Method Article

Synteza funkcjonalizowanego bispeptydu w fazie stałej przy użyciu metodologii "Safety Catch"

DOI:

10.3791/4112

⸱

May 15th, 2012

 , 
1College of Science and Technology, Temple University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana jest efektywna synteza peptydów w fazie stałej funkcjonalizowanego trimera bis-peptydowego wykorzystująca procedurę "bezpiecznego chwytania" z żywicy HMBA.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W 1962 roku R.B. Merrifield opublikował pierwszą procedurę wykorzystującą syntezę peptydów w fazie stałej jako nowatorską metodę efektywnej syntezy peptydów. Technika ta szybko okazała się korzystna w porównaniu z jej poprzedniczką w fazie roztworu, zarówno pod względem czasu, jak i pracy. Ulepszenia dotyczące charakteru solidnego wsparcia, stosowanych grup ochronnych i metod łączenia stosowanych w ciągu ostatnich pięćdziesięciu lat tylko zwiększyły użyteczność oryginalnego systemu Merrifielda. Obecnie do syntezy peptydów najczęściej stosuje się strategię ochrony opartej na Boc i rozszczepialnej żywicy zasadowo-nukleofilowej lub strategię ochrony opartej na Fmoc i kwaśnej żywicy rozszczepialnej, zapoczątkowaną przez R.C. Shepparda1.

Zainspirowani solidną strategią Merrifield, opracowaliśmy strategię syntezy Boc/tert-butylu w fazie stałej do składania funkcjonalizowanych bis-peptydów2, która jest opisana tutaj. Zastosowanie syntezy fazy stałej w porównaniu z metodologią fazy roztworu jest nie tylko korzystne zarówno pod względem czasu, jak i pracy, jak opisano w Merrifield1, ale także pozwala na większą łatwość syntezy bibliotek bis-peptydowych. Synteza, którą tutaj demonstrujemy, obejmuje końcowy etap rozszczepienia, który wykorzystuje dwuetapowy mechanizm "bezpiecznego zaczepienia" do uwalniania funkcjonalizowanego bis-peptydu z żywicy poprzez tworzenie diketopiperazyny.

Bis-peptydy to sztywne, spiro-drabinkowe oligomery bis-aminokwasów, które są w stanie pozycjonować funkcjonalność w przewidywalny i projektowalny sposób, kontrolowany przez typ i stereochemię jednostek monomerycznych oraz łączność między każdym monomerem. Każdy bis-aminokwas jest stereochemicznie czystym, cyklicznym rusztowaniem, które zawiera dwa aminokwasy (kwas karboksylowy z α-aminą)3,4. Nasze laboratorium bada obecnie potencjał funkcjonalnych bis-peptydów w wielu różnych dziedzinach, w tym w katalizie, interakcjach białko-białko i nanomateriałach.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja

  1. Układ reakcyjny do syntezy w fazie stałej to polipropylenowy wkład filtracyjny lub szklany reaktor, który jest połączony za pomocą rurki polipropylenowej z zamkniętą kolbą filtracyjną w próżni, jak pokazano na rysunku 1. Reakcja może być mieszana za pomocą mieszadła magnetycznego lub przez bulgotanie azotu przez reaktor.
  2. Zalecany jest również kolektor gazowy podłączony do butli z argonem wyposażonej w rurkę suszącą i bełkotkę olejową, ponieważ umożliwia on umieszczenie naczynia reakcyjnego w atmosferze obojętnej i umożliwia usuwanie odczynników z szczelnie zamkniętych pojemników.
  3. Wszystkie operacje wykonywane są pod wyciągiem i wymagane jest stosowanie odpowiednich środków ochrony osobistej (okulary ochronne, fartuch laboratoryjny i rękawice nitrylowe).

