Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Operacja pomostowania żołądka typu Roux-en-Y u szczurów

23.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/3940

⸱

11 czerwca 2012

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University Hospital Zürich, 2Zürich Centre for Integrative Human Physiology, University of Zürich, 3Institute of Veterinary Physiology, Vetsuisse Faculty, University of Zürich, 4Imperial Weight Centre, Department of Investigative Medicine, Imperial College London

W tym artykule

Podsumowanie

W ostatnim czasie przeprowadzono liczne badania z wykorzystaniem szczurzych modeli pominięcia żołądka, aby odkryć podstawowe mechanizmy fizjologiczne operacji pominięcia żołądka metodą Roux-en-Y. Celem niniejszego artykułu jest zaprezentowanie i omówienie technicznych oraz eksperymentalnych szczegółów naszego opublikowanego szczurzego modelu pominięcia żołądka, aby zrozumieć zalety i ograniczenia tego narzędzia eksperymentalnego.

Streszczenie

Obecnie najskuteczniejszą terapią w leczeniu otyłości chorobowej, pozwalającą na znaczną i trwałą utratę masy ciała oraz wykazującą udowodniony wpływ na zmniejszenie śmiertelności, jest chirurgia bariatryczna1,2. W konsekwencji w ostatnich latach odnotowano stały wzrost liczby operacji bariatrycznych wykonywanych na całym świecie, przy czym najczęściej wykonywanym zabiegiem jest pomostowanie żołądka metodą Roux-en-Y (bypass żołądka)3. W tym kontekście istotne jest zrozumienie mechanizmów fizjologicznych, dzięki którym bypass żołądka indukuje i utrzymuje utratę masy ciała. Mechanizmy te nie są jeszcze w pełni poznane, ale mogą obejmować zmniejszenie uczucia głodu i zwiększenie sytości4,5, zwiększony wydatek energetyczny6,7, zmianę preferencji w stosunku do pokarmów bogatych w tłuszcze i cukry8,9, zmienioną gospodarkę solno-wodną nerek10, a także zmiany w mikrobiocie jelitowej11. Zmiany te obserwowane po bypassie żołądka mogą wynikać przynajmniej częściowo ze sposobu, w jaki operacja zmienia środowisko hormonalne, ponieważ bypass żołądka zwiększa poposiłkowe uwalnianie peptydu YY (PYY) oraz glukagonopodobnego peptydu 1 (GLP-1) – hormonów wydzielanych przez jelita w obecności składników odżywczych, które hamują łaknienie12.

W ciągu ostatnich dwóch dekad przeprowadzono liczne badania na szczurach w celu dalszego zbadania zmian fizjologicznych po pominięciu żołądka (gastric bypass). Szczurzy model pominięcia żołądka okazał się cennym narzędziem eksperymentalnym, nie tylko dlatego, że ściśle naśladuje profil czasowy i skalę utraty masy ciała u ludzi, ale także pozwala badaczom kontrolować i manipulować krytycznymi czynnikami anatomicznymi i fizjologicznymi, w tym stosować odpowiednie grupy kontrolne. W konsekwencji w literaturze, omówionej szerzej w innych opracowaniach 13-15, dostępny jest szeroki wachlarz modeli pominięcia żołądka u szczurów. Opis dokładnej techniki chirurgicznej tych modeli jest bardzo zróżnicowany i różni się np. pod względem wielkości woreczka, długości ramion oraz zachowania nerwu błędnego. Jeśli zostały zgłoszone, wskaźniki śmiertelności wydają się mieścić w przedziale od 0 do 35%15. Co więcej, operacje przeprowadzano niemal wyłącznie u samców szczurów różnych szczepów i w różnym wieku. Diety przed i po operacji również znacząco się różniły.

