Artykuł metodologiczny

Wideookulografia u myszy

DOI:

10.3791/3971

⸱

19 lipca 2012

 , 
1Department of Neuroscience, Erasmus MC, Rotterdam, The Netherlands, 2Department of Neuroscience, Royal Dutch Academy of Arts & Sciences (KNAW)

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wideookulografia to bardzo ilościowa metoda badania sprawności motorycznej oka, jak również uczenia się. Tutaj opisujemy, jak mierzyć wideookulografię u myszy. Zastosowanie tej techniki na normalnych, farmakologicznie leczonych lub genetycznie zmodyfikowanych myszach jest potężnym narzędziem badawczym do zbadania fizjologii leżącej u podstaw zachowań motorycznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ruchy gałek ocznych są bardzo ważne, aby śledzić obiekt lub ustabilizować obraz na siatkówce podczas ruchu. Zwierzęta bez dołka centralnego, takie jak mysz, mają ograniczoną zdolność do skupiania wzroku na celu. W przeciwieństwie do tych ukierunkowanych na cel ruchów gałek ocznych, kompensacyjne ruchy gałek ocznych są łatwo wywoływane u zwierząt z afoveate1,2,3,4. Kompensacyjne ruchy gałek ocznych są generowane przez przetwarzanie informacji przedsionkowych i optokinetycznych w sygnał poleceń, który będzie napędzał mięśnie oka. Przetwarzanie informacji przedsionkowej i optokinetycznej może być badane oddzielnie i razem, co pozwala na określenie deficytu w układzie okoruchowym. Układ okoruchowy można badać poprzez wywołanie odruchu optokinetycznego (OKR), odruchu przedsionkowo-ocznego (VOR) lub wizualnie wzmocnionego odruchu przedsionkowo-ocznego (VVOR). OKR to ruch odruchowy, który kompensuje ruchy obrazu "pełnego pola" na siatkówce, podczas gdy VOR to odruchowy ruch gałek ocznych, który kompensuje ruchy głowy. VVOR to odruchowy ruch gałek ocznych, który wykorzystuje zarówno informacje przedsionkowe, jak i optokinetyczne w celu dokonania odpowiedniej kompensacji. Móżdżek monitoruje i jest w stanie dostosować te kompensacyjne ruchy gałek ocznych. Dlatego okulografia jest bardzo potężnym narzędziem do badania relacji między mózgiem a zachowaniem zarówno w warunkach normalnych, jak i patologicznych (np. pochodzenia przedsionkowego, ocznego i/lub móżdżkowego).

Testowanie układu okoruchowego, jako paradygmatu behawioralnego, jest interesujące z kilku powodów. Po pierwsze, układ okoruchowy jest dobrze poznanym układem nerwowym5. Po drugie, układ okoruchowy jest względnie prosty6; Ilość możliwych ruchów gałek ocznych jest ograniczona przez architekturę "kuli w panewce" ("pojedynczy staw") i trzy pary mięśni zewnątrzgałkowych7. Po trzecie, wyniki behawioralne i bodźce sensoryczne mogą być łatwo zmierzone, co sprawia, że jest to wysoce dostępny system do analizy ilościowej8. Wielu testom behawioralnym brakuje tego wysokiego poziomu mocy ilościowej. I wreszcie, można badać zarówno sprawność, jak i plastyczność układu okoruchowego, co pozwala na badania nad procesami uczenia się i zapamiętywania9.

Genetycznie modyfikowane myszy są obecnie powszechnie dostępne i stanowią ważne źródło do badania funkcji mózgu na różnych poziomach10. Ponadto mogą być używane jako modele do naśladowania chorób ludzkich. Zastosowanie okulografii na normalnych, farmakologicznie leczonych lub genetycznie zmodyfikowanych myszach jest potężnym narzędziem badawczym do zbadania fizjologii zachowań motorycznych w normalnych i patologicznych warunkach. Tutaj opisujemy, jak mierzyć wideookulografię u myszy8.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie

Następujące eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z Komitetem Etycznym Ducha ds. Eksperymentów na Zwierzętach.