2. Ładowanie pierwszego bis-peptydu na żywicę

  1. Odważyć 114 mg żywicy HMBA-AM (obciążenie 0,88 mmol / g, 100 μmol) do naczynia reakcyjnego o pojemności 8 ml i dodać mieszadło magnetyczne. Przykryj górną część naczynia gumową przegrodą i przeczytaj rurkę argonem przez co najmniej 5 minut.
  2. W międzyczasie odważyć 117,3 mg związku 1 z rysunku 3 (586,63 g / mol, 2eq) i 59,2 mg 1-(mezytyleno-2-sulfonylo)-3-nitro-1,2,4-triazolu (MSNT, 296,0 g / mol, 2eq) do jednorazowej probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i rozpuścić w 2 ml bezwodnego dichlorometanu (DCM). Dodać 24 μl 1-metyloimidazolu (NMI, 80,81 ml / mol, 3eq) do roztworu i mieszać aż do całkowitego rozpuszczenia.
  3. Przenieść aktywowany roztwór do naczynia reakcyjnego za pomocą strzykawki i pozostawić na noc do wymieszania pod argonem (~10 godzin).
  4. Usunąć przegrodę i odcedzić mieszaninę reakcyjną. Umyj żywicę DCM (5x) i dimetyloformamidem (DMF) (5x). Wykonać "test czerwieni metylowej" opisany w sekcji 10.1 w celu oceny stopnia obciążenia żywicą. Jeżeli żywica pozostaje czerwona podczas testu czerwieni metylowej, kroki 2.2 i 2.3 należy powtórzyć. Preferowany jest żółty kolor, wskazujący na ujemny wynik testu czerwieni metylowej; Ponieważ jednak wszelkie pozostałe grupy hydroksylowe zostaną ograniczone w następnym kroku, lekko pozytywny wynik (jasnopomarańczowy kolor żywicy) może być akceptowalny.

3. Deprotekcja pierwszego bis-peptydu i jednoczesne zamykanie żywicy

  1. Dodać 1 ml DCM do naczynia reakcyjnego, a następnie kroplami dodawać 1 ml 33% bromowodoru do kwasu octowego przez 30 sekund (występuje bulgotanie) i pozostawić do mieszania przez 15 minut. Odcedź i umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie powtórz proces jeszcze raz.
  2. Umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie DMF (5x). Zneutralizować żywicę, przemłukując dwukrotnie 5% roztworem N,N-diizopropyloetyloaminy (DIPEA) w DMF, a następnie ponownie przemyć DCM (5x) i DMF (5x). Wykonać "test czerwieni metylowej" i "test chloranilu" omówione w sekcjach 10.1 i 10.2. Wyniki testu czerwieni metylowej powinny być ujemne i dodatnie w teście chloranilu.

4. Sprzężenie Funkcjonalizowane Bis-Aminokwasy chronione Boc/tBu

  1. Ponownie wprowadzić obojętną atmosferę do naczynia reakcyjnego zawierającego żywicę, przemłukując trzykrotnie bezwodnym DCM, a następnie podłączyć przegrodę i przewód argonowy. Oczyść i umyj naczynie, dodając 1-2 ml bezwodnego DCM i mieszając przez 30 sekund, a następnie opróżniając naczynie, aż bełkotka z argonem zacznie się podnosić. Zrób to co najmniej jeszcze raz.
  2. Przygotować roztwór 0,15 M funkcjonalizowanego bis-aminokwasu (3eq) i 245 mg 1-hydroksy-7-azabenzotriazolu (HOAt, 136,11 g / mol, 18eq) w 2 ml 2:1 DCM:DMF w wysuszonej płomieniowo probówce w atmosferze argonu. Dodać 47 μl diizopropylokarbodimidu (DIC, 156,6 ml / mol, 3eq) i mieszać przez 90 minut.
  3. Dodaj 35 μl DIPEA (174,19 ml / mol, 2eq) w 666 μl bezwodnego DMF do żywicy i mieszaj przez 5 minut.
  4. Przenieś wstępnie aktywowany roztwór bis-aminokwasów do naczynia reakcyjnego za pomocą strzykawki i pozostaw do wymieszania przez noc.
  5. Odcedzić mieszaninę reakcyjną i przemyć dwukrotnie bezwodnym DCM pod wpływem argonu.
  6. Aby przyspieszyć zamknięcie diketopiperazyny, dodać 0,25 M roztwór HOAt (136,11 g / mol, 10eq) i DIC (156,6 ml / mol, 10eq) w 4 ml 1:1 DCM:DMF i pozostawić do mieszania pod argonem przez 1 godzinę.
  7. Usunąć przegrodę i odcedzić mieszaninę reakcyjną. Umyj żywicę za pomocą DCM (5x) i DMF (5x). W razie potrzeby należy wykonać "test chloranilu" omówiony w punkcie 10.2.