Różnice techniczne i eksperymentalne w opublikowanych modelach pominięcia żołądka u szczurów utrudniają porównywanie i identyfikację potencjalnych mechanizmów fizjologicznych zaangażowanych w ten proces. Nie ma jednoznacznych dowodów na to, że którykolwiek z tych modeli jest nadrzędny, jednak pojawia się potrzeba standaryzacji procedury w celu uzyskania spójnych i porównywalnych danych. Niniejszy artykuł ma zatem na celu podsumowanie i omówienie szczegółów technicznych i eksperymentalnych naszego wcześniej zwalidowanego i opublikowanego modelu pominięcia żołądka u szczurów.

Protokół

1. Opieka przedoperacyjna

  1. Odbrać pokarm szczurowi w noc poprzedzającą operację.
  2. Wprowadzić w stan znieczulenia w komorze przy użyciu 4-5% isofluranu i przepływie O2 wynoszącym 2 l/min.
  3. Ogolić brzuch od mostka do miednicy za pomocą golarki elektrycznej.
  4. Umieścić znieczulonego szczura w pozycji na plecach na izotermicznej macie grzewczej.
  5. Nałożyć maść do oczu (Vitagel) przed umieszczeniem pyska szczura w masce nosowej.
  6. Utrzymywać znieczulenie przy stężeniu isofluranu 2-3% i przepływie O2 wynoszącym 2 l/min.
  7. Zdezynfekować skórę roztworem Betadine.
  8. Potwierdzić głębokość znieczulenia poprzez uciśnięcie pęsetą przestrzeni między palcami tylnej łapy.
  9. Podać 5,7 mg/kg Enrofloksacyny dootrzewnowo jako okołoperacyjna profilaktyka antybiotykowa oraz 1 mg/kg Fluniksyny w celu przeciwbólowym.

2. Laparatomia pośrodkowa

  1. Wykonaj nacięcie w linii pośrodkowej za pomocą skalpela, zaczynając tuż poniżej wyrostka mieczowatego (ostrze nr 10).
  2. Odseparuj skórę obwodowo od leżących pod nią mięśni brzucha, używając nożyc Metzenbauma.
  3. Otwórz jamę brzuszną.
  4. Zamocuj rozieracze, aby zapewnić jak najlepszą ekspozycję pola operacyjnego.

3. Odcinek żółciowo-trzustkowy i pokarmowy

  1. Zlokalizuj miejsce, w którym dwunastnica lub proksymalna część jelita czczego przebiega pod okrężnicą.
  2. Przetnij jelito cienkie około 10 cm dystalnie (aboralnie) od tego miejsca i podwiąż oba końce jelita (PDS 5-0).
  3. Umieść proksymalny pień z dwóch końców w lewym górnym kwadrancie jamy brzusznej, ponieważ zostanie on później wykorzystany do utworzenia odgałęzienia biliopankreatycznego w rekonstrukcji typu Roux-en-Y.
  4. Umieść dystalny pień z dwóch końców w prawym górnym kwadrancie jamy brzusznej, ponieważ zostanie on później wykorzystany do utworzenia odgałęzienia pokarmowego w rekonstrukcji typu Roux-en-Y.

4. Jejunostomia-jejunostomia

  1. Zidentyfikuj kątnicę wraz z zastawką kątniczą oraz jelito cienkie (ileum).
  2. Przesuń się wzdłuż jelita cienkiego w kierunku ustnym na odległość około 25 cm. W tym miejscu zostanie wykonana jejuno-jejunostomia, stanowiąca początek wspólnego kanału w rekonstrukcji typu Roux-en-Y.
  3. Wyodrębnij pętlicę żółciowo-trzustkową z lewego górnego kwadrantu jamy brzusznej i ułóż ją obok wspólnego kanału w miejscu planowanej jejuno-jejunostomii.
  4. Zabezpiecz pętlicę żółciowo-trzustkową i wspólny kanał za pomocą szwu retencyjnego (PDS 6-0).
  5. Nacinaj obie pętle na długości około 10 mm, używając mikronożyczek.
  6. Wykonaj jejuno-jejunostomię poprzez zespolenie bok-do-boku przy użyciu szwów przerywanych (PDS 6-0).
  7. W pierwszej kolejności zamknij stronę grzbietową, a następnie stronę brzuszną zespolenia.