  1. Przygotowanie myszy do wideookulografii. Aby zmierzyć ruchy gałek ocznych myszy, głowa myszy musi być unieruchomiona. Dlatego na czaszce myszy wykonuje się konstrukcję postumentu (ryc. 1).
    1. Znieczulić mysz mieszaniną izofluranu (izofluran 1-1,5%; Rhodia Organique Fine LtD, Francja) i tlen w komorze gazowej. Nadmiar gazu jest usuwany. Utrzymuj znieczulenie przez stożek nosowy. Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi.
    2. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą termosensora analnego i poduszki grzewczej (FHC, Bowdoinham, ME).
    3. Chroń oczy, zakrywając je maścią do oczu (duratears, Alcon, Belgia). Ogolić futro grzbietowej czaszki i oczyść obszar chirurgiczny za pomocą rotacji peelingu i roztworu betadyny lub chlorheksydyny.
    4. Wykonaj środkowe nacięcie liniowe, aby odsłonić grzbietową powierzchnię czaszki. Spraw, aby powierzchnia była czysta i sucha.
    5. Nałóż kroplę kwasu fosforowego (wytrawiacz w żelu kwasu fosforowego 37,5%; Kerr, CA) na grzbietowej powierzchni czaszki czaszki od bregmy do lambdy. Usuń wytrawiacz po 15 sekundach i oczyść powierzchnię czaszki solą fizjologiczną i ponownie wysusz.
    6. Nałóż na tę wytrawioną powierzchnię czaszki kroplę OptiBond prime (Kerr, CA) i susz na powietrzu przez 30 sekund.
    7. Umieść kroplę kleju OptiBond (Kerr, CA) na wierzchu gruntu OptiBond i utwardzaj światłem przez 1 minutę (jednostka do utwardzania światłem widzialnym Maxima 480; Henry Schein, Stany Zjednoczone).
    8. Warstwę kleju pokryć cienką warstwą kompozytu Charisma (Heraeus Kulzer, Niemcy). Osadź dwie połączone nakrętki (średnica: 3 mm) w kompozycie. Następnie utwardź kompozyt światłem. W razie potrzeby należy nałożyć dodatkowe warstwy kompozytu i utwardzić je światłem.
    9. Podawać buprenorfinę (0,015 mg/kg mc. s.c.) w leczeniu przeciwbólowym pooperacyjnym. Zwierzę powinno stanąć na nogi w ciągu około 5 minut. Pozwól myszy dojść do siebie w klatce domowej w temperaturze pokojowej przez co najmniej 3 dni po zabiegu.
  2. Konfiguracja wideookulograficznej dla myszy (ryc. 2).
    1. Umieść mysz w ograniczniku i przymocuj jego głowę do ogranicznika za pomocą dwóch (Rysunek 1). Mysz nie musi być znieczulona do tej procedury. Czas krępowania nie powinien przekraczać 1 godziny dziennie.
    2. Zamontuj ogranicznik głowy i ciała myszy na platformie X-Y, która z kolei jest zamontowana na gramofonie (średnica: 60 cm). Za pomocą platformy X-Y głowicę myszy można umieścić nad środkiem gramofonu. Mysz można przesuwać po osiach pochylenia, odchylenia i przechyłu. Głowa myszy jest umieszczana pod odpowiednim kątem pochylenia, odchylenia i przechylenia poprzez wyrównanie oka za pomocą wizualnego obrazu oka generowanego przez system ISCAN. Alternatywnie konstrukcję postumentu można umieścić na główce myszy w ramie stereotaktycznej11.
    3. Gramofon jest podłączony do silnika sterowanego serwomechanizmem prądu przemiennego (Harmonic drive AG, Holandia), a położenie gramofonu jest monitorowane przez potencjometr (Bourns inc., CA) przymocowany do osi gramofonu.
    4. Cylindryczny ekran otaczający (średnica: 63 cm; wysokość: 35 cm) z losowym kropkowanym wzorem (każdy element 2°) pokrywa gramofon; bęben ten jest również wyposażony w silnik AC sterowany serwomechanizmem (Harmonic drive AG, Holandia). Położenie cylindrycznego ekranu jest monitorowane przez potencjometr (Bourns inc., CA) przymocowany do jego osi, a ekran może być oświetlony światłem halogenowym (20 Watt). Zarówno otaczający ekran, jak i gramofon są napędzane niezależnie.
    5. Ruch gramofonu i otaczającego go ekranu jest kontrolowany przez komputer podłączony do interfejsu I/O (CED limited, Cambridge, Wielka Brytania). Sygnały położenia stołu i otaczającego ekranu są filtrowane (częstotliwość odcięcia: 20 Hz), digitalizowane przez interfejs I/O i przechowywane na tym komputerze.
    6. Oko myszy jest oświetlane przez trzy emitery podczerwieni (600 mW, kąt dyspersji: 7°, szczytowa długość fali: 880 nm, komponenty RS, Holandia). Dwa emitery podczerwieni są przymocowane do gramofonu, a trzeci emiter jest przymocowany do kamery. Ten trzeci emiter wytwarza referencyjne odbicie rogówki (CR), które jest wykorzystywane podczas procedury kalibracji i podczas rejestracji ruchów gałek ocznych.
    7. Kamera CCD na podczerwień wyposażona w obiektyw zmiennoogniskowy (Zoom 6000, Navitar inc., NY) jest przymocowana do gramofonu i skupia się na głowicy myszy znajdującej się pośrodku gramofonu. Kamerę można odblokować i odchylić wokół osi gramofonu dokładnie o 20° podczas procedury kalibracji.
    8. Sygnał wideo jest przetwarzany przez system śledzenia ruchu gałek ocznych (ETL-200, ISCAN, Burlington, MA). System ISCAN wykorzystuje algorytm do śledzenia środków źrenicy i referencyjnego CR. System może śledzić źrenicę i odniesienie CR w kierunku poziomym i pionowym z częstotliwością próbkowania 120 Hz.
    9. Sygnały referencyjnej pozycji CR, pozycji źrenicy i rozmiaru źrenicy są digitalizowane przez interfejs I/O i przechowywane w tym samym pliku, co sygnały pozycji stołu i otaczającego ekranu. System wideośledzenia źrenic indukuje opóźnienie sygnałów ruchu gałek ocznych o około 27 ms.

