Przedstawiamy protokół, w którym podanie genotoksycznego czynnika azoksymetanu (AOM), a następnie trzy cykle podania prozapalnego dekstranu siarczanu sodu (DSS), pozwala na szybkie i powtarzalne wywołanie guzów okrężnicy u myszy, wykazujących podobieństwa morfologiczne i molekularne do nowotworów związanych z zapaleniem jelita grubego u ludzi.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Modelowanie raka związanego z zapaleniem jelita grubego z wykorzystaniem azoksymetanu (AOM) i dekstranu siarczanowego sodu (DSS)
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Osoby z nieswoistymi zapaleniami jelit (IBD), takimi jak choroba Leśniowskiego-Crohna (CD) lub wrzodziejące zapalenie jelita grubego (UC), są bardziej narażone na rozwój raka jelita grubego (CRC) niż osoby zdrowe. Ryzyko to jest proporcjonalne do czasu trwania i zasięgu choroby, a skumulowana zapadalność może sięgać 30% u osób z wieloletnim UC z rozległym zajęciem okrężnicy.1 Przyjmuje się, że dysplazja okrężnicy w IBD oraz rak związany z zapaleniem jelita grubego (CAC) rozwijają się w wyniku powtarzających się cykli uszkadzania i naprawy komórek nabłonkowych, podczas gdy komórki te są wystawione na działanie przewlekłego środowiska cytokin zapalnych.2 Choć nowotwory spontaniczne i związane z zapaleniem jelita grubego mają wspólną cechę w postaci bycia gruczolakorakami, uważa się, że sekwencja leżących u ich podstaw zdarzeń molekularnych jest inna.3 Ta różnica uzasadnia potrzebę stosowania specyficznych modeli zwierzęcych CAC.
Obecnie istnieje kilka modeli mysich do badania CAC. Dekstran siarczan sodu (DSS), związek o bezpośrednim działaniu toksycznym na nabłonek okrężnicy, może być podawany myszom w wodzie pitnej w wielu cyklach w celu wywołania stanu przewlekłego zapalenia. Przy odpowiednio długim czasie trwania u niektórych z tych myszy rozwijają się guzy.4 Rozwój guzów w tym modelu jest przyspieszony, jeśli substancja jest podawana w warunkach prokarcynogennych. Obejmują one myszy z mutacjami genetycznymi w szlakach tumorigenzy (APC, p53, Msh2), a także myszy poddane wcześniejszemu leczeniu czynnikami genotoksycznymi (azoksymetan [AOM], 1,2-dimetylohydrazyna [DMH]).5
Połączenie DSS z AOM jako model raka jelita grubego związanego z zapaleniem jelit zyskało popularność ze względu na swoją powtarzalność, skuteczność, niską cenę i łatwość zastosowania. Chociaż oba związki mają wspólny mechanizm działania, stwierdzono, że AOM jest bardziej aktywny i stabilny w roztworze niż DMH. Podczas gdy rozwój guzów w innych modelach zazwyczaj wymaga kilku miesięcy, u myszy poddanych iniekcji AOM, a następnie traktowanych DSS, odpowiednie guzy rozwijają się już w ciągu 7–10 tygodni.6, 7 Ponadto AOM i DSS można podawać myszom o dowolnym podłożu genetycznym (knock out, transgeniczne itp.) bez konieczności krzyżowania ze specyficzną linią nowotworową. W niniejszej pracy prezentujemy protokół indukowania nowotworzenia w okrężnicy wywołanego zapaleniem u myszy, wykorzystujący pojedynczą iniekcję AOM, po której następują trzy siedmiodniowe cykle podawania DSS w okresie 10 tygodni. Model ten indukuje guzy z zmianami histologicznymi i molekularnymi ściśle przypominającymi te występujące w ludzkim CAC, stanowiąc tym samym niezwykle wartościowy model do badania onkogenezy i chemoprewencji w tej chorobie.8
Protokół
1. Indukcja raka związanego z zapaleniem jelita grubego
- Osobno przygotować klatki z myszami w wieku 6–8 tygodni, o tej samej płci i wieku, do wykorzystania w grupach eksperymentalnej i kontrolnej. Myszy można oznakować indywidualnie za pomocą markerów na ogonie lub nacięć ucha.
