Wideookulografia u myszy

Podsumowanie

Wideookulografia jest bardzo ilościową metodą badania sprawności motorycznej oczu, a także uczenia się motorycznego. W niniejszym materiale opisujemy sposób przeprowadzania wideookulografii u myszy. Zastosowanie tej techniki u myszy zdrowych, leczzonych farmakologicznie lub modyfikowanych genetycznie stanowi potężne narzędzie badawcze do zgłębiania fizjologii leżącej u podstaw zachowań motorycznych.

Streszczenie

Ruchy gałek ocznych są bardzo istotne dla śledzenia obiektu lub stabilizacji obrazu na siatkówce podczas ruchu. Zwierzęta nieposiadające dołka centralnego, takie jak mysz, mają ograniczoną zdolność do utrwalenia wzroku na celu. W przeciwieństwie do tych ukierunkowanych na cel ruchów oczu, kompensacyjne ruchy oczu są łatwo wywoływane u zwierząt bez dołka centralnego^1,2,3,4. Kompensacyjne ruchy oczu są generowane poprzez przetwarzanie informacji przedsionkowych i optokinetycznych w sygnał sterujący, który napędza mięśnie oka. Przetwarzanie informacji przedsionkowych i optokinetycznych można badać osobno oraz wspólnie, co pozwala na określenie deficytu w układzie okulomotorycznym. Układ okulomotoryczny można testować poprzez wywołanie odruchu optokinetycznego (OKR), odruchu przedsionkowo-ocznego (VOR) lub wzmocnionego wizualnie odruchu przedsionkowo-ocznego (VVOR). OKR jest ruchem odruchowym, który kompensuje ruchy obrazu w „pełnym polu” na siatkówce, natomiast VOR jest odruchowym ruchem oka, który kompensuje ruchy głowy. VVOR jest odruchowym ruchem oka, który wykorzystuje zarówno informacje przedsionkowe, jak i optokinetyczne, aby dokonać odpowiedniej kompensacji. Móżdżek monitoruje i jest w stanie korygować te kompensacyjne ruchy oczu. Dlatego okulografia jest bardzo potężnym narzędziem do badania zależności między mózgiem a zachowaniem w warunkach prawidłowych, jak i patologicznych (np. o pochodzeniu przedsionkowym, ocznym i/lub móżdżkowym).

Badanie układu okulomotorycznego jako paradygmatu behawioralnego jest interesujące z kilku powodów. Po pierwsze, układ okulomotoryczny jest dobrze poznanym układem neuronalnym⁵. Po drugie, układ okulomotoryczny jest stosunkowo prosty⁶; zakres możliwych ruchów gałki ocznej jest ograniczony przez jej architekturę w postaci kuli w panewce („pojedynczy staw”) oraz trzy pary mięśni pozagałkowych⁷. Po trzecie, odpowiedź behawioralną i bodźce sensoryczne można łatwo zmierzyć, co czyni ten układ bardzo dostępnym do analizy ilościowej⁸. Wielu testom behawioralnym brakuje tak wysokiej mocy ilościowej. I wreszcie, badać można zarówno sprawność, jak i plastyczność układu okulomotorycznego, co umożliwia prowadzenie badań nad procesami uczenia się i pamięci⁹.

Myszy modyfikowane genetycznie są obecnie szeroko dostępne i stanowią istotne źródło do badania funkcji mózgu na różnych poziomach¹⁰. Ponadto mogą być wykorzystywane jako modele naśladujące ludzkie choroby. Zastosowanie okulografii u myszy prawidłowych, traktowanych farmakologicznie lub modyfikowanych genetycznie jest potężnym narzędziem badawczym pozwalającym zgłębić fizjologię zachowań motorycznych w warunkach prawidłowych i patologicznych. W niniejszym opracowaniu opisujemy sposób pomiaru wideo-okulografii u myszy⁸.

Protokół

1. Przygotowanie

Poniższe eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Holenderskiego Komitetu Etycznego ds. Doświadczeń na Zwierzętach.