2. Kalibracja i pomiar ruchów gałek ocznych za pomocą wideo śledzenia źrenic

System śledzenia ruchu gałek ocznych rejestruje ruch źrenicy jako ruch translacyjny. Ruch translacyjny śledzonej źrenicy zawiera składową translacyjną wynikającą z różnicy osiowej między środkiem obrotu oka a środkiem anatomicznym oka (tj. środkiem krzywizny rogówki) oraz składową rotacyjną wynikającą z rotacji kątowej gałki ocznej. Odejmując odniesienie CR od ruchu/położenia źrenicy, niepożądana składowa translacyjna jest eliminowana z sygnału, co skutkuje ruchem translacyjnym, który jest spowodowany tylko rotacją gałki ocznej. Chociaż często są one bardzo małe, to odejmowanie eliminuje również translacje między głowicą a aparatem. Szczątkowy izolowany ruch translacyjny przekształca się w obrót kątowy gałki ocznej za pomocą następującej metody kalibracji8,12. Ta kalibracja została przeprowadzona przed jakimkolwiek eksperymentem z ruchami gałek ocznych.

  1. Dostosuj pozycję głowicy myszy do kamery w taki sposób, aby obraz wideo źrenicy znajdował się na środku monitora, a reprezentacja odniesienia CR znajdowała się na pionowej linii środkowej oka, najlepiej bezpośrednio nad źrenicą. Zminimalizuj ruchy referencyjnego CR ze względu na kątowe obroty kamery, które można osiągnąć, umieszczając środek krzywizny rogówki nad osią kamery/stołu.
  2. Obróć kamerę kilka razy o +/- 10° (tj. 20 stopni od szczytu do szczytu) wokół osi pionowej gramofonu. Do obliczenia promienia obrotu źrenicy (Rp) należy wykorzystać pozycje śledzonej źrenicy (P) i referencyjnego CR zapisanego w skrajnych położeniach obrotu kamery. Rp = Δ/sin(20°); gdzie Δ=(CR-P), patrz rysunek 3A).
  3. Ze względu na fakt, że wartość Rp zależy od wielkości źrenicy, należy wprowadzić korektę rozmiaru źrenicy12 (rysunek 3B). Powtórz krok 2.2 wiele razy w różnych warunkach oświetlenia (np. manipulując rozmiarem źrenicy; Rysunek 3C) w celu określenia zależności wielkość źrenicy - Rp i skomponowania krzywej korekcyjnej Rp (Rysunek 3D). Wartość Rp zależy również od pionowej pozycji oka. Jeśli eksperyment spowoduje pionowe ruchy gałek ocznych, wysoce zalecana jest korekta kalibracji dla pionowych pozycji oczu13.
  4. Określ położenie kątowe oka (E), mierząc referencyjne położenie CR, położenie P i rozmiar źrenicy. Referencyjna pozycja CR jest odejmowana od pozycji źrenicy, tworząc translacyjną pozycję źrenicy swobodnej. Mierząc rozmiar źrenicy, wartość Rp można uzyskać z krzywej korekcyjnej Rp, a E można obliczyć za pomocą następującego wzoru: E = łuki w {(Δ1)/Rp} (Rysunek 4A; gdzie Δ1=(P2-P 1), a P1 i P2 są korygowane przez odjęcie odniesienia CR).
  5. Duży repertuar obrotów gramofonu i/lub otaczającego go ekranu może być teraz wykorzystany do stymulacji układu okoruchowego. Aby wykonać wideookuografię w ciemności, oko myszy musi być wstępnie potraktowane lekiem miotycznym, aby ograniczyć rozszerzenie źrenicy i umożliwić śledzenie źrenicy w takich okolicznościach. W naszych eksperymentach stosujemy pilokarpinę (4%, Laboratories Chauvin, Francja) w celu ograniczenia rozszerzenia źrenic w ciemności.

