Omówiono metodę, za pomocą której mechaniczne zachowanie in vivo materiałów reagujących na bodźce jest monitorowane w funkcji czasu. Próbki są badane ex vivo przy użyciu testera mikrorozciągania z kontrolą środowiska w celu symulacji środowiska fizjologicznego. Praca ta dodatkowo przyczynia się do zrozumienia zachowania naszego materiału in vivo.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Kontrolowane środowiskowo badania mikrorozciągalności mechanicznie adaptacyjnych nanokompozytów polimerowych do charakterystyki ex vivo
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wszczepialne mikrourządzenia zyskują na znaczeniu w wielu zastosowaniach biomedycznych1-4. Takie urządzenia zostały wykonane z różnych materiałów, z których każdy ma swoje zalety i wady5,6. Przede wszystkim, ze względu na wymiary urządzenia w mikroskali, wymagany jest wysoki moduł, aby ułatwić implantację w żywej tkance. I odwrotnie, sztywność urządzenia powinna pasować do otaczającej tkanki, aby zminimalizować indukowane naprężenie miejscowe7-9. Dlatego niedawno opracowaliśmy nową klasę materiałów inspirowanych biologią, aby spełnić te wymagania, reagując na bodźce środowiskowe zmianą właściwości mechanicznych10-14. W szczególności nasz nanokompozyt na bazie poli(octanu winylu) (PVAc-NC) wykazuje zmniejszenie sztywności pod wpływem wody i podwyższonych temperatur (np. temperatury ciała). Niestety, istnieje niewiele metod ilościowego określania sztywności materiałów in vivo15, a badania mechaniczne poza środowiskiem fizjologicznym często wymagają dużych próbek nieodpowiednich do implantacji. Co więcej, materiały reagujące na bodźce mogą szybko odzyskać swoją początkową sztywność po eksplantacji. W związku z tym opracowaliśmy metodę, za pomocą której właściwości mechaniczne wszczepionych mikropróbek mogą być mierzone ex vivo, z symulowanymi warunkami fizjologicznymi utrzymywanymi za pomocą kontroli wilgotności i temperatury13,16,17.
W tym celu zaprojektowano niestandardowy tester mikrorozciągania, który obsługuje próbkimikroskalowe 13,17 z bardzo zmiennymi modułami Younga (zakres od 10 MPa do 5 GPa). Ponieważ nasze zainteresowania koncentrują się na zastosowaniu PVAc-NC jako biologicznie adaptującego się podłoża sondy neuronowej, konieczne było narzędzie zdolne do mechanicznej charakterystyki próbek w mikroskali. Narzędzie to zostało przystosowane do zapewnienia kontroli wilgotności i temperatury, co zminimalizowało suszenie i chłodzenie próbki17. W rezultacie, właściwości mechaniczne eksplantowanej próbki ściśle odzwierciedlają charakterystykę próbki znajdującej się tuż przed eksplantacją.
Ogólnym celem tej metody jest ilościowa ocena właściwości mechanicznych in vivo, a konkretnie modułu Younga, materiałów na bazie polimerów reagujących na bodźce, mechanicznie adaptacyjnych. Osiąga się to poprzez uprzednie ustalenie warunków środowiskowych, które zminimalizują zmianę właściwości mechanicznych próbki po eksplantacji, nie przyczyniając się do zmniejszenia sztywności niezależnej od tej wynikającej z implantacji. Próbki są następnie przygotowywane do implantacji, przenoszenia i testowania (ryc. 1A). Każda próbka jest wszczepiana do kory mózgowej szczurów, która jest tutaj reprezentowana jako eksplantowany mózg szczura, na określony czas (ryc. 1B). W tym momencie próbka jest eksplantowana i natychmiast ładowana do testera mikrorozciągania, a następnie poddawana próbie rozciągania (rysunek 1C). Późniejsza analiza danych dostarcza informacji na temat mechanicznego zachowania tych innowacyjnych materiałów w środowisku kory mózgowej.
Protokół
1. Przygotowanie próbek
- Przygotować film PVAc-NC o grubości w zakresie 25-100 μm, stosując technikę odlewania z roztworu i prasowania10-12.