1. Przygotowanie myszy do wideookulografii. Aby zmierzyć ruchy gałek ocznych myszy, konieczna jest immobilizacja głowy zwierzęcia. W związku z tym na czaszce myszy wykonuje się konstrukcję podstawki (Rysunek 1).
   1. Przeprowadź anestezję myszy w komorze gazowej, stosując mieszaninę izofluranu (isofluran 1-1,5%; Rhodia Organique Fine LtD, Francja) i tlenu. Nadmiar gazu jest odprowadzany. Utrzymuj znieczulenie za pomocą maski nosowej. Głębokość anestezji potwierdź poprzez ucisk palca u stopy.
   2. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C przy użyciu analnego termosensora i maty grzewczej (FHC, Bowdoinham, ME).
   3. Zabezpiecz oczy, nakładając maść do oczu (duratears, Alcon, Belgia). Ogol futro na grzbietowej części czaszki i oczyść pole operacyjne, wykonując cykle mycia roztworem betadyny lub chlorheksydyny.
   4. Wykonaj nacięcie w linii środkowej, aby odsłonić grzbietową powierzchnię czaszki. Oczyść i osusz powierzchnię.
   5. Nałóż kroplę kwasu fosforowego (żel trawiący z kwasem fosforowym 37,5%; Kerr, CA) na grzbietową powierzchnię czaszki, od punktu bregma do lambda. Usuń trawienie po 15 sekundach, a następnie oczyść powierzchnię czaszki solą fizjologiczną i ponownie osusz.
   6. Na tak przygotowaną powierzchnię czaszki nałóż kroplę OptiBond prime (Kerr, CA) i susz powietrzem przez 30 sekund.
   7. Na OptiBond prime nałóż kroplę adhezyjną OptiBond (Kerr, CA) i utwardz światłem przez 1 minutę (urządzenie do utwardzania światłem widzialnym Maxima 480; Henry Schein, USA).
   8. Warstwę adhezyjną pokryj cienką warstwą kompozytu Charisma (Heraeus Kulzer, Niemcy). W kompozycie osadź dwie połączone nakrętki (średnica: 3 mm). Następnie utwardź kompozyt światłem. W razie potrzeby nałóż dodatkowe warstwy kompozytu i utwardź je światłem.
   9. Podaj buprenorfinę (0,015 mg/kg, s.c.) w celu zapewnienia analgesji pooperacyjnej. Zwierzę powinno odzyskać sprawność w ciągu około 5 min. Pozostaw mysz do rekonwalescencji w klatce domowej w temperaturze pokojowej przez co najmniej 3 dni po zabiegu.
2. Układ do wideookulografii myszy (Rysunek 2).
   1. Umieść mysz w stabilizatorze i przymocuj jej głowę do stabilizatora za pomocą dwóch śrub (Rysunek 1). Podczas tej procedury mysz nie wymaga znieczulenia. Czas stabilizacji nie powinien przekraczać 1 h/dobę.
   2. Zamontuj stabilizator głowy i ciała myszy na platformie X-Y, która z kolei jest zamocowana na stole obrotowym (średnica: 60 cm). Dzięki platformie X-Y głowę myszy można ustawić nad środkiem stołu obrotowego. Myszy można przemieszczać w osiach pochylenia, odchylenia i przechylenia. Głowę myszy ustawia się pod odpowiednim kątem pochylenia, odchylenia i przechylenia, centrując oko na podstawie obrazu wideo generowanego przez system ISCAN. Alternatywnie konstrukcję podstawki można umieścić na głowie myszy w ramie stereotaktycznej¹¹.
   3. Stół obrotowy jest połączony z serwomotorem prądu przemiennego (Harmonic drive AG, Holandia), a jego pozycja jest monitorowana przez potencjometr (Bourns inc., CA) zamocowany do osi stołu.
   4. Cylindryczny ekran otaczający (średnica: 63 cm; wysokość: 35 cm) z losowym wzorem kropek (każdy element 2°) pokrywa stół obrotowy; bęben ten jest również wyposażony w serwomotor prądu przemiennego (Harmonic drive AG, Holandia). Pozycja ekranu cylindrycznego jest monitorowana przez potencjometr (Bourns inc., CA) zamocowany do jego osi, a ekran może być oświetlany lampą halogenową (20 W). Zarówno ekran otaczający, jak i stół obrotowy są napędzane niezależnie.
   5. Ruch stołu obrotowego i ekranu otaczającego jest kontrolowany przez komputer podłączony do interfejsu wejścia/wyjścia (CED limited, Cambridge, Wielka Brytania). Sygnały pozycji stołu i ekranu otaczającego są filtrowane (częstotliwość odcięcia: 20 Hz), digitalizowane przez interfejs wejścia/wyjścia i zapisywane w komputerze.
   6. Oko myszy jest oświetlane przez trzy emitery podczerwieni (600 mW, kąt rozproszenia: 7°, peak długości fali: 880 nm, RS components, Holandia). Dwa emitery podczerwieni są zamocowane do stołu obrotowego, a trzeci do kamery. Ten trzeci emitter wytwarza referencyjne odbicie rogówkowe (CR), które jest wykorzystywane podczas procedury kalibracji oraz podczas rejestracji ruchów oka.
   7. Kamera CCD z podczerwienią, wyposażona w obiektyw zoom (Zoom 6000, Navitar inc., NY), jest zamocowana do stołu obrotowego i skupiona na głowie myszy w centrum stołu. Kamerę można odblokować i odchylić wokół osi stołu obrotowego o dokładnie 20° podczas procedury kalibracji.
   8. Sygnał wideo jest przetwarzany przez system śledzenia oczu (ETL-200, ISCAN, Burlington, MA). System ISCAN wykorzystuje algorytm do śledzenia środków źrenicy i referencyjnego CR. System może śledzić źrenicę i referencyjne CR w kierunku poziomym i pionowym z częstotliwością próbkowania 120 Hz.
   9. Sygnały pozycji referencyjnego CR, pozycji źrenicy oraz wielkości źrenicy są digitalizowane przez interfejs wejścia/wyjścia i zapisywane w tym samym pliku co sygnały pozycji stołu i ekranu otaczającego. Wideo-system śledzenia źrenicy wprowadza opóźnienie sygnałów ruchu oka wynoszące około 27 ms.