3. Analiza danych

  1. Pozycje oczu, pozycje stołu i pozycje otaczającego ekranu są przekształcane w pozycje kątowe (patrz rysunek 4B i wzór w 2.4). Sygnały gałek ocznych są korygowane pod kątem ich opóźnienia wynoszącego 27 ms wywołanego przetwarzaniem obrazowym systemu śledzenia źrenic.
  2. Pozycje kątowe oka, stołu i otaczającego ekranu są różnicowane i filtrowane za pomocą filtra dolnoprzepustowego Butterwortha przy użyciu częstotliwości odcięcia 20 Hz.
  3. Sakkady są usuwane z sygnału prędkości oka za pomocą progu detekcji 40°/s. Dane są usuwane od 20 ms przed i do 80 ms po przekroczeniu progu wykrywalności.
  4. Sygnały z tabeli, otaczającego ekranu i prędkości oka są uśredniane przy użyciu każdego pojedynczego cyklu na szlaku (rysunek 4C).
  5. Uśrednione sygnały są wyposażone w odpowiednią funkcję. Ogólnie rzecz biorąc, stosuje się sinusoidalną stymulację prędkości, a uśrednione cykle są wyposażone w funkcję zatokową lub kosinusową (ryc. 4C). Następnie wzmocnienie można obliczyć jako stosunek prędkości oka do prędkości bodźca, podczas gdy fazę można obliczyć jako różnicę (w stopniach) między prędkością oka a prędkością bodźca.

4. Reprezentatywne wyniki

Wideo-okulografia może być używana do badania różnych form sprawności okoruchowej (np. odruch optokinetyczny OKR; odruch przedsionkowo-oczny: VOR; wizualnie wzmocniony odruch przedsionkowo-oczny: VVOR), jak również do uczenia się motorycznego (adaptacja VOR; Adaptacja OKR). OKR kompensuje zakłócenia o niskiej częstotliwości za pomocą wizualnej informacji zwrotnej. OKR można wywołać, obracając dobrze oświetlony ekran otaczający (film 1). Obracanie otaczającego ekranu w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz o amplitudzie 1,6° pokazuje, że system optokinetyczny jest bardziej wydajnym mechanizmem kompensacyjnym w zakresie niskich częstotliwości niż w zakresie wysokich częstotliwości (rysunek 5A). VOR kompensuje ruchy głowy o wysokiej częstotliwości za pomocą sygnałów z narządów przedsionkowych. VOR można wywołać poprzez obracanie zwierzęcia (np. gramofonu) w ciemności (film 2). Obracanie gramofonu w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz o amplitudzie 1,6° pokazuje, że układ przedsionkowo-gałkowy jest bardziej wydajny w generowaniu kompensacyjnych ruchów gałek ocznych w zakresie wysokich częstotliwości niż w zakresie niskich częstotliwości (rysunek 5A). Gdy układ optokinetyczny i przedsionkowo-oczny działają wspólnie, obrazy mogą być stabilizowane na siatkówce w szerokim zakresie ruchów głowy. Obracanie gramofonu w zakresie częstotliwości 0,2 -1,0 Hz o amplitudzie 1,6°, podczas gdy otaczający go ekran jest dobrze oświetlony (film 3), pokazuje, jak oko generuje ruchy kompensujące "wysokie wzmocnienie" w całym zakresie częstotliwości (rysunek 5A). Wszystkie te wartości przyrostu i fazy są typowe dla myszy, chociaż odnotowano różnice między płcią14 a szczepem15,16,17.