- Przykleić film do płytki krzemowej, podgrzewając go na płycie grzejnej przez dwie minuty w temperaturze 70 °C (powyżej temperatury przejścia szklistego), aby zapewnić ścisły kontakt między filmem a płytką. Krok ten gwarantuje, że przygotowany film pozostanie płaski i przymocowany do płytki Si, co jest niezbędne dla procesów planarnej mikrobobróbki.
- Wytrawić w filmie geometrię próbek testowych za pomocą mikrobobróbki laserowej (VLS 3.50, VersaLASER). Ustalić parametry bezpośredniego zapisu laserowego CO2 na: moc 1,0% (0,5 W), prędkość 4,0% (56 mm/s) oraz 1 000 impulsów na cal13,16.
- Próbki, które zostaną wykorzystane do ustalenia warunków środowiskowych („próbki konfiguracyjne”), wytrawić w kształcie hantli z wymiarami bocznych pól 1,5 x 1,5 mm2 i wymiarami bocznej belki 300 x 3 000 μm2, przy zachowaniu grubości odpowiadającej grubości filmu w całej objętości (Ryc. 2).
- Próbki do eksperymentów ex vivo („próbki implantacyjne”) wytrawić w kształcie belek o wymiarach 300 μm x 6 mm, przy grubości odpowiadającej grubości filmu.
- Ostrożnie oddzielić próbki od płytki, używając żyletki i pęsety.
- Do manipulacji próbkami przygotować specjalnie wykonane uchwyty akrylowe, zaprojektowane jako element systemu chwytaków w mikrotesterze rozciągania. Wytrawione laserowo oznaczenia wskazują linię środkową uchwytu oraz odległość 1,5 mm od krawędzi. Nanieść niewielką ilość żelowego kleju cyjanoakrylowego na linię środkową uchwytu akrylowego, a następnie ostrożnie przykleić odcinek próbki implantacyjnej o długości 1,5 mm do uchwytu, nakładając go na zaznaczoną linię środkową (Ryc. 3). Każda próbka implantacyjna wymaga jednego uchwytu akrylowego. Należy upewnić się, że żel klejący znajduje się wyłącznie wzdłuż 1,5 mm długości PVAc-NC przyklejanego do uchwytu akrylowego. W przeciwnym razie żel klejący może wpłynąć na zachowanie mechaniczne próbki.
- Usunąć wilgoć ze wszystkich próbek, umieszczając je w eksykatorem na co najmniej 24 h.
- Zmierzyć długość, szerokość i grubość próbek za pomocą mikroskopu optycznego.
2. Ustanowienie warunków środowiskowych
- Załaduj suchą próbkę kontrolną do mikrozawieracza rozciągającego (patrz Rysunek 4), najpierw zaciskając w uchwytach ruchomych, a następnie w uchwytach stałych.
- Zamocuj aerograf z rezerwuarem wypełnionym wodą w stałej pozycji, tak aby dysza była skierowana w stronę próbki do testu mikrorozciągania. Podłącz aerograf do kompresora powietrza. poprzez przewody plastikowe. Przy całkowicie zamkniętej dyszy aerografu włącz kompresor.
- Rozpocząć procedurę cyklicznych badań mikrorozciągania, naprzemiennie stosując do próbki odkształcenie rozciągające (odkształcenie dodatnie) oraz odkształcenie ściskające (odkształcenie ujemne), pozostając w obrębie liniowego obszaru sprężystego na wykresie naprężenie-odkształcenie. W przypadku PVAc-NC zastosowane odkształcenie ograniczono do wartości poniżej 2%. W specjalnie skonstruowanej aparaturze do mikrorozciągania wykorzystanej w tych eksperymentach kontrolowano szybkość odkształcania, mierząc jednocześnie siłę wymaganą do uzyskania danego odkształcenia. Alternatywnie, inny układ mógłby polegać na kontrolowaniu przyłożonej siły przy jednoczesnym pomiarze wynikającego z niej odkształcenia.