5. Woreczek żołądkowy

  1. Zidentyfikuj przejście żołądkowo-przełykowe.
  2. Uwolnij ten obszar, preparując więzadła żołądkowo-wątrobowe i żołądkowo-śledzionowe za pomocą nożyczek Metzenbauma.
  3. Przesuń tętnicę żołądkową lewą oraz włókna nerwu błędnego lewego wiązki okołoprzełykowej bocznie, aby zapobiec poważnym krwawieniom i uszkodzeniu nerwu błędnego podczas tworzenia małego woreczka żołądkowego.
  4. Wyeksponuj przejście żołądkowo-przełykowe, umieszczając tampon z waty za przełykiem.
  5. Koaguluj małe naczynia przedniej ściany żołądka, używając dostępnego w handlu urządzenia do kauteryzacji – ma to również na celu zapobieganie krwawieniom.
  6. Przetnij żołądek około 5 mm poniżej przejścia żołądkowo-przełykowego, tworząc woreczek żołądkowy o rozmiarze nieprzekraczającym 2-3% pierwotnej wielkości żołądka, używając delikatnych, zakrzywionych nożyczek.
  7. Zamknij pozostałą część żołądka (PDS 5-0).

6. Gastrojejunostomia

  1. Wyciągnąć pęt%';tą alimentarną z prawego górnego kwadrantu jamy brzusznej i ułożyć ją obok woreczka żołądkowego.
  2. Wykonać gastrojejunostomię poprzez przeprowadzenie anastomozy koniec-bok (PDS 7-0).
  3. W pierwszej kolejności ukończyć tylną, a następnie przednią ścianę anastomozy.

7. Zamknięcie jamy brzusznej

  1. Zmniejszyć głębokość znieczulenia poprzez obniżenie stężenia izofluranu do 1,5%.
  2. Zamknąć warstwę mięśniową ściany brzusznej za pomocą szwów ciągłych (PDS 4-0).
  3. Podać podskórnie 100 μl roztworu buprenorfiny o stężeniu 0,3 mg/ml w celu zapewnienia analgesii.
  4. Dalszo obniżyć stężenie izofluranu do 1%.
  5. Zamknąć skórę za pomocą szwów przerywanych (Vicryl 4-0).

8. Opieka pooperacyjna

  1. Przerwać podawanie isofluranu i kontynuować podawanie O2.
  2. Podać 5 ml ciepłej soli fizjologicznej w celu uzupełnienia płynów w trzech depozytach podskórnych.
  3. Umieścić szczura pod czerwonym światłem do czasu pełnego wybudzenia.
  4. Przenieść szczura z powrotem do klatki macierzystej.

9. Reprezentatywne wyniki

Zwierzęta i warunki utrzymania

Samce szczurów Wistar (Harlan Laboratories Inc., Blackthorn, UK; Elevage Janvier, Le-Genest-St. Isle, Francja) o masie od 350 do 500 g przetrzymywano indywidualnie w cyklu oświetlenia 12 h /12 h w temperaturze pokojowej 21±2 °C. Woda i standardowa karma były dostępne ad libitum, chyba że zaznaczono inaczej. Wszystkie eksperymenty przeprowadzono na podstawie licencji wydanej przez Home Office, UK (PL70-6669) lub za zgodą Biura Weterynaryjnego kantonu Zurych w Szwajcarii. Wszystkie szczury przeszły tygodniową aklimatyzację przed randomizacją do grupy z pominięciem żołądka lub operacji pozorowanej. Po zabiegu szczury otrzymywały dietę płynną przez 3 dni, przed przywróceniem dostępu do zwykłej karmy.