Niezależna kontrola nad gramofonem i otaczającym go ekranem pozwala nam skonfrontować myszy z niezgodnością między informacjami wizualnymi a przedsionkowymi. Po długotrwałej i jednolitej ekspozycji na niedopasowane informacje wizualne i przedsionkowe, VOR myszy zmieni się, aby skompensować zmienione bodźce wzrokowe (adaptacja VOR; Film 4). Obracanie gramofonu w przesunięciu w fazie (tj. o 180°) z otaczającym go ekranem (1 Hz, 1,6°) zwiększa wzmocnienie VOR (ilustracja 5B). Maksymalna zmiana wzmocnienia VOR, przy zastosowaniu jednopróbnego paradygmatu uczenia się, jest często osiągana po 30 minutach.

figure-protocol-1
Rysunek 1. Schematyczny rysunek ogranicznika głowy i ciała myszy. Korpus myszy jest unieruchomiony za pomocą plastikowej cylindrycznej rurki o średnicy 35 mm. Głowa myszy jest unieruchomiona poprzez połączenie cokołu myszy z żelaznym prętem za pomocą dwóch. Żelazny pręt tworzy kąt 30 stopni, aby ustawić głowę myszy w normalnym nachyleniu podczas poruszania się. *, widok z góry na postument zawierający dwie nakrętki.

figure-protocol-2
Rysunek 2. Schematyczny rysunek konfiguracji wideookulograficznej myszy.

figure-protocol-3
Rysunek 3. Kalibracja systemu wideośledzenia źrenic. A) Kamera jest kilkakrotnie obracana o +/- 10° (tj. 20 stopni od szczytu do szczytu) wokół osi pionowej gramofonu. Śledzona źrenica (P) i referencyjne odbicie rogówki (CR) zarejestrowane w skrajnych pozycjach obrotu kamery są wykorzystywane do obliczenia promienia obrotu źrenicy (Rp). B) Promień średnicy źrenicy zależy od wielkości źrenicy. C) Przykład przedstawiający wpływ wielkości źrenicy na położenie źrenicy podczas procedury kalibracji (oba mierzone w pikselach (px)). D) Zależność między Rp a średnicą źrenicy mierzoną w jednej myszy. Trzynaście różnych średnic źrenic zostało osiągniętych poprzez zmianę intensywności otaczającego światła.

figure-protocol-4
Rysunek 4. Pomiar i analiza ruchów gałek ocznych za pomocą wideośledzenia źrenic. A) Położenie kątowe źrenicy oblicza się na podstawie promienia źrenicy (Rp) i położenia źrenicy (P; skorygowane o położenie CR). B) Przykład kompensacyjnego ruchu gałek ocznych wywołanego stymulacją układu przedsionkowego i wzrokowego (visual enhanced VOR). Gramofon obracał się sinusoidalnie z częstotliwością 0,6 Hz o amplitudzie 1,6°, natomiast otaczający go ekran był dobrze oświetlony. C) Analizy nagrania pokazanego w B). Wykres przedstawia uśredniony ślad prędkości gramofonu (niebieski) i źrenicy (czerwony). Te uśrednione ślady zostały wyposażone w funkcję sinusoidalną (czarną).