5. Deprotekcja funkcjonalizowanego bis-aminokwasu chronionego przed Boc/tBu

  1. Dodać 2 ml roztworu kwasu trifluororacenowego (TFA) w stosunku 95:5: triizopropylosilanu (TIPS) do naczynia reakcyjnego i pozostawić do mieszania przez 1 godzinę. Odcedź i myj żywicę przez około 30 sekund za pomocą DCM (5x), a następnie powtórz proces jeszcze raz.
  2. Umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie DMF (5x). Zneutralizować żywicę, przemłukując dwukrotnie roztworem DIPEA o stężeniu 5% v/v w DMF, a następnie ponownie umyć DCM (5x) i DMF (5x). W razie potrzeby należy wykonać "test chloranilu" omówiony w punkcie 10.2.

6. Powtórz kroki 4 i 5 zgodnie z potrzebami, aby zsyntetyzować ukierunkowany bis-peptyd.

7. Funkcjonalizacja końca Bis-peptydu Prolidine

  1. Koniec prolidynowy rosnącego bis-peptydu może być acylowany niezależnie lub razem za pomocą diketopiperazyny. Również ten koniec może być chroniony, który zostanie rozszczepiony później, zapewniając wolny aminokwas. W razie potrzeby należy wykonać "test chloranilu" omówiony w sekcji 10.2, aby ocenić skuteczność sprzężenia.

8. Deprotekcja fmoc i acylacja czwartorzędowego końca bis-peptydu

  1. Dodaje się 2 ml roztworu 20% piperydyny w DMF i reakcję miesza się przez 20 minut. Odcedź i umyj żywicę DMF (5x), a następnie powtórz proces jeszcze raz.
  2. Umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie DMF (5x).
  3. Przygotować 0,15 M roztwór aminokwasu (3eq) w 2 ml N-metylopirolidonu (NMP) z 114 mg 2-(7-aza-1H-benzotriazol-1-ylo)-1,1,3,3-tetrametylourofosforanu heksafluorofosforanu (HATU, 380,2 g / mol, 3eq) i 104,5 μl DIPEA (174,19 ml / mol, 6eq) i dobrze wymieszać. Dodać do naczynia reakcyjnego i mieszać przez 6 godzin.
  4. Umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie DMF (5x).

9. Usuń grupę Boc z aminokwasu związanego z żywicą i rozszczep od żywicy

  1. Dodać 2 ml roztworu 1:1 TFA:DCM do naczynia reakcyjnego i pozostawić na 30 minut do mieszania. Odcedź i umyj żywicę za pomocą DCM (5x), a następnie powtórz proces jeszcze raz.
  2. Umyj i odcedź żywicę przez 30 sekund za pomocą DCM (5x), a następnie DMF (5x).
  3. Dodaj 2 ml roztworu 10% DIPEA w bezwodnym DMF i pozostaw do wymieszania na 24-48 godzin.
  4. Zebrać mieszaninę reakcyjną do wstępnie zważonej kolby okrągłodennej. Przenieść 30 μl tego roztworu do 450 μl THF w fiolce LC-MS i przedłożyć do analizy. Przemyć żywicę dodatkowymi porcjami DMF i zebrać do kolby okrągłodennej, a następnie usunąć rozpuszczalnik w próżni.

10. Oczyszczanie bis-peptydu

  1. Rozpuścić surowy bis-peptyd w minimalnej ilości dimetylosulfotlenku (100-250 μl) i przenieść do wkładki do fiolki HPLC. Umieścić wkładkę w autosamplerze półpreparatywnego systemu HPLC (Hewlett Packard 1100 Series) wyposażonego w kolumnę XTerra Prep MS C18 5 μm 7,8x150 mm i pętlę iniekcyjną 100 μL.
  2. Wykonać wielokrotne wstrzyknięcia próbki o pojemności 50 μl, stosując program gradientu 5-95% acetonitrylu w wodzie z 0,1% kwasem mrówkowym przez 30 minut, monitorując przy długości fali 274 nm. Zebrać pik produktu do wstępnie zważonej jednorazowej probówki wirówkowej i liofilizować za pomocą liofilizatora. Należy zachować ostrożność przy pierwszym uruchomieniu, ponieważ zwykle obserwuje się niewielkie przesunięcie w szczytowym czasie retencji w porównaniu z analitycznym LCMS.