Masa ciała

Dane z naszego modelu pominięcia żołądka u szczurów są zgodne z wcześniejszymi ustaleniami, według których operacja pominięcia żołądka jest skuteczna w redukcji masy ciała, a w szczególności w utrzymaniu utraty masy ciała (Rycina 2). Średnia masa ciała przed operacją szczurów poddanych pominięciu żołądka oraz operacjom pozorowanym była podobna (sham: 433,4 ± 8,3 g vs. bypass: 420,7 ± 8,4 g, p= 0,28). Pięć dni po zabiegu kontrolne zwierzęta poddane operacji pozorowanej ważyły znacznie więcej w porównaniu ze szczurami po pominięciu żołądka (sham: 422,2 ± 8,3 g vs. bypass: 374,7 ± 7,6 g, p<0,001). W 60. dobie po operacji różnica w masie ciała wynosiła prawie 170 g (sham: 533,2 ± 8,1 g vs. bypass: 366,2 ± 10,8 g, p<0,001).

Pobór pokarmu

Pobór pokarmu wykazywał podobne trendy jak masa ciała i był zredukowany u szczurów po pominięciu żołądka w porównaniu do szczurów po zabiegu pozorowanym, karmionych ad libitum. Rysunek 3 przedstawia średni dzienny pobór pokarmu dla obu grup (1-60 dzień po operacji). Dzienny pobór pokarmu był konsekwentnie niższy po pominięciu żołądka (pozorowane: 29,9 ± 0,2 g vs. bypass: 25,7 ± 0,3 g, p<0,001).

Hormony jelitowe

Krew od wszystkich szczurów pobrano w dniu zakończenia badania 8,16. Zwierzęta miały dostęp do pożywienia ad libitum w noc poprzedzającą i zostały poddane dekapitacji na początku cyklu świetlnego w 60. dobie po operacji. Pobraną krew niezwłocznie odwirowano przy 3000 rpm przez 10 minut w temperaturze 4°C i przechowywano w -20°C do czasu wykonania analizy próbek w dubletach w jednym serii pomiarowej. Immunoreaktywność typu PYY zmierzono za pomocą specyficznego i czułego testu radioimmunologicznego, który oznaczą zarówno pełną formę (PYY1-36), jak i fragment (PYY3-36). Poziom GLP-1 zmierzono przy użyciu opracowanych wewnętrznie testów radioimmunologicznych17,18. Różnice w spożyciu pokarmu można częściowo wyjaśnić zwiększonymi poposiłkowymi poziomami peptydy YY (PYY) i glukagonopodobnego peptydu 1 (GLP-1) w osoczu, ponieważ u szczurów po pominięciu żołądka odnotowano znacznie wyższe poziomy PYY (grupa sham: 26 ± 2 pmol/L vs. grupa bypass: 141 ± 14 pmol/L, p<0.001) oraz GLP-1 (grupa sham: 40 ± 5 pmol/L vs. grupa bypass: 215 ± 23 pmol/L, p<0.001; Rysunek 4).

Schemat anatomii układu pokarmowego i operacji pominięcia żołądka metodą Roux-en-Y z opisanymi sekcjami.
Rycina 1. Anatomia pominięcia żołądka. Schematyczny rysunek anatomii jelita cienkiego przed (A) i po (B) operacji pominięcia żołądka. Różne odcienie czerwieni reprezentują odpowiednio poszczególne segmenty jelita cienkiego, gdzie kolor średnio-czerwony oznacza przedjelito (przełyk, żołądek, dwunastnicę i proksymalną część jelita czczego), jasnoczerwony oznacza środkowe jelito (proksymalną i środkową część jelita czczego oraz proksymalną część jelita krętego), a ciemnoczerwony oznacza tylne jelito (jelito kręte, kątnicę).

Wykres zmiany masy ciała; szczury po pominięciu żołądka vs szczury poddane operacji pozorowanej w ciągu 60 dni po zabiegu.
Rysunek 2. Utrata masy ciała po operacji pominięcia żołądka u szczurów. Zmiana masy ciała dla reprezentatywnej grupy szczurów po pominięciu żołądka (- -) (n=52) oraz szczurów poddanych operacji pozorowanej (- -) (n=52) w okresie obserwacji wynoszącym 60 dni. Dane zostały zgromadzone z poprzednich publikacji6,8-10 i przedstawiono je jako wartości średnie ± SEM (*** = p<0.001).

