzez dodanie nieaktywnych markerów, takich jak biocytyna lub barwniki Alexa, do roztworu wewnątrzkomórkowego, a następnie zastosowanie odpowiedniej obróbki tkanki po zakończeniu pomiarów2.
3.2 Wyznaczenie grzbietowej granicy MEC
Grzbietowa krawędź MEC stanowi wygodny punkt orientacyjny do pomiaru pozycji grzbietowo-brzusznej. Krawędź brzuszna MEC nie jest tak wyraźnie zdefiniowana.
Rysunek 4 przedstawia, jak punkty orientacyjne komórkowe MEC zdefiniowane na skrawkach barwionych metodą Nissla w różnych pozycjach przyśrodkowo-bocznych wyglądają w oświetleniu DIC.
Rysunek 4 A przedstawia okrągły hipokamp (Rysunek 4 (i)) oraz brak wypustki parasubikularnej w warstwę I (Rysunek 4 (iv)) charakterystyczne dla przekrojów parasagitalnych zawierających boczną korę entorynalną (LEC).
Rycina 4 B-C przedstawia typowe przekroje zawierające MEC. Grzbietowa część wyraźnego, ciemnego grzbietowego obszaru granicznego między korą entorynalną a parasubikulum w przekrojach oświetlonych metodą DIC zawiera obszar parasubikulum. Obszar parasubikulum jest wyraźnie widoczny po barwieniu Nissla na odpowiadających mu obrazach w kolumnie (iii). Grzbietowa granica MEC (czarne strzałki na rycinach 4B i 4C, kolumna (iv)) znajduje się brzusznie względem grupy komórek parasubikulum, które wystają daleko do warstwy I (czerwone strzałki na rycinach 4B i 4C, kolumna (iv)).
Porównanie kolumn (ii) i (iii) na rycinach 4B i 4C pokazuje, że granica grzbietowa MEC w przekrojach Nissla odpowiada lokalizacji położonej brzusznie względem grzbietowej krawędzi ciemnego obszaru granicznego entorynalno-parasubikularnego w skrawku DIC (czarne strzałki). Położenie tej granicy można oszacować na podstawie obrazów DIC i porównania z obrazami referencyjnymi (patrz również ref. 14). Przyszła walidacja grzbietowej granicy MEC za pomocą markerów molekularnych poprawi dokładność tego szacunku. Zauważamy, że barwione przekroje referencyjne oraz przekroje przetwarzane w celu morfologicznej identyfikacji znakowanych neuronów mogą ulegać znacznemu skurczowi. Porównanie odległości bezwzględnych względem punktów orientacyjnych w przekrojach DIC i referencyjnych wymaga zatem w pierwszej kolejności pomiaru i korekty o skurcz (patrz np. ref 2).
3.3 Kalibracja i pomiar odległości
Aby ułatwić pomiar odległości na obrazach, należy użyć tego samego obiektywu o niskim powiększeniu do obrazowania siatki referencyjnej w celu ustalenia współczynnika konwersji pikseli na odległość. Za pomocą programu graficznego należy zmierzyć odległość w pikselach od grzbietowej krawędzi MEC do punktu zainteresowania wzdłuż konturu MEC, a następnie przeliczyć odległość w pikselach na odległość w μm (Ryc. 5A). Jeśli neurony są wypełnione markerem, takim jak biocytyna, lokalizację rejestrowanego neuronu można również odzyskać poprzez odpowiednią obróbkę (patrz np. ref 2).
4. Reprezentatywne wyniki
Rysunek 5A przedstawia przykładowy obraz kompozytowy o małym powiększeniu (4x) przekroju parasagitalnego po rejestracji, z naniesionymi lokalizacjami rejestrowanych neuronów oraz prowadnicami pomiarowymi. Rejestracje z zaznaczonych grzbietowych i brzusznych komórek gwieździstych przedstawiono na Rysunku 5B. Rejestracje te pomagają ustalić tożsamość komórek i ilustrują, czym różnią się właściwości elektryczne komórek gwieździstych warstwy II MEC w lokalizacjach grzbietowej i brzusznej.