- W dniu 0. należy zapisać masę ciała wyjściową i wstrzyknąć każdej myszy dojamowo (IP) 10 mg/kg roztworu roboczego AOM (1 mg/ml w soli fizjologicznej, rozcieńczonego z roztworu stokowego 10 mg/ml w dH2O przechowywanego w temperaturze -20 deg C). W zależności od doświadczenia dawkę tę można dostosować w zakresie 7–14 mg/kg i/lub powtórzyć na wczesnym etapie eksperymentu.
Uwaga: AOM jest lotną substancją genotoksyczną i należy z nią obchodzić się ostrożnie zgodnie z dołączoną kartą charakterystyki substancji (MSDS). Roztwory należy przygotowywać w dygestorium, przechowywać w lodzie i utylizować zgodnie z protokołami obowiązującymi w danej instytucji.
- Przygotować 2,5% (2,5 g/100 ml) roztwór DSS w wodzie destylowanej i przefiltrować go próżniowo przez filtr z octanu celulozy o rozmiarze porów 0,22 μm. Dawkę tę można dostosować w zakresie od 1-3,5% w zależności od szczepu myszy i warunków środowiskowych. Po przygotowaniu roztwór DSS można przechowywać w lodówce do 1 tygodnia.
- W dniu 7. podać myszom roztwór DSS jako wodę pitną. Przy maksymalnej liczbie 5 myszy w klatce, przy każdej wymianie roztworu DSS potrzeba będzie około 250 ml/klatkę; są to jednak jedynie wartości szacunkowe, które mogą się różnić w zależności od rodzaju butelek do wody stosowanych w danej pracowni zwierzęcej.
- Aby zapewnić ciągłość podawania DSS przez siedem dni, roztwór DSS w czystych butelkach należy wymieniać trzy razy (co 2-3 dni) w tym okresie. Niektórzy badacze przed wymianą na nowy roztwór mierzą ilość spożytego DSS jako wskaźnik ekspozycji.
- W dniu 14. przywrócić myszom w klatkach standardową wodę pitną na dwa tygodnie.
- Powtórzyć kroki (1.4) - (1.6) w dniach 28. i 49., aby przeprowadzić drugi i trzeci cykl podawania DSS. „Cykl” DSS składa się z jednego tygodnia podawania DSS w wodzie pitnej, po którym następują 2 tygodnie podawania zwykłej (autoklawowanej) wody.
2. Ocena kliniczna zapalenia jelita grubego i progresji guza
- Myszy należy ważyć i obserwować 2-3 razy w tygodniu. Procentowy ubytek masy ciała w stosunku do wartości wyjściowej służy jako miara zastępcza ciężkości zapalenia jelita grubego. W zależności od celów eksperymentalnych można przeprowadzać regularne oceny krwawień z odbytu, biegunki lub wypadania odbytnicy i raportować je zgodnie z różnymi systemami punktowymi.9, 10
- W tygodniu następującym po pełnym cyklu podawania DSS można spodziewać się ubytku masy ciała do 10% wraz z 2-3 dniami biegunki i krwawień z odbytu (podczas tego bezpośredniego okresu po DSS pomocna może być codzienna obserwacja).
Istnieje możliwość, że niektóre myszy nie wyzdrowieją; myszy, które utratą więcej niż 20% masy ciała, mają mniejsze szanse na przeżycie i mogą wymagać przedwczesnej eutanazji. Pojedyncza injekcja IP 0,5 - 1,0 ml soli fizjologicznej u takich myszy może być użytecznym środkiem wspomagającym w celu uzupełnienia objętości płynów utraconych w wyniku biegunki.
3. Endoskopia myszy (opcjonalnie)
- Endoskopię po drugim lub trzecim cyklu DSS można przeprowadzić w celu potwierdzenia wzrostu guza in vivo przed uśmierceniem zwierząt. Ponieważ model AOM/DSS jest bardzo wiarygodny w indukowaniu guzów, ten krok zazwyczaj nie jest konieczny. Metodą tą należy ocenić tylko kilka myszy, ponieważ może ona doprowadzić do uszkodzenia guzów.11
- Zanurzyć mysz w znieczuleniu poprzez inhalację lub wstrzyknięcie środka sedatywnego.
- Po znieczuleniu myszy należy przymocować ją taśmą za ogon i klatkę piersiową do płaskiej deski.