2. Kalibracja i pomiar ruchów gałek ocznych przy użyciu wideopupillometrii

System śledzenia wzroku rejestruje ruch źrenicy jako ruch translacyjny. Ruch translacyjny śledzonej źrenicy zawiera komponent translacyjny wynikający z różnicy osiowej między centrum rotacji oka a centrum anatomicznym oka (tj. centrum krzywizny rogówki) oraz komponent rotacyjny wynikający z obrotu kątowego gałki ocznej. Poprzez odjęcie referencyjnego CR od ruchu/pozycji źrenicy, z sygnału usuwany jest niepożądany komponent translacyjny, w wyniku czego otrzymujemy ruch translacyjny wynikający wyłącznie z rotacji gałki ocznej. Choć są one często bardzo małe, odejmowanie to eliminuje również przesunięcia między głową a kamerą. Pozostały izolowany ruch translacyjny jest przeliczany na obrót kątowy gałki ocznej za pomocą następującej metody kalibracji^8,12. Kalibrację tę przeprowadzono przed rozpoczęciem jakiegokolwiek eksperymentu z ruchami oczu.

1. Dostosuj położenie głowy myszy względem kamery w taki sposób, aby obraz wideo źrenicy znajdował się na środku monitora, a reprezentacja referencyjnego odblasku rogówki (CR) znajdowała się na pionowej osi środkowej oka, najlepiej bezpośrednio nad źrenicą. Zminimalizuj ruchy referencyjnego CR wynikające z kątowych obrotów kamery, co można osiągnąć poprzez umieszczenie centrum krzywizny rogówki na osi kamery/stołu.
2. Obracaj kamerę kilkakrotnie o +/- 10° (tj. 20 stopni szczyt-szczyt) wokół osi pionowej obrotowego stołu. Wykorzystaj pozycje śledzonej źrenicy (P) oraz referencyjnego CR zarejestrowane w skrajnych pozycjach obrotu kamery, aby obliczyć promień rotacji źrenicy (Rp; Rp = Δ/sin(20°); gdzie Δ=(CR-P), patrz Rysunek 3A).
3. Z uwagi na fakt, że wartość Rp zależy od wielkości źrenicy, konieczne jest wprowadzenie korekty wielkości źrenicy¹² (Rysunek 3B). Powtórz krok 2.2 wielokrotnie w różnych warunkach oświetlenia (tj. manipulując wielkością źrenicy; Rysunek 3C), aby określić zależność między wielkością źrenicy a Rp i sporządzić krzywą korekcji Rp (Rysunek 3D). Wartość Rp zależy również od pionowej pozycji oka. W przypadku, gdy eksperyment spowoduje pionowe ruchy oka, wysoce zalecana jest korekta kalibracji dla pionowych pozycji oka¹³.
4. Wyznacz pozycję kątową oka (E), mierząc pozycję referencyjnego CR, pozycję P oraz wielkość źrenicy. Pozycję referencyjnego CR odejmuje się od pozycji źrenicy, generując pozycję źrenicy wolną od translacji. Na podstawie pomiaru wielkości źrenicy można odczytać wartość Rp z krzywej korekcji Rp, a następnie obliczyć E, korzystając z następnego wzoru: E= arcsin {(Δ1)/Rp} (Rysunek 4A; gdzie Δ1=(P₂-P₁), a P₁ i P₂ są korygowane poprzez odjęcie referencyjnego CR).
5. Można teraz zastosować szeroki zakres obrotów stołu obrotowego i/lub otaczającego ekranu w celu stymulacji systemu okulomotorycznego. Aby przeprowadzić wideookulografię w ciemności, oko myszy musi zostać poddane wstępnej obróbce lekiem miotycznym, aby ograniczyć rozszerzenie źrenicy i umożliwić jej śledzenie w tych warunkach. W naszych eksperymentach stosujemy pilokarpinę (4%, Laboratories Chauvin, Francja), aby ograniczyć rozszerzenie źrenicy w ciemności.