figure-protocol-5
Rysunek 5. Wydajność i uczenie się układu okoruchowego mierzone na jednej myszy C57Bl6. A) Ruchy gałek ocznych są generowane przez obroty otaczającego ekranu (odruch optokinekinetyczny: OKR, panele górne), przez obracanie myszy w ciemności (odruch przedsionkowo-oczny: VOR, panele środkowe) oraz przez obracanie myszy w świetle (wizualnie wzmocniony odruch przedsionkowo-oczny: VVOR, panel dolny) o częstotliwościach od 0,2 do 1,0 Hz przy amplitudzie 1,6°. Wzmocnienie odruchu obliczono jako stosunek prędkości oka do prędkości bodźca (lewe panele), a fazę odruchu obliczono na podstawie różnicy faz między prędkością oka a prędkością bodźca (prawe panele). B) Uczenie się motoryczne zostało osiągnięte poprzez adaptacyjne zwiększanie VOR przy użyciu paradygmatu treningu poza fazą. Mysz została poddana paradygmatowi treningu wzrokowo-przedsionkowego, w którym obrót myszy był przesunięty w fazie (180°) z obrotem otaczającego ekranu (oba obracały się z częstotliwością 1,0 Hz, 1,6°) przez czterdzieści minut. Co 10 minut testowano VOR (1,0 Hz, 1,6°). W tej myszy trening poza fazą zwiększył przyrost VOR.

Film 1. Animacja pokazująca paradygmat indukujący OKR u myszy Kliknij tutaj, aby wyświetlić film.

Film 2. Animacja pokazująca paradygmat, który indukuje VOR u myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 3. Animacja pokazująca paradygmat, który indukuje VVOR u myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Film 4. Animacja przedstawiająca paradygmat treningu wzrokowo-przedsionkowego poza fazą, który indukuje adaptację (wzrost) VOR u myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć film.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby uzyskać wysokiej jakości nagrania wideo ruchów gałek ocznych u myszy, konieczne jest spełnienie kilku wymagań. Procedurę kalibracji należy przeprowadzić w wyżej wymienionej znormalizowanej materii. Na przykład kalibracja poza środkiem, gdy źrenica nie znajduje się na pionowej linii środkowej z odniesieniem CR podczas procedury kalibracji, spowoduje niedoszacowanie RP, a w konsekwencji przeszacowanie ruchu gałek ocznych. Ponadto zalecamy włączenie metody korekcji wielkości źrenicy do procedury kalibracji12, ponieważ próby, które wykazują bardzo stabilny rozmiar źrenicy, są bardzo rzadkie. Nawet niewielki stresor podczas próby może już znacznie zmienić średnicę źrenicy.

Podczas projektowania eksperymentu z ruchami gałek ocznych należy wziąć pod uwagę lub kontrolować następujące czynniki, ponieważ wiadomo, że wpływają one na reakcję ruchu gałek ocznych: wiek13,18, płeć14 i szczep15,16,19. Co więcej, zwierzę doświadczalne powinno mieć pigmentowane tęczówki, ponieważ wykrycie i śledzenie źrenicy jest niemożliwe, gdy kontrast między źrenicą a tęczówką jest zbyt niski, jak u myszy BALB/c. Skrajnie nerwowe lub niespokojne zwierzęta muszą zostać przeszkolone przed eksperymentem, aby przyzwyczaiły się do warunków doświadczalnych i warunków ograniczenia. Ta procedura obchodzenia się ze zwierzętami skutkuje mniejszym lub częściowym zamknięciem oczu i zapobiega wytwarzaniu się płynów ocznych podczas eksperymentu, a w konsekwencji uzyskuje się lepsze śledzenie źrenic.