Wykres słupkowy porównujący średnią dzienną konsumpcję pokarmu u szczurów po operacji; znaczna redukcja spożycia.
Rycina 3. Średnia konsumpcja pokarmu po operacji pominięcia żołądka u szczurów. Średnia dzienna konsumpcja pokarmu w reprezentatywnej grupie szczurów po pominięciu żołądka (czarne słupki, n=52) oraz szczurów poddanych operacji pozorowanej (białe słupki, n=52) w ciągu 60 dni okresu pooperacyjnego. Dane zostały zgromadzone z poprzednich publikacji6,8-10 i przedstawione jako wartości średnie ± SEM.

Wykres słupkowy porównujący średnie dzienne spożycie pokarmu u szczurów po operacji; znaczna redukcja diety.
Rysunek 4. Po posiłku poziomy PYY i GLP-1 w surowicy po operacji pominięcia żołądka u szczurów. Po posiłku poziom PYY i GLP-1 w surowicy dla szczurów po pominięciu żołądka (czarne, n=18) i szczurów po operacji pozornej (białe, n=22). Dane zostały zgromadzone z poprzednich publikacji8,16 i przedstawione jako wartości średnie ± SEM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Procedura pominięcia żołądka metodą Roux-en-Y u ludzi została po raz pierwszy opisana przez Masona w 1967 roku i zmodyfikowana do obecnej formy przez Torresa w 1983 roku19. Obecnie procedura ta polega na utworzeniu małej woreczka żołądkowego oraz pominięciu proksymalnego odcinka jelita cienkiego. Schematyczny rysunek anatomii przed i po operacji przedstawiono na Rysunku 1.

Pomostowanie żołądka u ludzi indukuje i utrzymuje utratę masy ciała na poziomie około 15-30%

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zgłoszono konfliktów interesów.

Podziękowania

Marco Bueter i Florian Seyfried otrzymali wsparcie od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). Thomas A Lutz otrzymał wsparcie od Swiss National Research Foundation (SNF). Marco Bueter i Thomas A Lutz otrzymują ponadto finansowanie z National Institute of Health (NIH) oraz Zurich Center for Integrative Human Physiology (ZIHP). Carel W le Roux otrzymał wsparcie w ramach Department of Health Clinician scientist award. Imperial College London otrzymuje wsparcie z programu finansowania NIHR Biomedical Research Centre.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
EnrofloksacynaBaytril 2.5%Provet AG1036
FluniksynFinadyneGraeub908040
BuprenorfinaTemgesicReckitt Benckiser138976
IzofluranIsoFloGraeub902035
Witamina AVitagelBausch & Lomb690
Roztwór joduBetadine Puredue PharmaMundipharma111141
NaCl 0.9%NaCl 0.9%B. Braun534534
Tabela 1. Leki.
PDS II4-0EthiconZ924H
PDS II5-0EthiconZ925H
PDS II6-0EthiconPUU2971E
PDS II7-0EthiconZ1370E
Vicryl4-0EthiconV451H
Tabela 2. Szwy.
Rączka skalpela nr 3AesculapBB073R
Ostrza skalpela nr 10Swann-Morton0301
IgłotrzymaczAesculapBM124R
Pinceta tkankowaAesculapBD555R
Nożyczki Metzenbauma, prosteAesculapBC022R
Nożyczki Metzenbauma, zakrzywioneAesculapBC023R
Nożyczki delikatne, zakrzywioneAesculapBC061R
Kleszczyki tętnicze, zakrzywioneAesculapBH109R
Kleszczyki tętnicze, zakrzywione, 1x2 ząbkiAesculapBH121R
Sonda, dwustronnaAesculapBN113R
MikroigłotrzymaczAesculapFM 541R
MikropincetaAesculapFM571R
MikronożyczkiAesculapFM470R
Jednorazowy kauteryzator do okaJohn Weiss International0111122
Patyczki bawełnianeHartmann AG9679369
Tabela 3. Sprzęt chirurgiczny.