- Stopniowo zwiększaj przepływ z dyszy aerografu i monitoruj nachylenie wykresu naprężenie-odkształcenie w funkcji ilości przepływu z aerografu. Maksymalny przepływ, który nie powoduje znaczącego (>Redukcja modułu Younga o 10% w ciągu 60 s jest poziomem, który zostanie wykorzystany do ex vivo eksperymentów. W tym punkcie warunki wilgotności takie, które nie spowodują zawilgocenia suchej próbki (a tym samym nie przyczynią się do obniżenia modułu Younga) i jednocześnie zminimalizują wysychanie próbki po ekspozycji na płyny biologiczne in vivo zostały ustanowione.
- Zmierz temperaturę w pobliżu próbki. Idealny układ powinien obejmować termoparę z cyfrowym odczytem, a pomiar należy przeprowadzić podczas pracy aerografu. Ustaw intensywność i odległość źródła ciepła promieniującego w taki sposób, aby temperatura próbki była utrzymywana na poziomie 37 °Caby dostosować je do warunków fizjologicznych.
3. Porównanie grupy z kontrolą środowiskową do grupy bez kontroli środowiskowej
- Zanurz próbki przygotowawcze w soli fizjologicznej z buforem fosforanowym na co najmniej 30 min. Po tym czasie próbka zostanie całkowicie nasycona, a jej moduł Younga zostanie zredukowany do wartości minimalnej dla danej temperatury.
- Szybko umieść próbkę w mikrotesterze rozciągającym i rozpocznij cykliczne testy mikrorozciągania przy wyłączonym aerografie, podczas gdy próbka wysycha. Pozwoli to określić, jak szybko próbka wysycha w warunkach niekontrolowanych.
- Umieść drugą nasyconą PBS próbkę przygotowawczą w mikrotesterze rozciągającym i rozpocznij cykliczne testy mikrorozciągania przy włączonym aerografie. Pozwoli to określić, jak szybko próbka wysycha w kontrolowanych warunkach środowiskowych.
4. Implantacja i eksplantacja sondy
- Przymocuj próbkę implantu do zacisku mikromanipulatora i ustaw ją prostopadle do tkanki korowej.
- Przed wprowadzeniem utrzymuj tkankę w dostatecznym nawilżeniu za pomocą soli fizjologicznej, aby zapewnić jednorodność mechaniki tkanki.
- Obniż próbkę polimeru do kory, korzystając z ręcznych sterowników mikromanipulatora. Pozostaw próbkę w tkance korowej do osiągnięcia docelowego czasu implantacji, zazwyczaj od 1 do 30 min. Aby zapobiec wysychaniu tkanki w punktach czasowych przekraczających 5 min, delikatnie zwilżaj tkankę co 5 min za pomocą nasączonego solą fizjologiczną patyczka bawełnianego.
- Podczas gdy sonda jest wszczepiona w korę, przygotuj tester mikrorozciągania do obciążenia aktualnie wszczepionej próbki, ustawiając pręt napędowy w pozycji zerowego przemieszczenia 3,0 mm od stacjonarnego zacisku próbki. Ustaw również dyszę aerografu na odpowiedni przepływ, a promiennicze źródło ciepła na właściwą intensywność określoną w kroku 2.4.
- Po upływie określonego czasu implantacji wyjmij sondę z kory za pomocą ręcznych sterowników mikromanipulatora. Natychmiast i ostrożnie wyjmij próbkę z zacisku mikromanipulatora i umieść ją w testerze mikrorozciągania, zgodnie ze szczegółowym opisem w kroku 5.2.
5. Badanie mikrorozciągania próbek implantów
- Aby zaoszczędzić czas po eksplantacji, upewnij się, że tester mikrorozciągania jest całkowicie przygotowany do przyjęcia próbki implantu przed implantacją, zgodnie z opisem w kroku 4.4.