11. Metody oceny

  1. TEST CZERWIENIMETYLOWEJ 7: Usunąć ~1 mg suchej żywicy za pomocą jednorazowej pipety i spłukać do naczynia reakcyjnego o pojemności 4 ml. Dodać roztwór 20 mg czerwieni metylowej, 50 μl N,N'-diizopropylokarbodimidu (DIC) i 5 mg 4-dimetyloaminopirydyny (DMAP) w 500 μl bezwodnego DCM i pozostawić do mieszania na 5-10 minut. Odcedź i przemyj żywicę DCM, aż filtrat stanie się bezbarwny. Pozytywnym wskazaniem są kulki żywicy pozostające pomarańczowe lub czerwone.
  2. TEST CHLORANILU12: Przenieść ~1 mg suchej żywicy do małej fiolki za pomocą jednorazowej pipety. Dodaj 3 krople zarówno 0,8 mM chloranilu w roztworze DMF, jak i 2% aldehydu octowego w roztworze DMF i pozostaw w temperaturze pokojowej na 5-10 minut. Pozytywnym wskazaniem jest to, że kulki żywicy zmieniają kolor na niebieski/fioletowy.
  3. TEST PUŁAPKI AKTYWACYJNEJ: Związki aktywowane podczas syntezy można ocenić, przenosząc niewielką ilość (5-10 μl) aktywowanego roztworu do fiolki z chromatografią cieczową ze spektrometrią mas (LC-MS) zawierającej 50 μl pirolidyny. Mieszać ręcznie przez kilka sekund (roztwór powinien zmienić kolor na żółty), a następnie rozcieńczyć 450 μl tetrahydrofuranu (THF) i poddać analizie LC-MS.
  4. ANALITYCZNE LC-MS: Produkt końcowy i aktywowane półprodukty można ocenić za pomocą systemu LC-MS serii HP 1200 wyposażonego w kolumnę Waters Xterra MS C18 3,5 μm 4,6 mm x 150 mm i system gradientu 5-95% acetonitrylu w wodzie z 0,1% kwasem mrówkowym przez 30 minut.

12. Reprezentatywne wyniki

Podano przykład zarówno surowych (Rysunek 4), jak i oczyszczonych (Rysunek 5) śladów LCMS. Oczekuje się, że oczyszczone plony wyniosą około 10% przy użyciu metod opisanych powyżej.

Konfiguracja filtracji próżniowej z naczyniem reakcyjnym, magnetyczną płytką mieszającą i schematem kolby zbiorczej.
Rysunek 1. Schemat układu doświadczalnego do syntezy w fazie stałej.

Diagram budowy czwartorzędu, z podkreśleniem końców czwartorzędowych i prolinowych, analiza struktury chemicznej.
Rysunek 2. Odpowiednie nazewnictwo bis-aminokwasów/bis-peptydów.

Diagram szlaku syntezy peptydów; sekwencyjne reakcje chemiczne i grupy ochronne w użyciu.
Rysunek 3. Ogólny schemat syntetyczny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą postać.

Ślad UV surowego trimera LC-MS przy 274 nm, wykres chromatograficzny pokazujący czas retencji w funkcji mAU.
Rysunek 4a. HPLC śladowe ilości produktu surowego przy długości fali 274 nm.

Wykres spektrometrii mas przedstawiający pik produktu surowego po 21,3 min, z podkreśleniem pików jonów molekularnych.
Rysunek 4b. MS Widmo piku produktu naftowego.

Oczyszczony ślad chromatografii trymerowej UV przy 274 nm; Pik chromatogramu LC-MS, analiza czasu retencji.
Rysunek 5a. HPLC śladowe ilości oczyszczonego produktu przy 274 nm.

Wykres spektrometrii mas peptydu o strukturze chemicznej, pokazujący piki m/z dla M-ivDde, M+Na.
Rysunek 5b. MS Widmo piku oczyszczonego produktu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione w niniejszym dokumencie podejście syntetyczne zapewnia metodę syntezy funkcjonalizowanych bis-peptydów z bloków budulcowych bis-aminokwasów przy użyciu powszechnych technik syntezy peptydów w fazie stałej. Synteza monomerów tych bloków budulcowych "Pro4" z trans-4-hydroksyproliny3 jest wysoce skalowalna i została pomyślnie zakończona do etapu hydantoiny w skali 600 mmol (234 g) (niepublikowana). Gdy monomery są już w ręku, zastosowanie technik fazy stałej zapewnia szybszą metodę syntezy bis-peptydów niż nasza obecna metodologia fazy roztworu4 , eliminując potrzebę przeprowadzania reakcji i oczyszczania pośredniego.