3. Analiza danych

1. Pozycje oczu, pozycje stołu oraz pozycje ekranu otaczającego są przeliczane na pozycje kątowe (patrz Rysunek 4B oraz wzór w sekcji 2.4). Sygnały z oczu są korygowane o opóźnienie wynoszące 27 ms, wywołane przetwarzaniem obrazu w systemie śledzenia źrenic.
2. Pozycje kątowe oka, stołu i ekranu otaczającego są różniczkowane i filtrowane za pomocą filtru dolnoprzepustowego Butterwortha z częstotliwością odcięcia 20 Hz.
3. Sakkady są usuwane z sygnału prędkości oka przy zastosowaniu progu detekcji wynoszącego 40°/s. Dane są usuwane w przedziale od 20 ms przed do 80 ms po przekroczeniu progu detekcji.
4. Sygnały prędkości stołu, ekranu otaczającego i oka są uśredniane dla każdego pojedynczego cyklu w próbie (Rysunek 4C).
5. Uśrednione sygnały są dopasowywane do odpowiedniej funkcji. Zazwyczaj stosuje się sinusoidalną stymulację prędkości, a uśrednione cykle są dopasowywane do funkcji sinus lub cosinus (Rysunek 4C). Następnie wzmocnienie (gain) można obliczyć jako stosunek prędkości oka do prędkości bodźca, natomiast fazę jako różnicę (w stopniach) między prędkością oka a prędkością bodźca.

4. Reprezentatywne wyniki

Wideookulografii można używać do badania różnych form funkcji okulomotorycznych (np. odruchu optokinetycznego: OKR; odruchu przedsionkowo-ocznego: VOR; wizualnie wzmocnionego odruchu przedsionkowo-ocznego: VVOR), a także uczenia się motorycznego (adaptacja VOR; adaptacja OKR). OKR kompensuje zakłócenia o niskiej częstotliwości, wykorzystując sprzężenie zwrotne z obrazu. OKR można wywołać poprzez obracanie dobrze oświetlonego ekranu otaczającego (Movie 1). Obracanie ekranu otaczającego w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz z amplitudą 1,6° pokazuje, że system optokinetyczny jest bardziej efektywnym mechanizmem kompensacyjnym w zakresie niskich częstotliwości niż w zakresie wysokich częstotliwości (Figure 5A). VOR kompensuje szybkie ruchy głowy o wysokiej częstotliwości, wykorzystując sygnały z organów przedsionkowych. VOR można wywołać poprzez obracanie zwierzęcia (np. na stole obrotowym) w ciemności (Movie 2). Obracanie stołu obrotowego w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz z amplitudą 1,6° demonstruje, że system przedsionkowo-oczny jest bardziej efektywny w generowaniu kompensacyjnych ruchów gałek ocznych w zakresie wysokich częstotliwości niż w zakresie niskich częstotliwości (Figure 5A). Gdy system optokinetyczny i przedsionkowo-oczny działają wspólnie, obrazy mogą być stabilizowane na siatkówce w szerokim zakresie ruchów głowy. Obracanie stołu obrotowego w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz z amplitudą 1,6°, przy jednoczesnym dobrym oświetleniu ekranu otaczającego (Movie 3), pokazuje, jak oko generuje kompensacyjne ruchy o „wysokim wzmocnieniu” (high gain) w całym zakresie częstotliwości (Figure 5A). Wszystkie te wartości wzmocnienia i fazy są typowe dla myszy, choć zgłaszano różnice ze względu na płeć¹⁴ i szczep^15,16,17.