- Ostrożnie wprowadzić endoskop do odbytnicy myszy, używając soli fizjologicznej do nadmuchiwania i płukania, aby poprawić widoczność wewnątrzświatową i usunąć treść kałową. (Należy zauważyć, że endoskopię można również przeprowadzić za pomocą insuflacji powietrzem jako alternatywy dla soli fizjologicznej, co może zapewnić lepszą wizualizację guza.12)
4. Uśmiercanie myszy i pobieranie okrężnicy
- W 70. dniu u każdej myszy traktowanej AOM/DSS powinny znajdować się liczne guzy jelita grubego, gotowe do oceny. Termin ten można przesunąć o tygodnie lub miesiące, jeśli pożądane są większe guzy. (Należy zauważyć, że myszy z ciężkim wypadnięciem odbytnicy mogą wymagać wcześniejszej eutanazji, aby uniknąć nadmiernego dyskomfortu zwierząt, zgodnie z wytycznymi instytucjonalnych komisji ds. opieki nad zwierzętami).
- Przed nekropsją każdą mysz należy poddać eutanazji za pomocą izofluranu i zwichnięcia stawów szyjnych (lub innej zatwierdzonej przez instytucję metody). W tym czasie można dokonać pomiaru masy końcowej oraz innych parametrów.
- Położyć mysz brzuchem do góry na desce do krojenia. Brzuch należy pokryć 70% etanolem, aby zapobiec zanieczyszczeniu zawartości jamy brzusznej włosami podczas wycinania jelita grubego.
- Za pomocą pęsety uchwycić linię środkową brzucha i wykonać niewielkie nacięcie, aby odsłonić otrzewną.
- Rozszerzyć nacięcie po obu stronach brzucha wzdłuż łuku żebrowego.
- Za pomocą nożyczek przeciąć miednicę, aby możliwe było pobranie jelita grubego aż do połączenia odbytowo-odbytniczego. Jest to istotne, ponieważ uszkodzenia wywołane zapaleniem jelit indukowanym DSS są największe w dystalnej części odbytnicy i odpowiednio w tym regionie obserwuje się największy rozwój guzów.
- W tym czasie można pobrać również dodatkowe tkanki, takie jak węzły chłonne krezkowe.
5. Przygotowanie jelita grubego do analizy makroskopowej
- Używając igły do zgłębnika 18G przymocowanej do strzykawki 5 ml, przepłucz jelito grube lodowatym roztworem soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS) w taki sposób, aby płyn wypływał w kierunku fizjologicznym. Jeśli tkanka jelita grubego będzie wykorzystywana do analizy RNA lub białek, można ją utrzymać w niskiej temperaturze, stosując wcześniej schłodzone tace robocze.
- Rozetnij przepłukane jelito grube wzdłużnie wzdłuż krezki i rozłóż je na zimnej tace. Guzy są łatwiejsze do zlokalizowania, gdy jelito grube zostanie umieszczone na ciemnej powierzchni. Alternatywnie można zastosować 1% barwnik błękit Alciana, aby uwydatnić guzy. Ocen liczbę i rozmiar guzów za pomocą linijki lub suwmiarki cyfrowej.
- Na tym etapie można wyciąć małe fragmenty guza oraz przyległej prawidłowej tkanki do późniejszej analizy metodami RNA, białkowymi lub immunohistochemicznymi (IHC), pozostawiając część pozostałego jelita grubego do oceny histologicznej.
Cyfrowa fotografia makroskopowych preparatów okrężnicy bezpośrednio po kroku 5.2 może być pomocna w precyzyjnej analizie obciążenia nowotworowego, zwłaszcza jeśli znaczne fragmenty okrężnicy zostaną wycięte do innych form analizy opisanych powyżej. Obciążenie nowotworowe (%) można obliczyć jako stosunek powierzchni guza do całkowitej powierzchni okrężnicy, korzystając z darmowego oprogramowania, takiego jak ImageJ.
6. Przygotowanie okrężnicy do oceny histologicznej
- Nanieś 10% formalinę na pozostałą część okrężnicy na zimnej tacy za pomocą strzykawki lub palca. Pozostawienie tkanki do utrwalenia w ten sposób przez co najmniej 30 sec ułatwia przeniesienie do naczynia z utrwalaczem. Przed nałożeniem nowej otwartej okrężnicy na tę samą tacę należy wytrzeć pozostałości formaliny.
- Przenieś okrężnice do naczynia wypełnionego 10% formaliną i przypnij je za krawędzie.
- Po 3 hr utrwalania przenieś okrężnice do 70% etanolu. Okrężnice mogą być przechowywane w 70% etanolu w nieskończoność.