Podstawowym wyzwaniem w syntezie w fazie stałej jest diagnozowanie postępów w syntezie i rozwiązywanie problemów, ponieważ nie izoluje się żadnych produktów pośrednich. Doprowadziło to do opracowania wielu testów kolorymetrycznych, w tym testów mających na celu określenie, czy wolne aminy (test Kaisera10) lub wolne hydroksyle (test czerwieni metylowej7) są narażone na żywicę. Niestety, powszechnie stosowany test Kaisera10 nie ma ogólnego zastosowania w naszej syntezie w fazie stałej ze względu na prawie wyłączne użycie amin drugorzędowych lub amin przyłączonych do węgla czwartorzędowego. Inne opcje oceny żywicy HMBA obejmują testowe rozszczepienia przy użyciu nukleofilu, takiego jak hydrazyna11, ilościowe rozszczepienie Fmoc monitorowane przez UV/Vis1,11 oraz wychwytywanie i analizowanie przychodzących związków aktywowanych.

Kolejną pomijaną kwestią w syntezie w fazie stałej jest powtarzalny charakter etapów syntezy wymaganych przez operatora. Mając to na uwadze, autorzy zdecydowanie zalecają korzystanie z arkusza kalkulacyjnego lub listy kontrolnej podczas wykonywania jakiejkolwiek ręcznej syntezy peptydów w fazie stałej.

Trudność w stosowaniu bis-peptydów do syntezy w fazie stałej w porównaniu ze zwykłymi α-aminokwasami obejmuje możliwość trudniejszych sprzężeń ze względu na przeszkodę steryczną, potrzebę zamykania diketopiperazyny na żywicy i jednoczesną deprotekcję (Boc/tBu; Cbz/tBu). Kolejną trudnością jest osiągnięcie ilościowego uwalniania z żywicy przy użyciu tej metody "bezpiecznego chwytania" w porównaniu z bardziej konwencjonalnymi środkami. Mając na uwadze te czynniki, bardzo możliwe, że uda się osiągnąć dalszą optymalizację tej metody, a w naszej grupie trwają obecnie wysiłki na rzecz ulepszenia prezentowanej tutaj metody.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Produkcja i bezpłatny dostęp do tego artykułu jest sponsorowany przez Agencję Redukcji Zagrożeń Obronnych Stanów Zjednoczonych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować dr Zachary'emu Z. Brownowi i Jennifer Alleva za początkowy rozwój tej techniki syntezy fazy stałej oraz Matthew F.L. Parkerowi za pomocne dyskusje. Prace te są wspierane przez Agencję Redukcji Zagrożeń Obronnych (DOD-DTRA) (HDTRA1-09-1-0009) oraz nagrodę Horst Witzel Fellowship Award wspieraną przez Cephalon, Inc.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
HMBA-Am ŻywicaNovabiochem, EMD Millipore855018
MSNTNovabiochem, EMD Millipore851011
NMISigma-Aldrich336092Toksyczna,
DCMSigma-AldrichD65100Rakotwórczy
bezwodny DCMAcros Organics34846Rakotwórczy
33% bromowodór w kwasie octowymSigma-Aldrich248630Toksyczny,, opary po
otwarciu DIPEASigma-Aldrich387649Łatwopalny, toksyczny,
DMFFisher ScientificAC27960Łatwopalny, toksyczny
Bezwodny DMFAcros Organics34843Łatwopalny, toksyczny
HOAtGenScriptC01568
DICAcros OrganicsBP590Łatwopalny, toksyczny,
TFASigma-AldrichT6508Toksyczny,
WSKAZÓWKIAcros Organics21492Łatwopalny, toksyczny
PiperydynaSigma-Aldrich104094Łatwopalny, toksyczny,
HATUGenScriptC01566Toksyczny
NMPAcros Organics36438Toksyczny
DMAPNovabiochem, EMD Millipore851055Toksyczna
czerwień metylowaSigma-Aldrich250198
THFSigma-Aldrich401757Łatwopalny, toksyczny, tworzący nadtlenek
PyrrolidynaSigma-AldrichP73803Łatwopalny, toksyczny,
dimetylosulfotlenekFisher ScientificD1281
SPPS Naczynia reakcyjneGrace211108
LCMSAgilent Technologies1200 Series
Semi-Prep LCHewlett-Packard1100 Series
LiofilizatorLabconco Corp.
RotovaporBuchiR-210 Series
ArgonAirgasAR PP300CT
7934027