Niezależna kontrola nad obrotowym stołem i otaczającym ekranem umożliwia nam doprowadzenie do rozbieżności między informacjami wizualnymi a przedsionkowymi u myszy. Po długotrwałej i jednostajnej ekspozycji na niespójne informacje wizualne i przedsionkowe, VOR myszy ulegnie zmianie w celu zrekompensowania zmodyfikowanych bodźców wzrokowych (adaptacja VOR; Film 4). Obracanie stołu w przeciwfazie (tj. 180°) względem otaczającego ekranu (1 Hz, 1,6°) zwiększa wzmocnienie VOR (Rysunek 5B). Maksymalna zmiana wzmocnienia VOR, przy zastosowaniu paradygmatu uczenia się w jednej próbie, jest często osiągana po 30 minutach.

Rycina 1. Schematyczny rysunek unieruchamiacza głowy i ciała myszy. Ciało myszy jest unieruchomione za pomocą plastikowej rurki cylindrycznej o średnicy 35 mm. Głowa myszy jest immobilizowana poprzez połączenie cokołu myszy z żelaznym prętem za pomocą dwóch śrub. Żelazny pręt jest ustawiony pod kątem 30 stopni, aby zapewnić prawidłowe nachylenie głowy myszy podczas poruszania się. *, widok z góry na cokół zawierający dwie nakrętki.

Rycina 2. Schematyczny rysunek układu wideookulografii u myszy.

Rysunek 3. Kalibracja systemu wideozapisu do śledzenia źrenicy. A) Kamera jest obracana kilkukrotnie o +/- 10° (tj. 20 stopni od szczytu do szczytu) wokół osi pionowej obrotowego stołu. Śledzona źrenica (P) oraz referencyjne odbicie rogówkowe (CR), zarejestrowane w skrajnych pozycjach obrotu kamery, służą do obliczenia promienia rotacji źrenicy (Rp). B) Promień średnicy źrenicy zależy od wielkości źrenicy. C) Przykład pokazujący wpływ wielkości źrenicy na jej pozycję podczas procedury kalibracji (obie wartości zmierzone w pikselach (px)). D) Zależność między Rp a średnicą źrenicy zmierzoną u jednej myszy. Trzynaście różnych średnic źrenicy uzyskano poprzez zmianę intensywności światła otoczenia.

Rycina 4. Pomiar i analiza ruchów gałek ocznych za pomocą wideo-trackingu źrenic. A) Kątowa pozycja źrenicy jest obliczana na podstawie promienia źrenicy (Rp) oraz pozycji źrenicy (P; skorygowanej o pozycję CR). B) Przykład kompensacyjnego ruchu oka wywołanego stymulacją systemu przedsionkowego i wzrokowego (wzmocniony wzrokowo VOR). Stół obrotowy był obracany sinusoidalnie z częstotliwością 0.6 Hz i amplitudą 1.6°, podczas gdy otaczający ekran był dobrze oświetlony. C) Analizy rejestracji przedstawionej w B). Wykres przedstawia uśredczoną krzywą prędkości stołu obrotowego (niebieska) i źrenicy (czerwona). Uśrednione krzywe te zostały dopasowane do funkcji sinusoidalnej (czarna).