Bibliografia

  1. Adams, T. D., Gress, R. E., Smith, S. C. Long-term mortality after gastric bypass surgery. N. Engl. J. Med. 357, 753-761 (2007).
  2. Sjostrom, L., Lindroos, A. K., Peltonen, M. Lifestyle, diabetes, and cardiovascular risk factors 10 years after bariatric surgery. N. Engl. J. Med. 351, 2683-2693 (2004).
  3. Buchwald, H., Oien, D. M. Metabolic/bariatric surgery Worldwide. Obes. Surg. 19, 1605-1611 (2008).
  4. Welbourn, R., Werling, M. Gut hormones as mediators of appetite and weight loss after Roux-en-Y gastric bypass. Ann. Surg. 246, 780-785 (2007).
  5. le Roux, C. W., Aylwin, S. J., Batterham, R. L. Gut hormone profiles following bariatric surgery favor an anorectic state, facilitate weight loss, and improve metabolic parameters. Ann. Surg. 243, 108-114 (2006).
  6. Bueter, M., Lowenstein, C., Olbers, T. Gastric bypass increases energy expenditure in rats. Gastroenterology. 138, 1845-1853 (2010).
  7. Stylopoulos, N., Hoppin, A. G., Kaplan, L. M. Roux-en-Y Gastric Bypass Enhances Energy Expenditure and Extends Lifespan in Diet-induced Obese Rats. Obesity (Silver Spring). 17, 1839-1847 (2009).
  8. Bueter, M., Miras, A. D., Chichger, H. Alterations of sucrose preference after Roux-en-Y gastric bypass. Physiol. Behav. 104, 709-721 (2011).
  9. le Roux, C. W., Bueter, M., Theis, N. Gastric bypass reduces fat intake and preference. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 301, 1057-1066 (2011).
  10. Bueter, M., Ashrafian, H., Frankel, A. H. Sodium and water handling after gastric bypass surgery in a rat model. Surg. Obes. Relat. Dis. 7, 68-73 (2011).
  11. Li, J. V., Ashrafian, H., Bueter, M. Metabolic surgery profoundly influences gut microbial-host metabolic cross-talk. Gut. 60, 1214-1223 (2011).
  12. Ashrafian, H., le Roux, C. W. Metabolic surgery and gut hormones - a review of bariatric entero-humoral modulation. Physiol. Behav. 97, 620-631 (2009).
  13. Ashrafian, H., Bueter, M., Ahmed, K. Metabolic surgery: an evolution through bariatric animal models. Obes. Rev. 11, 907-920 (2010).
  14. Rao, R. S., Rao, V., Kini, S. Animal models in bariatric surgery--a review of the surgical techniques and postsurgical physiology. Obes. Surg. 20, 1293-1305 (2010).
  15. Seyfried, F., le Roux, C. W., Bueter, M. Lessons learned from gastric bypass operations in rats. Obes. Facts. 4, 3-12 (2011).
  16. Fenske, W. K., Bueter, M., Miras, A. D. Exogenous peptide YY3-36 and Exendin-4 further decrease food intake, whereas octreotide increases food intake in rats after Roux-en-Y gastric bypass. Int. J. Obes. (Lond). , (2011).
  17. Kreymann, B., Williams, G., Ghatei, M. A. Glucagon-like peptide-1 7-36: a physiological incretin in man. Lancet. 2, 1300-1304 (1987).
  18. le Roux, C. W., Batterham, R. L., Aylwin, S. J. Attenuated peptide YY release in obese subjects is associated with reduced satiety. Endocrinology. 147, 3-8 (2006).
  19. Torres, J. C., Oca, C. F., Garrison, R. N. Gastric bypass: Roux-en-Y gastrojejunostomy from the lesser curvature. South Med. J. 76, 1217-1221 (1983).
  20. Guijarro, A., Suzuki, S., Chen, C. Characterization of weight loss and weight regain mechanisms after Roux-en-Y gastric bypass in rats. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 293, R1474-R1489 (2007).
  21. Roberts, K., Duffy, A., Kaufman, J. Size matters: gastric pouch size correlates with weight loss after laparoscopic Roux-en-Y gastric bypass. Surg. Endosc. 21, 1397-1402 (2007).