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach. , Oxford University Press. (1989).">Atherton, E., Sheppard, R. C. Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach. , Oxford University Press. (1989).
  2. Solid-Phase Synthesis of Functionalized Bis-Peptides. Biopolymers. 96, 578-585 (2010).">Brown, Z. Z., Alleva, J., Schafmeister, C. E. Solid-Phase Synthesis of Functionalized Bis-Peptides. Biopolymers. 96, 578-585 (2010).
  3. Shape-Programmable Macromolecules. Acc. Chem. Res. 41, 1387-1398 (2008).">Schafmeister, C. E., Brown, Z. Z., Gupta, S. Shape-Programmable Macromolecules. Acc. Chem. Res. 41, 1387-1398 (2008).
  4. Synthesis of Hexa- and Pentasubstituted Diketopiperazines from Sterically Hindered Amino Acids. Org. Let. 12, 1436-1439 (2010).">Brown, Z. Z., Schafmeister, C. E. Synthesis of Hexa- and Pentasubstituted Diketopiperazines from Sterically Hindered Amino Acids. Org. Let. 12, 1436-1439 (2010).
  5. Combinatorial Solid-Phase Synthesis of Balanol Analogues. Tet. Lett. 37, 8439-8442 (1996).">Nielson, J., Lyngso, L. O. Combinatorial Solid-Phase Synthesis of Balanol Analogues. Tet. Lett. 37, 8439-8442 (1996).
  6. An Efficient Method for Anchoring Fmoc-Amino Acids to Hydroxyl-Functionalized Solid Supports. Tet. Lett. 31, 1701-1704 (1990).">Blankemeyer-Menge, B., Nimtz, M., Frank, R. An Efficient Method for Anchoring Fmoc-Amino Acids to Hydroxyl-Functionalized Solid Supports. Tet. Lett. 31, 1701-1704 (1990).
  7. A New Colorimetric Test for Detection of Hydroxyl Groups in Solid-Phase Synthesis. Tet. Lett. 48, 2075-2078 (2007).">Komba, S., Sasaki, S., Machida, S. A New Colorimetric Test for Detection of Hydroxyl Groups in Solid-Phase Synthesis. Tet. Lett. 48, 2075-2078 (2007).
  8. Introduction of Functional Groups into Peptides via N-Alkylation. Org. Lett. 10, 2015-2018 (2008).">Demner, O., Dijkgraaf, I., Schottelius, M., Wester, H. J., Kessler, H. Introduction of Functional Groups into Peptides via N-Alkylation. Org. Lett. 10, 2015-2018 (2008).
  9. Toward a New SPE Material for EDCs: Fully Automated Synthesis of a Library of Tripodal Receptors Followed by Fast Screening by Affinity LC. Eur. J. Org. Chem. 11, 1796-1805 (2009).">Plas, S. E. V. ander, Van Hoeck, E., Lynen, F., Sandra, P., Madder, A. Toward a New SPE Material for EDCs: Fully Automated Synthesis of a Library of Tripodal Receptors Followed by Fast Screening by Affinity LC. Eur. J. Org. Chem. 11, 1796-1805 (2009).
  10. Color Test for Detection of Free Terminal Amino Groups in Solid-Phase Synthesis of Peptides. Anal. Biochem. 34, 595-598 (1970).">Kaiser, E., Colescot, R. L., Bossinger, C. D., Cook, P. I. Color Test for Detection of Free Terminal Amino Groups in Solid-Phase Synthesis of Peptides. Anal. Biochem. 34, 595-598 (1970).
  11. Fmoc Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach. , Oxford University Press. (2000).">Chan, W. C., White, P. D. Fmoc Solid Phase Peptide Synthesis: A Practical Approach. , Oxford University Press. (2000).
  12. Detection of Secondary Amines on Solid-Phase. Peptide Research. 71, 236-237 (1995).">Vojkovsky, T. Detection of Secondary Amines on Solid-Phase. Peptide Research. 71, 236-237 (1995).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Solid Phase SynthesisBis Peptide SynthesisSafety Catch MethodDiketopiperazine FormationResin LoadingDeep ProtectionCoupling CyclesFunctionalized Bis Amino AcidLCMS AnalysisParallel Synthesis

Related Articles