- Natychmiast po eksplantacji umieść próbkę pomiędzy dwoma zestawami zacisków testera mikrorozciągania. Ponieważ próbka jest zamocowana do akrylowego uchwytu zaprojektowanego tak, aby służył jako górna część jednego z zacisków, umieść zespół próbki implantu na ruchomym uchwycie, stroną próbki do dołu. Ważne jest, aby upewnić się, że próbka jest zamontowana w taki sposób, aby odkształcenie było przyłożone wyłącznie wzdłuż długości sondy, aby uniknąć przyłożenia momentu obrotowego do próbki podczas testowania. W związku z tym próbka musi być zamontowana w centrum każdego zacisku, a zaciski muszą być ustawione poziomo względem siebie.
- Dostosuj pozycję próbki tak, aby odległość między zaciskami wynosiła 3.0 mm, a koniec sondy został umieszczony w zacisku stałym. Ta długość 3.0 mm między zaciskami jest długością pomiarową próbki i zostanie wykorzystana w późniejszych obliczeniach do wyznaczenia odkształcenia próbki.
- Natychmiast po zabezpieczeniu próbki w obu zaciskach i w ciągu 2 min od eksplantacji z tkanki nerwowej, uruchom silnik w kierunku rozciągania, aby wydłużyć próbkę ze stałą prędkością (tutaj zastosowano 10 μm/sec), jednocześnie mierząc i rejestrując wydłużenie próbki (za pomocą wskaźnika przemieszczenia, Mitutoyu 543-561) oraz powiązaną siłę (za pomocą ogniwa obciążeniowego, Transducer Techniques MDB-2.5) wymaganą do odkształcenia próbki.
- Zatrzymaj test mikrorozciągania w momencie mechanicznego uszkodzenia próbki lub po osiągnięciu końca zakresu pręta napędowego. Wyeksportuj zebrane dane i przeprowadź analizę danych.
- Powtórz test mikrorozciągania dla każdej próbki i/lub każdego zestawu warunków (tzn. czasu insercji).
6. Analiza danych
- Przelicz surowe dane dotyczące wydłużenia na odkształcenie inżynierskie przyłożone do próbki implantu, dzieląc wartość wydłużenia przez początkową długość pomiarową, zgodnie z Równaniem 1, gdzie ε oznacza przyłożone odkształcenie, t to czas, d to przemieszczenie zmierzone wskaźnikiem mikrometrycznym, a L0 to początkowa długość pomiarowa próbki:
(1) - Przelicz surowe dane dotyczące siły na naprężenie inżynierskie w próbce, dzieląc siłę (w niutonach) przez poprzeczny obszar przekroju, zgodnie z Równaniem 2:
(2)
gdzie σ to naprężenie w próbce, F to siła zmierzona przez ogniwo obciążnika (w niutonach), w0 to początkowa szerokość próbki, a t0 to początkowa grubość próbki. - Wykreśl krzywą zależności naprężenia (σ[t]) od odkształcenia (ε[t]) dla każdej próbki za pomocą programu komputerowego, np. Microsoft Excel.
- Wyodrębnij liniowy odcinek sprężysty wykresu i użyj programowych narzędzi dopasowywania krzywych, aby wyznaczyć linię najlepiej dopasowaną do tego fragmentu. Nachylenie linii najlepiej dopasowanej odpowiada modułowi Younga próbki. Wyodrębniony fragment wykresu powinien obejmować co najmniej 10 punktów naprężenia-odkształcenia i powinien zostać pobrany z części wykresu, w której nachylenie jest największe.
- W przypadku testów cyklicznych moduł Younga należy wyznaczyć dla każdego cyklu. Proces ten może być zautomatyzowany lub przeprowadzony ręcznie.
- W przypadku testów cyklicznych wykreśl zależność modułu Younga każdego cyklu od czasu. Wskazuje to, jak zmierzony moduł zmienia się w czasie, co odzwierciedla szybkość namaczania lub wysychania próbki w układzie.
- W przypadku próbek implantów każda próbka i czas implantacji odpowiadają jednemu cyklowi testów cyklicznych. Zmierz moduł Younga dla każdej próbki implantu, stosując procedurę opisaną powyżej.