Rysunek 5. Wydajność i uczenie się układu okulomotorycznego zmierzone u jednej myszy C57Bl6. A) Ruchy gałek ocznych są generowane przez obroty otaczającego ekranu (odruch optokinetyczny: OKR, górne panele), przez obracanie myszy w ciemności (odruch przedsionkowo-oczny: VOR, środkowe panele) oraz przez obracanie myszy przy świetle (wizualnie wzmocniony odruch przedsionkowo-oczny: VVOR, dolny panel) z częstotliwościami od 0,2 do 1,0 Hz przy amplitudzie 1,6°. Wzmocnienie odruchu obliczono jako stosunek prędkości ruchu oka do prędkości bodźca (lewe panele), a fazę odruchu obliczono z różnicy faz między prędkością ruchu oka a prędkością bodźca ( prawe panele). B) Uczenie motoryczne osiągnięto poprzez adaptacyjne zwiększanie VOR przy użyciu paradygmatu treningu w przeciwfazie. Mysz poddano wizualno-przedsionkowemu paradygmatowi treningowemu, w którym obrót myszy odbywał się w przeciwfazie (180°) do obrotu otaczającego ekranu (oba obracały się z częstotliwością 1,0 Hz, 1,6°) przez czterdzieści minut. Co 10 minut testowano VOR (1,0 Hz, 1,6°). U tej myszy trening w przeciwfazie zwiększył wzmocnienie VOR.

Film 1. Animacja przedstawiająca paradygmat indukujący OKR u myszy Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 2. Animacja przedstawiająca paradygmat indukujący odruch przedsionkowo-oczny (VOR) u myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 3. Animacja przedstawiająca paradygmat indukujący VVOR u myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 4. Animacja przedstawiająca paradygmat treningu wizuowestykularnego w przeciwfazie, który indukuje adaptację VOR (wzrost) u myszy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić film.

Dyskusja

Aby uzyskać wysokiej jakości wideozapisy ruchów gałek ocznych u myszy, konieczne jest spełnienie kilku wymagań. Procedurę kalibracji należy przeprowadzić w wyżej wspomniany, zestandaryzowany sposób. Na przykład kalibracja poza centrum, gdy źrenica nie znajduje się na pionowej linii środkowej względem referencyjnego CR podczas procedury kalibracji, doprowadzi do niedoszacowania RP, a w konsekwencji do przeszacowania ruchu gałki ocznej. Ponadto zalecamy zintegrowanie metody korekcji wielkości źrenicy z procedurą kalibracji¹², ponieważ próby wykazujące bardzo stabilną wielkość źrenicy są niezwykle rzadkie. Nawet niewielki stresor podczas próby może już znacząco zmienić średnicę źrenicy.

Podczas projektowania eksperymentu dotyczącego ruchów gałek ocznych należy wziąć pod uwagę lub kontrolować następujące czynniki, ponieważ wiadomo, że wpływają one na reakcję ruchową oka: wiek^13,18, płeć¹⁴ oraz szczep^15,16,19. Ponadto zwierzę eksperymentalne powinno posiadać pigmentowane tęczówki, ponieważ detekcja i śledzenie źrenicy są niemożliwe, gdy kontrast między źrenicą a tęczówką jest zbyt niski, jak ma to miejsce u myszy BALB/c. Zwierzęta wyjątkowo zdenerwowane lub lękliwe muszą zostać przeszkolone przed eksperymentem, aby przyzwyczaić się do układu doświadczalnego i warunków unieruchomienia. Taka procedura obchodzenia się ze zwierzętami skutkuje rzadszym całkowitym lub częściowym zamykaniem oczu i zapobiega wydzielaniu płynów z oczu podczas eksperymentu, co w konsekwencji pozwala na lepsze śledzenie źrenicy.

Wreszcie, pozyskiwanie i analiza danych wymagają od dwóch do trzech godzin na zwierzę. W związku z tym rejestracja ruchów gałek ocznych prawdopodobnie pozostanie procedurą specyficzną, stosowaną u wybranych myszy, i nie nadaje się do roli testu przesiewowego o wysokiej przepustowości.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Izofluran	Rhodia Organique Fine LTD
Mata grzewcza	FHC	40-90-8
Duratears	Alcon
Żel z kwasem fosforowym	Kerr	31297
Optibond prime	Kerr	35369
Adhezyw Optibond	Kerr	35369
Kompozyt Charisma	Heraeus Kulzer
Lampa polimeryzacyjna Maxima 480	Henry Schein
Silnik z serwosterowaniem AC	Harmonic drive AG
Ekran cylindryczny
Lampa halogenowa (20 W)	RS components
Potencjometry (precyzyjne)	Bourns inc.	6574
Power 1401 (interfejs I/O)	CED limited
Komputery	Dell
Emitery podczerwieni	RS components	195-451
ETL-200	ISCAN
Obiektyw z zoomem (zoom 6000)	Navitar inc.
Azotan pilokarpyny (minims)	Laboratoire Chauvin