- Trzy przekroje podłużne okrężnicy (proksymalny, środkowy, dystalny/odbytnica) można ustabilizować w 2% agarze i przekazać do zatopienia w parafinie. Należy upewnić się, że okrężnica proksymalna oraz okrężnica dystalna/odbytnica są zorientowane w jednolity sposób dla każdej myszy.
- Dysplazję, uszkodzenia krypt oraz stan zapalny może opisać i ocenić doświadczona osoba zgodnie z wcześniej opublikowanymi protokołami.10, 13-15 Myszy można uśmiercić przed 70 dniem, jeśli eksperymentator jest zainteresowany wykryciem wczesnych zdarzeń dysplastycznych.
7. Reprezentatywne wyniki
Opisany tutaj model AOM/DSS pozwala badaczowi na niezawodne generowanie guzów okrężnicy u myszy. Wzrost guza w tym modelu jest bezpośrednio uwarunkowany towarzyszącym procesem zapalnym. Ciężkość zapalenia jelita grubego należy monitorować klinicznie, śledząc ubytek masy ciała oraz występowanie biegunki/hematochezji (Rycina 2). Objawy te aktywności choroby mają tendencję do pojawiania się do 5. dnia cyklu DSS i utrzymywania się przez cztery lub więcej dni po odstawieniu DSS. Rzadko u myszy z dużym obciążeniem guzami odbytnicy może dojść do wypadnięcia odbytnicy. Po drugim lub trzecim cyklu DSS biegunka może stać się uporczywa. Zazwyczaj guzy są obecne i możliwe do zidentyfikowania podczas kolonoskopii myszy przed trzecim cyklem DSS (Rycina 3). Dodatkowy czas i trzecia seria DSS skutkują powstaniem większych guzów w momencie pobrania tkanek (Rycina 4). Do uwydatnienia guzów można zastosować miejscowe barwienie błękitem Alcianem (Rycina 5). Fotografie guzów okrężnicy pomogą w wyznaczeniu wymiarów guza, co może zostać wykorzystane do ilościowego porównania liczby i wielkości guzów między grupami eksperymentalnymi (Rycina 6). Utrwalone i zatopione w parafinie preparaty okrężnicy mogą następnie zostać poddane ocenie histologicznej lub barwieniu immunohistochemicznemu (Rycina 7 i 8).
Rysunek 1. Schemat podawania AOM i DSS. AOM (10 mg/kg) jest wstrzykiwany w dniu 0. Na początku drugiego tygodnia (dzień 7) myszom podaje się 2,5% roztwór DSS w wodzie pitnej. Po siedmiu dniach podawania DSS następują dwa tygodnie podawania wody autoklawowanej. Przed ubojem wykonuje się dwa dodatkowe cykle podawania DSS.
Rycina 2. Masa ciała myszy w stosunku do wartości wyjściowej podczas podawania AOM i DSS. Należy zauważyć, że w tygodniu następującym po każdym cyklu DSS myszy tracą 5-10% masy ciała. Utrata masy ciała w tym eksperymencie jest markerem zastępczym dla nasilenia zapalenia jelita grubego.
Rycina 3. Widok guzów w dystalnej części okrężnicy podczas endoskopii mysiej w 50. dniu leczenia AOM/DSS. Zauważalne są liczne masy polipowate zamykające światło dystalnej części okrężnicy (b, c) w porównaniu do prawidłowej okrężnicy (a).
Rycina 4. Podłużnie otwarte jelito grube myszy ilustrujące wygląd makroskopowy guzów. Zwrócić uwagę na większą liczbę guzów w dystalnej części jelita grubego/odbytnicy (górny obraz po lewej) oraz charakterystyczną pofałdowaną strukturę proksymalnej części jelita grubego (górny obraz po prawej) z niewielkim wzrostem guzów. Powiększenie dystalnej części jelita grubego pokazuje liczne guzy o różnych rozmiarach (poniżej).
Rysunek 5. Guzy wyróżnione poprzez zastosowanie barwienia błękitem Alcianem. Należy zwrócić uwagę, jak barwnik podkreśla normalną strukturę okrężnicy, a także granice każdego poszczególnego guza. Takie barwienie może być pomocne w precyzyjnym pomiarze obszarów guzów za pomocą linijki lub pomiaru cyfrowego.
Rycina 6. Reprezentatywny rozkład średniej liczby guzów na mysz leczoną AOM/DSS. Należy zauważyć, że większość guzów znajduje się w dystalnej części okrężnicy i ma rozmiar <2 mm.