Rycina 1. Przygotowanie przekrojów parasagitalnych. A Cały mózg spoczywający stroną grzbietową do góry na papierze filtracyjnym zwilżonym cutting ACSF. B Mózg po usunięciu móżdżku i przedniej trciej części kory czołowej. C Przecięty przez środek mózg gotowy do montażu. D zamontowane półkule na pasku kleju równolegle do krawędzi tnącej ostrza wibratomu przed zanurzeniem w cutting ACSF i krojeniem. E Wygląd przekroju zawierającego LEC podczas procedury krojenia po usunięciu tkanki bocznej i przed dotarciem do poziomu wystarczająco przyśrodkowego dla standardowego parasagitalnego przekroju MEC. F Wygląd „bocznej” części MEC po usunięciu kolejnych 400 μm tkanki (powierzchnia znajduje się 400 μm przyśrodkowo względem tej pokazanej w (F)). G Wygląd „przyśrodkowej” części MEC po wykonaniu parasagitalnego przekroju o grubości 400 μm. H-I Schematy odpowiednio dla E-F wskazujące punkty orientacyjne anatomiczne: c: móżdżek, L: boczna kora entorynalna (LEC), m: przyśrodkowa kora entorynalna (MEC), h: hipokamp, pomarańczowy: torebka zewnętrzna, niebieski: ciało modzelowate, cyjan: zakręt zębaty, zielony: CA3 i CA1. Wygląd przedniej granicy hipokampu w przekrojach zawierających LEC jest wklęsły (czarna strzałka w H), podczas gdy w przekrojach zawierających tylko MEC granica ta może być liniowa (czerwona strzałka w I) lub wklęsła (czerwona strzałka w J). Przybliżone kształty kolorowych punktów orientacyjnych anatomicznych zostały opracowane na podstawie adnotacji w Allen Brain Atlas (http://mouse.brain-map.org/atlas/ARA/Sagittal/browser.html).
Rysunek 2. Identyfikacja komórek warstwy II MEC przy oświetleniu DIC. A Przykładowy obraz kompozytowy parasagittalnego przekroju mózgu przy niskim powiększeniu (4x). Oddzielne obrazy zostały wyrównane i połączone w celu usunięcia rozpraszających krawędzi i winietowania. Ważne obszary orientacyjne: h: hipokamp, m: MEC. B Wycinek z pojedynczego obrazu przy niskim powiększeniu (4x), zawierający warstwę II MEC, widoczną jako ciemny pionowy pas w pobliżu prawej krawędzi. C Warstwa II MEC przy wysokim powiększeniu (40x) z oświetleniem DIC. Obraz jest wyrównanym i połączonym kompozytem z kilku zdjęć. Gęsta centralna „kolumna” komórek to warstwa II. D Pojedynczy obraz DIC przy wysokim powiększeniu, przedstawiający grupę zdrowych domniemanych komórek gwiaździstych i interneuronów w warstwie II. Jak pokazano tutaj, komórki gwiaździste często występują w grupach na granicy warstwy I/II. Komórki piramidalne zazwyczaj znajdują się bliżej granicy warstwy II/III. Linie przerywane w A-C wskazują odpowiednio zakres obszarów B-D. Paski skali: w A i B 500 μm, w C i D 100 μm.
Rysunek 3. Pomiar pozycji grzbietowo-brzusznej obszarów zainteresowania. A Dopasowane obrazy przy niskim powiększeniu (4x), obejmujące cały zasięg grzbietowo-brzuszny MEC pomiędzy obszarem zainteresowania (oznaczonym końcówką elektrody rejestrującej) a ciemnym punktem orientacyjnym granicy kory entorynalnej / parasubikularnej (użytym do ustalenia granicy grzbietowej MEC – patrz Rysunek 4). B Podobnie jak w A, ale z nałożonym obrazem z przymkniętą przysłoną pola (nałożona z ograniczoną nieprzezroczystością) zamiast elektrody rejestrującej w celu oznaczenia obszaru zainteresowania.
Rysunek 4. Wyznaczanie grzbietowej granicy MEC na podstawie obrazów DIC z przekrojów parasagitalnych. A-C Przekroje parasagitalne (od bocznych do przyśrodkowych) kory entorynalnej. Przekroje DIC i Nissla pochodzą od różnych myszy. A-C kolumna (i): Całe przekroje parasagitalne (grubość 400 μm) (wyrównane i połączone kompozyty obrazów o niskim powiększeniu (4x)). A-C kolumna (ii): Powiększenie kory entorynalnej z charakterystycznym ciemnym obszarem granicy entorynalnej/parasubikularnej w górnej części każdego obrazu. A-C kolumna (iii) Przekroje barwione metodą Nissla (grubość 40 μm) od innej myszy, wyrównane z obrazami w A-C (ii). Ciemniejsza, gęsta warstwa komórek to warstwa II. Porównanie kolumn (ii) i (iii) pokazuje, jak komórki barwione metodą Nissla wyglądają na obrazach DIC. A-C kolumna (iv): Detal przekrojów barwionych metodą Nissla. B i C kolumna (iv) obejmują komórki parasubiculum (grzbietowa część ciemnego obszaru granicy entorynalnej/parasubikularnej na obrazach DIC) oraz komórki grzbietowej części MEC. W B (iv) i C (iv) wyraźnie widoczny jest duży grzbietowy obszar komórek parasubikularnych, który sięga głęboko do warstwy I (czerwone strzałki). Brzeżna krawędź brzuszna tych obszarów odpowiada grzbietowej granicy MEC (czarne strzałki). W A (iv) obszar parasubikularny nie występuje, co wskazuje, że przekrój znajduje się zbyt bocznie dla standardowego przygotowania przekroju parasagitalnego MEC. Na wszystkich panelach czarne strzałki wskazują grzbietową granicę MEC. Szare strzałki wskazują przybliżoną brzuszną granicę MEC.