  22. Hajnal, A., Kovacs, P., Ahmed, T. Gastric bypass surgery alters behavioral and neural taste functions for sweet taste in obese rats. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 299, G967-G979 (2010).
  23. Shin, A. C., Zheng, H., Pistell, P. J. Roux-en-Y gastric bypass surgery changes food reward in rats. Int. J. Obes. (Lond). 35, 642-651 (2011).
  24. Tichansky, D. S., Rebecca, G. A., Madan, A. K. Decrease in sweet taste in rats after gastric bypass surgery. Surg. Endosc. 25, 1176-1181 (2011).
  25. Olbers, T., Lonroth, H., Fagevik-Olsen, M. Laparoscopic gastric bypass: development of technique, respiratory function, and long-term outcome. Obes. Surg. 13, 364-370 (2003).
  26. Madan, A. K., Harper, J. L., Tichansky, D. S. Techniques of laparoscopic gastric bypass: on-line survey of American Society for Bariatric Surgery practicing surgeons. Surg. Obes. Relat. Dis. 4, 166-172 (2008).
  27. Bueter, M., Lowenstein, C., Ashrafian, H. Vagal sparing surgical technique but not stoma size affects body weight loss in rodent model of gastric bypass. Obes. Surg. 20, 616-622 (2010).
  28. Korner, J., Bessler, M., Cirilo, L. J. Effects of Roux-en-Y gastric bypass surgery on fasting and postprandial concentrations of plasma ghrelin, peptide YY, and insulin. J. Clin. Endocrinol. Metab. 90, 359-365 (2005).
  29. Schwartz, M. W., Woods, S. C., Porte, D. Central nervous system control of food intake. Nature. 404, 661-671 (2000).
  30. Abbott, C. R., Monteiro, M., Small, C. J. The inhibitory effects of peripheral administration of peptide YY(3-36) and glucagon-like peptide-1 on food intake are attenuated by ablation of the vagal-brainstem-hypothalamic pathway. Brain Res. 1044, 127-131 (2005).
  31. Adrian, T. E., Ballantyne, G. H., Longo, W. E. Deoxycholate is an important releaser of peptide YY and enteroglucagon from the human colon. Gut. 34, 1219-1224 (1993).
  32. Nakatani, H., Kasama, K., Oshiro, T. Serum bile acid along with plasma incretins and serum high-molecular weight adiponectin levels are increased after bariatric surgery. Metabolism. 58, 1400-1407 (2009).
  33. Ashrafian, H., le Roux, C. W. Metabolic surgery and gut hormones - a review of bariatric entero-humoral modulation. Physiol. Behav. 97, 620-631 (2009).
  34. Choban, P. S., Flancbaum, L. The effect of Roux limb lengths on outcome after Roux-en-Y gastric bypass: a prospective, randomized clinical trial. Obes. Surg. 12, 540-545 (2002).
  35. Gleysteen, J. J. Five-year outcome with gastric bypass: Roux limb length makes a difference. Surg. Obes. Relat. Dis. 5, 242-247 (2009).
  36. Lee, S., Sahagian, K. G., Schriver, J. P. Relationship between varying Roux limb lengths and weight loss in gastric bypass. Curr. Surg. 63, 259-263 (2006).
  37. Hayes, M. R., Kanoski, S. E., De Jonghe, B. C. The common hepatic branch of the vagus is not required to mediate the glycemic and food intake suppressive effects of glucagon-like-peptide-1. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 301, R1479-R1485 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Szczurzy model pomostowania o dkastworzenie woreczka o dkowegoodga nia ciowo trzustkowyodga nia jelitowyanastomoza bok bokuwalnianie peptydu YYsekrecja GLP 1redukcja spo ycia pokarmuutrata masy cia a
Operacja pomostowania żołądka typu Roux-en-Y u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.