Rycina 7. Podłużne przekroje okrężnicy zatopione w parafinie w kasecie (powyżej) oraz na szkiełku po barwieniu H&E (poniżej). Należy zauważyć, że pozostałości barwienia błękitem Alciana nie zakłócają barwienia H&E. Na obrazie szkiełka zaznaczono okręgiem duży guz (określony okręgiem). Oznaczenia „dystalny”, „środkowy” i „proksymalny” wynikają z podziału całej okrężnicy na trzy części między kątnicą a odbytnicą.
Rycina 8. Reprezentatywna histologia guza powstałego w wyniku podania AOM/DSS w dystalnej części okrężnicy. Preparaty barwione H&E, BrdU oraz β-catenin przy powiększeniu 50X (panel górny) i 400X (panel dolny) odpowiednio wykazują zmiany dysplastyczne podobne do ludzkich gruczolaków okrężnicy.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Leczenie myszy AOM i DSS szybko i skutecznie modeluje ludzkiego raka związanego z zapaleniem jelita grubego. Hipotezy dotyczące dziedzicznych czynników przyczyniających się do nowotworów związanych z zapaleniem jelita grubego można łatwo badać z wykorzystaniem myszy modyfikowanych genetycznie.13, 16 Alternatywnie, wpływ celów farmakologicznych w raku związanym z zapaleniem jelita grubego można badać, stosując myszy typu dzikiego.
Mimo że model ten jest wysoko ceniony przez badaczy z...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Praca ta została częściowo sfinansowana z grantów DK089016 i L30 RR030244 (MAC), CA153036 (AS) oraz P30-DK52574 (dla Washington University Digestive Diseases Research Core). A.I.T. był stypendystą badawczym w ramach programu Howard Hughes Medical Institute Medical Research Training Fellow.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Myszy C57BL/6J | Jackson Laboratory | 000664 | |
| Azoksymetana (AOM) | Sigma Aldrich | A5486-100MG | Roztwór zapasowy: rozcieńczyć do 10 mg/ml w wodzie destylowanej, przechowywać w temperaturze -20 °C w aliquotach 0,5 – 1 ml. Roztwór roboczy: rozcieńczyć roztwór zapasowy do stężenia 1 mg/ml w izotonicznym (0,9%) roztworze soli fizjologicznej |
| Deksyran siarczan sodu (DSS) | TdB Consultancy | DB001 | MW 40 kDa (akceptowalne są preparaty 36-50 kDa z innych źródeł; do jednego eksperymentu należy użyć tej samej partii)6 |
| System miniendoskopowy Coloview | Karl Storz | Wiele | Szczegółny opis sprzętu i konfiguracji znajduje się u Beckera et al..11 |
| Butelka-filtr TPP Rapid FILTERMAX 500 ml, 0,22 μm PES | Midwest Scientific | TP99500 | Akceptowalny jest każdy standardowy filtr do hodowli tkankowych |
| Alkohol etylowy 200 Proof ASC/USP | Pharmaco-AAPER (lub inny) | 11ACS200 | Rozcieńczyć do 70% w wodzie destylowanej |
| Izofluran, USP | Butler Animal Health Supply | 4029405 | Umieścić mysz w szklanym słoiku z gazą lub małą szmatką nasączoną środkiem anestetycznym |
| Prosta igła do zgłębnikowania 18G | Braintree Scientific | N-008 | |
| Bufor fosforanowy (PBS) | Sigma Aldrich | P5493 | Rozcieńczyć do 1X (0,01 M) w wodzie destylowanej |
| Taca chłodząca (Tissue Tek II Cold Plate) | Fisher Scientific | NC9491941 | Przechowywać w temperaturze -20 °C |
| Oprogramowanie ImageJ | NIH (bezpłatne pobieranie) | http://rsbweb.nih.gov/ij/ | |
| Formaldehyd (37%) | Fisher Scientific | F79-500 | Rozcieńczyć do 10% w PBS |
| Agar BD Bacto | Fisher Scientific | DF0140-01-0 | Użyć płyty grzejnej do przygotowania 2% roztworu w wodzie destylowanej |
| Pinceta okulistyczna Miltex Eye Dressing | MedPlus Inc. | 18-780 | |
| Nożyczki okulistyczne Miltex | MedPlus Inc. | 18-1430 | Zakrzywione końce zapobiegają uszkodzeniu jelita grubego podczas otwierania. |
| Alcian Blue 8GX (proszek) | Sigma Aldrich | A5268 | Dodać 1 g proszku do 100 ml 3% kwasu octowego (3 ml octanu lodowatego + 97 ml wody destylowanej) |
| Strzykawka tuberkulinowa 1 mL z dołączoną igłą śródskórną 26 G x 3/8 cala | BD | 305946 | Do wstrzykiwania AOM |
Bibliografia
- Ekbom, A. Ulcerative colitis and colorectal cancer. A population-based study. N. Engl. J. Med. 323, 1228-1233 (1990).