Rysunek 5. Reprezentatywne wyniki. A Przetworzony i przycięty fragment obrazu z Rysunku 3A. Położenia komórki grzbietowej i brzusznej zaznaczono odpowiednio niebieskim i zielonym wypełnionym kołem. Czarna strzałka wskazuje szacowaną granicę grzbietową MEC, która jest przedłużona w głąb warstw za pomocą białej linii przerywanej. Ciągła biała linia to prowadnica pokazująca ścieżkę konturu, wzdłuż której dokonano pomiaru odległości w pikselach od granicy grzbietowej MEC do położonej brzusznie komórki. Pasek skali: 500 μm. B Przebiegi elektrofizjologiczne z komórek wskazanych w A. Od lewej do prawej – odpowiedzi podprogowe na skoki prądu wykorzystane do obliczenia rezystancji wejściowej, odpowiedź z wyładowaniami na duży dodatni skok prądu, szczegół wyładowania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Aby ułatwić badanie właściwości obwodów MEC, które wykazują organizację grzbietowo-brzuszną, opisaliśmy tutaj szczegółowo procedurę przygotowania przekrojów parasagitalnych zachowujących zasięg grzbietowo-brzuszny MEC.
Kluczowe etapy
Wyjmowanie mózgu z organizmu zwierzęcia. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie wywierać nacisku na mózg. Jest to ważniejsze niż szybkie usunięcie organu.
Krojenie. Prób...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Brak konfliktów interesów do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy za wsparcie następującym instytucjom: Commonwealth Scholarship Commission UK (HP), EPSRC (HP), BBSRC (MFN) oraz programowi Marie Curie Actions Unii Europejskiej (MFN).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Bibliografia
- O'Donnell, C., Nolan, M. F. Tuning of synaptic responses: an organizing principle for optimization of neural circuits. Trends Neurosci. 34, 51-60 (2011).
- Garden, D. L. F., Dodson, P. D., O'Donnell, C., White, M. D., Nolan, M. F. Tuning of synaptic integration in the medial entorhinal cortex to the organization of grid cell firing fields. Neuron. 60, 875-889 (2008).
- Kuba, H., Yamada, R., Fukui, I., Ohmori, H. Tonotopic specialization of auditory coincidence detection in nucleus laminaris of the chick. Journal of Neuroscience. 25, 1924-1934 (2005).
- Hafting, T., Fyhn, M., Molden, S., Moser, M. -B., Moser, E. I. Microstructure of a spatial map in the entorhinal cortex. Nature. 436, 801-806 (2005).
- Sargolini, F. Conjunctive representation of position, direction, and velocity in entorhinal cortex. Science. 312, 758-762 (2006).
- Fyhn, M., Hafting, T., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. -B. Grid cells in mice. Hippocampus. 18, 1230-1238 (2008).
- Giocomo, L. M., Zilli, E. A., Fransén, E., Hasselmo, M. E. Temporal frequency of subthreshold oscillations scales with entorhinal grid cell field spacing. Science. 315, 1719-1722 (2007).
- Giocomo, L. M., Hasselmo, M. E. Time constants of h current in layer II stellate cells differ along the dorsal to ventral axis of medial entorhinal cortex. Journal of Neuroscience. 28, 9414-9425 (2008).
- Burgalossi, A. Microcircuits of functionally identified neurons in the rat medial entorhinal cortex. Neuron. 70, 773-786 (2011).
- Dodson, P. D., Pastoll, H., Nolan, M. F. Dorsal-ventral organization of theta-like activity intrinsic to entorhinal stellate neurons is mediated by differences in stochastic current fluctuations. J. Physiol. (Lond). 589, 2993-3008 (2011).
- Nolan, M., Dudman, J., Dodson, P., Santoro, B. HCN1 channels control resting and active integrative properties of stellate cells from layer II of the entorhinal cortex. Journal of Neuroscience. 27, (2007).
- Boehlen, A., Heinemann, U., Erchova, I. The range of intrinsic frequencies represented by medial entorhinal cortex stellate cells extends with age. Journal of Neuroscience. 30, 4585-4589 (2010).
- Klink, R., Alonso, A. Morphological characteristics of layer II projection neurons in the rat medial entorhinal cortex. Hippocampus. 7, 571-583 (1997).
- van Groen, T. Entorhinal cortex of the mouse: cytoarchitectonical organization. Hippocampus. 11, 397-407 (2001).
- Dolorfo, C. L., Amaral, D. G. Entorhinal cortex of the rat: organization of intrinsic connections. The Journal of Comparative Neurology. 398, 49-82 (1998).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