- Wykreśl zależność modułu Younga od czasu implantacji. Na tym etapie można przeprowadzić porównania z badaniami laboratoryjnymi (benchtop) itp.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Właściwości mechaniczne niemal wszystkich materiałów polimerowych, w tym naszego PVAc-NC, zależą od ekspozycji na warunki środowiskowe. Najistotniejsze z nich to ekspozycja na ciepło i wilgoć. Gdy materiał ulega plastyfikacji w wyniku pochłaniania wilgoci lub przechodzi przejście termiczne, wykazuje on spadek modułu Younga. Przy przygotowywaniu środowiska z kontrolowaną temperaturą i wilgotnością do mechanicznej charakterystyki próbek ex vivo ważne jest zapewnienie minimalnej zmiany zawartości wilgoci w próbce p...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Postęp w dziedzinie wszczepialnych biomedycznych systemów mikroelektromechanicznych (bioMEMS) do interakcji z systemami biologicznymi motywuje do opracowywania nowych materiałów o wysoce dostosowanych właściwościach. Niektóre z tych materiałów są zaprojektowane tak, aby wykazywać zmianę właściwości materiału w odpowiedzi na bodziec znaleziony w środowisku fizjologicznym. Jedna z niedawno opracowanych klas materiałów reaguje na obecność cieczy tworzących wiązania wodorowe (np. wody) i podwyższonych temperatur w c...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Nie mamy nic do ujawnienia.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Wydział Inżynierii Biomedycznej na Uniwersytecie Case Western Reserve zarówno poprzez fundusze na rozpoczęcie działalności laboratorium (J. Capadona), jak i Medtronic Graduate Fellowship (K. Potter). Dodatkowe fundusze na te badania zostały częściowo wsparte przez grant NSF ECS-0621984 (C. Zorman), Stowarzyszenie Absolwentów Case (C. Zorman), Departament ds. Weteranów poprzez Nagrodę za Przegląd Zasług (B7122R), a także Centrum Technologii Zaawansowanych Platform (C3819C).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Wafel krzemowy | Wafel | Klasa mechaniczna | |
| Wytłaczany arkusz | akrylowy Profesjonalne tworzywa sztuczne | SACR 062EF | Grubość 0,062 " |
| Żyletka | McMaster-Carr | 3962A3 | |
| Pęseta | McMaster-Carr | 8384A47 | #5 końcówka |
| Super Glue Gel | Loctite | 130380 | |
| Air Szczotka | Zatrzaskowa Przemysłowa | BF175TA | |
| Sprężarka powietrza | Paasche | B002YKN8YO | D500 |
| Termopara | Omega | HH12A | |
| Płyta grzejna | Cimarec | SP131325Q | |
| Laser CO2 do bezpośredniego zapisu | VersaLaser | 3.5 | |
| Eksykator | Fisher Scientific | 08-595 | |
| Lampa | zbudowany na zamówienie | ||
| mikrorozciągania | zbudowany na zamówienie |
Bibliografia
- Chen, P. J., Saati, S., Varma, R., Humayun, M. S., Tai, Y. C. Wireless intraocular pressure sensing using microfabricated minimally invasive flexible-coiled LC sensor implant. Journal of Microelectromechanical Systems. 19, 721-734 (2010).
- Ren, X., Zheng, N., Gao, Y., Chen, T., Lu, W. Biodegradable three-dimension micro-device delivering 5-fluorouracil in tumor bearing mice. Drug Delivery. 19, 36-44 (2012).
- Bai, Q. Single-unit neural recording with active microelectrode arrays. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 911(2001).
- Rousche, P. J., Pellinen, D. S., Pivin, D. P., Williams, J. C., Vetter, R. J., kirke, D. R. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 361-371 (2001).
- Hassler, C., Boretius, T., Stieglitz, T. Polymers for neural implants. Journal of Polymer Science Part B: Polymer Physics. 49, 18-33 (2011).
- Mercanzini, A., Colin, P., Bensadoun, J. C., Bertsch, A., Renaud, P. In Vivo Electrical Impedance Spectroscopy of Tissue Reaction to Microelectrode Arrays. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56, 1909-1918 (2009).
- Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148, 1-18 (2005).