- Terzic, J. Inflammation and colon cancer. Gastroenterology. 138, 2101-2114 (2010).
- Ullman, T. A., Itzkowitz, S. H. Intestinal inflammation and cancer. Gastroenterology. 140, 1807-1816 (2011).
- Okayasu, I. Dysplasia and carcinoma development in a repeated dextran sulfate sodium-induced colitis model. J. Gastroenterol. Hepatol. 17, 1078-1083 (2002).
- Kanneganti, M., Mino-Kenudson, M., Mizoguchi, E. Animal models of colitis-associated carcinogenesis. J. Biomed. Biotechnol. 342637, (2011).
- Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nat. Protoc. 2, 1998-2004 (2007).
- Tanaka, T. A novel inflammation-related mouse colon carcinogenesis model induced by azoxymethane and dextran sodium sulfate. Cancer Sci. 94, 965-973 (2003).
- De Robertis, M. The AOM/DSS murine model for the study of colon carcinogenesis: From pathways to diagnosis and therapy studies. J. Carcinog. 10, 9(2011).
- Wirtz, S. Chemically induced mouse models of intestinal inflammation. Nat. Protoc. 2, 541-546 (2007).
- Cooper, H. S. Clinicopathologic study of dextran sulfate sodium experimental murine colitis. Lab Invest. 69, 238-249 (1993).
- Becker, C., Fantini, M. C., Neurath, M. F. High resolution colonoscopy in live mice. Nat. Protoc. 1, 2900-2904 (2006).
- Becker, C., Fantini, M. C., Wirtz, S., Nikolaev, A., Kiesslich, R., Lehr, H. A., Galle, P. R., Neurath, M. F. In vivo imaging of colitis and colon cancer development in mice using high resolution chromoendoscopy. Gut. 54, 950-954 (2005).
- Shaker, A. Epimorphin deletion protects mice from inflammation-induced colon carcinogenesis and alters stem cell niche myofibroblast secretion. J. Clin. Invest. 120, 2081-2093 (2010).
- Boivin, G. P. Pathology of mouse models of intestinal cancer: consensus report and recommendations. Gastroenterology. 124, 762-777 (2003).
- Cooper, H. S. Dysplasia and cancer in the dextran sulfate sodium mouse colitis model. Relevance to colitis-associated neoplasia in the human: a study of histopathology, B-catenin and p53 expression and the role of inflammation. Carcinogenesis. 21, 757-768 (2000).
- Yoshida, Y. The forkhead box M1 transcription factor contributes to the development and growth of mouse colorectal cancer. Gastroenterology. 132, 1420-1431 (2007).
- Suzuki, R. Strain differences in the susceptibility to azoxymethane and dextran sodium sulfate-induced colon carcinogenesis in mice. Carcinogenesis. 27, 162-169 (2006).
- Mahler, M. Differential susceptibility of inbred mouse strains to dextran sulfate sodium-induced colitis. Am. J. Physiol. 274, 544-551 (1998).
- Nambiar, P. R. Preliminary analysis of azoxymethane induced colon tumors in inbred mice commonly used as transgenic/knockout progenitors. Int. J. Oncol. 22, 145-150 (2003).
- Tanaka, T. Colorectal carcinogenesis: Review of human and experimental animal studies. J Carcinog. 8, (2009).
- Ciorba, M. A. Induction of IDO-1 by immunostimulatory DNA limits severity of experimental colitis. J. Immunol. 184, 3907-3916 (2010).
- Kerr, T. A. Dextran sodium sulfate inhibition of real-time polymerase chain reaction amplification: A poly-A purification solution. Inflamm. Bowel Dis. 18, 344-348 (2012).
- Tang, Y. is required for resection-induced changes in apoptosis, proliferation, and members of the extrinsic cell death pathways. Gastroenterology. 126, 220-230 (2004).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