Wreszcie, pozyskanie i przeanalizowanie danych wymaga od dwóch do trzech godzin na zwierzę. W związku z tym zapisy ruchów gałek ocznych prawdopodobnie pozostaną specyficzną procedurą stosowaną u wybranych myszy i nie nadają się jako wysokoprzepustowy test przesiewowy.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uprzejmie dziękujemy Holenderskiej Organizacji Badań i Rozwoju Zdrowia (M.D.J, C.D.Z), Holenderskiej Organizacji Badań Naukowych (C.D.Z), NeuroBasic (C.D.Z), Prinses Beatrix Fonds (C.D.Z), Sensopacowi (C.D.Z), C7 (C.D.Z) oraz programowi CEREBNET (C.D.Z) Wspólnoty Europejskiej za wsparcie finansowe.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
IsofluranRhodia Organique Fine LTD
Poduszka grzewczaFHC40-90-8
DuratearsAlcon
Żel kwasu fosforowegoKerr31297
Optibond primeKerr35369
Kompozyt CharismaHeraeus Kulzer
Maxima 480Henry Schein
Silnik sterowany serwomechanizmem prądu przemiennegoNapęd harmoniczny AG
Ekran
Światło halogenowe (20 W)Komponenty
Potencjometry (precyzyjne)Bourns inc.6574
Power 1401 (interfejs I/O)CED limited
KomputeryDell
Emitery podczerwieniKomponenty RS195-451
ETL-200ISCAN
Obiektyw zmiennoogniskowy (zoom 6000)Navitar inc.
Azotan pilokarpinpinanu (minim)Laboratoire Chauvin
Klej Optibond Kerr 35369 Jednostka utwardzania światła cylindrycznyRS

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Collewijn, H. Optokinetic and vestibulo-ocular reflexes in dark-reared rabbits. Exp. Brain Res. 27, 287(1977).
  2. Collewijn, H. E. ye- and head movements in freely moving rabbits. J. Physiol. 266, 471(1977).
  3. Collewijn, H. The oculomotor system of the rabbit and its plasticity. , 1st edition, Springer-Verlag. Berlin. (1981).
  4. Fuller, J. H. Linkage of eye and head movements in the alert rabbit. Brain Res. 194, 219(1980).
  5. Buttner-Ennever, J. A., Horn, A. K. Anatomical substrates of oculomotor control. Curr. Opin. Neurobiol. 7, 872(1997).
  6. Robinson, D. A. The use of control systems analysis in the neurophysiology of eye movements. Annu. Rev. Neurosci. 4, 463(1981).
  7. Robinson, D. A. The purpose of eye movements. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 17, 835(1978).
  8. Stahl, J. S., van Alphen, A. M., De Zeeuw, C. I. A comparison of video and magnetic search coil recordings of mouse eye movements. J. Neurosci. Methods. 99, 101(2000).
  9. De Zeeuw, C. I. Expression of a protein kinase C inhibitor in Purkinje cells blocks cerebellar LTD and adaptation of the vestibulo-ocular reflex. Neuron. 20, 495(1998).
  10. Picciotto, M. R., Wickman, K. Using knockout and transgenic mice to study neurophysiology and behavior. Physiol. Rev. 78, 1131(1998).
  11. Oommen, B. S., Stahl, J. S. Eye orientation during static tilts and its relationship to spontaneous head pitch in the laboratory mouse. Brain. Res. 1193, 57(2008).
  12. Stahl, J. S. Calcium Channelopathy Mutants and Their Role in Ocular Motor. Research. Ann. N.Y. Acad. Sci. 956, 64(2002).
  13. Stahl, J. S. Eye movements of the murine P/Q calcium channel mutant tottering, and the impact of aging. J. Neurophysiol. 95, 1588(2006).
  14. Andreescu, C. E. Estradiol improves cerebellar memory formation by activating estrogen receptor beta. Journal of Neuroscience. 27, 10832(2007).
  15. Katoh, A., Kitazawa, H., Itohara, S., Nagao, S. Dynamic characteristics and adaptability of mouse vestibulo-ocular and optokinetic response eye movements and the role of the flocculo-olivary system revealed by chemical lesions. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 7705(1998).
  16. Stahl, J. S. Using eye movements to assess brain function in mice. Vision Res. 44, 3401(2004).
  17. Koekkoek, S. K. Gain adaptation and phase dynamics of compensatory eye movements in mice. Genes Funct. 1, 175(1997).
  18. Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms. Vision Res. 44, 3419(2004).
  19. Koekkoek, S. K. Gain adaptation and phase dynamics of compensatory eye movements in mice. Genes Funct. 1, 175(1997).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Video OculographyMouse Eye TrackingOptokinetic ReflexVestibulo ocular RefrVisually Enhanced VORHead ImmobilizationPupil Tracking SystemInfrared CCD CameraButterworth Lowpass FilterAngular Position Analysis

Powiązane artykuły