- Engineering in Medicine and Biology Society, 2006. Subbaroyan, J., Kipke, D. EMBS'06. 28th Annual International Conference of the IEEE, , IEEE. 3588-3591 (2006).
- Harris, J., Capadona, J., Miller, R., Healy, B., Shanmuganathan, K., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8, 066011(2011).
- Capadona, J. R., Shanmuganathan, K., Tyler, D. J., Rowan, S. J., Weder, C. Stimuli-Responsive Polymer Nanocomposites Inspired by the Sea Cucumber Dermis. Science. 319, 1370-1374 (2008).
- Shanmuganathan, K., Capadona, J. R., Rowan, S. J., Weder, C. Stimuli-Responsive Mechanically Adaptive Polymer Nanocomposites. ACS Applied Materials & Interfaces. 2, 165-174 (2009).
- Shanmuganathan, K., Capadona, J. R., Rowan, S. J., Weder, C. Bio-inspired mechanically-adaptive nanocomposites derived from cotton cellulose whiskers. Journal of Materials Chemistry. 20, 180(2010).
- Hess, A., Capadona, J., Shanmuganathan, K., Hsu, L., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D., Zorman, C. Development of a stimuli-responsive polymer nanocomposite toward biologically optimized, MEMS-based neural probes. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21, 054009(2011).
- Capadona, J. R., Tyler, D. J., Zorman, C. A., Rowan, S. J., Weder, C. Mechanically adaptive nanocomposites for neural interfacing. Materials Research Society Bulletin. 37, 581-589 (2012).
- Ophir, J., Cespedes, I., Garra, B., Ponnekanti, H., Huang, Y. Elastography: ultrasonic imaging of tissue strain and elastic modulus in vivo. European journal of ultrasound. 3, 49-70 (1996).
- Micro Electro Mechanical Systems (MEMS). Hess, A., Shanmuganathan, K., Capadona, J., Hsu, L., Rowan, S., Weder, C., Tyler, D., Zorman, C. IEEE 24th International Conference on, , IEEE. 453-456 (2011).
- Harris, J. P., Hess, A. E., Rowan, S. J., Weder, C., Zorman, C. A., Tyler, D. J., Capadona, J. R. In vivo deployment of mechanically adaptive nanocomposites for intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 8, 046010(2011).
- Shanmuganathan, K. Bio-inspired Stimuli-responsive Mechanically Dynamic Nanocomposites. , Case Western Reserve University. (2010).
- Rousche, P. J., Pellinen, D. S., Pivin, D. P., Williams, J. C., Vetter, R. J., Kipke, D. R. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48, 361-371 (2001).
- Norlin, P., Kindlundh, M., Mouroux, A., Yoshida, K., Hofmann, U. G. A 32-site neural recording probe fabricated by DRIE of SOI substrates. Journal of Micromechanics and Microengineering. 12, 414(2002).
- Ward, M. P., Rajdev, P., Ellison, C., Irazoqui, P. P. Toward a comparison of microelectrodes for acute and chronic recordings. Brain Research. 1282, 183-200 (2009).
- Lin, J. M., Chang, P. K. A Novel Remote Health Monitor with Replaceable Non-Fragile Bio-Probes on RFID Tag. Applied Mechanics and Materials. 145, 415-419 (2012).
- Kunzelman, K. S., Cochran, R. Stress/strain characteristics of porcine mitral valve tissue: parallel versus perpendicular collagen orientation. Journal of Cardiac Surgery. 7, 71-78 (1992).
- Snedeker, J., Niederer, P., Schmidlin, F., Farshad, M., Demetropoulos, C., Lee, J., Yang, K. Strain-rate dependent material properties of the porcine and human kidney capsule. Journal of Biomechanics. 38, 1011-1021 (2005).
- Ahn, S., Kasi, R. M., Kim, S. C., Sharma, N., Zhou, Y. Stimuli-responsive polymer gels. Soft Matter. 4, 1151-1157 (2008).
- Stuart, M. A. C., et al. Emerging applications of stimuli-responsive polymer materials. Nature Materials. 9, 101-113 (2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
