Artykuł metodologiczny

Test preferencji świetlnej w celu zbadania wrodzonego i okołodobowego regulowanego fotozachowania u larw Drosophila

DOI:

10.3791/50237

⸱

20 kwietnia 2013

 ,  ,  , 
1Department of Biology, Institute of Cell and Developmental Biology, University of Fribourg

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy test preferencji jasno-ciemnej dla larw Drosophila. Test ten dostarcza informacji na temat wrodzonej i okołodobowej regulacji wykrywania światła i przetwarzania fotozachowania.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Światło działa jak sygnał środowiskowy do kontrolowania zachowania zwierząt na różnych poziomach. Układ nerwowy larw Drosophila jest używany jako unikalny model do odpowiedzi na podstawowe pytania dotyczące tego, w jaki sposób informacje świetlne są przetwarzane i udostępniane między szybkimi i okołodobowymi zachowaniami. Larwy Drosophila wykazują stereotypowe zachowanie unikające pod wpływem światła. Aby zbadać zachowania zależne od światła, można zastosować porównywalnie proste testy preferencji światła i ciemności. U kręgowców i stawonogów szlaki neuronalne zaangażowane w wyczuwanie i przetwarzanie bodźców wzrokowych częściowo pokrywają się z tymi, które przetwarzają fototyczne informacje okołodobowe. Fascynujące pytanie, w jaki sposób system wykrywania światła i system okołodobowy współdziałają w celu utrzymania koordynacji wyników behawioralnych, pozostaje w dużej mierze niezbadane. Drosophila jest modelem biologicznym, który ma wpływ na podejście do tych pytań, ze względu na niewielką liczbę neuronów w mózgu i dostępność narzędzi genetycznych do manipulacji neuronami. Przedstawiony test preferencji jasnego i ciemnego pozwala na zbadanie szeregu zachowań wzrokowych, w tym dobowej kontroli fototaksji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy test behawioralny oparty na preferencjach larw dla ciemności (lub światła). Larwy reagują silną i stereotypową reakcją fotonegatywną na etapach żerowania (od L1 do wczesnego L3)1. Test ma na celu ocenę światłowstrętnego zachowania larwy i porównuje preferencje dotyczące światła lub ciemności grupy larw poruszających się swobodnie na szalce Petriego pokrytej agarem. Ten test behawioralny nie tylko dostarcza informacji o wrażliwości, integracji i plastyczności czasowej układu wzrokowego, ale także dostarcza wskazówek na temat tego, w jaki sposób wrażliwość na światło i jej proces są kontrolowane przez system okołodobowy.

Oko larwalne Drosophila (zwane również Organem Bowliga; BO), jest głównym narządem percepcji światła. Każde oko składa się z 12 fotoreceptorów (PR), osiem PR wyraża wrażliwą na zieleń rodopsynę6 (rh6), a cztery PR wyrażają wrażliwą na niebiesko rodopsynę5 (rh5)2,3. Oprócz PR zidentyfikowano również neurony wielodendrytyczne klasy IV, które pokrywają ścianę ciała larwy, reagują na szkodliwe natężenia światła4,5. Wiadomo również, że neurony rozrusznika serca znajdujące się w centralnym mózgu larwy wyrażają wrażliwe na światło białko kryptochromu (Cry), które działa jako wewnętrzny czujnik niebieskiego światła w mózgu6,7. Intrygująco fotofobowość zwierząt typu dzikiego wykazuje komponent okołodobowy w różnych punktach czasowych w ciągu dnia i nocy podczas testowania za pomocą tego testu. Reakcje na światło żerujących larw L3 wykazały silniejszą fotofobiczność o świcie i niższą fotofobię o zmierzchu, gdy testowano ją pod kątem preferencji jasnej i ciemnej7. Co ciekawe, tylko Rh5-PR są wymagane do unikania światła, podczas gdy Rh6-PR są zbędne. Zarówno Rh5-PR, jak i Rh6-PR biorą udział w resetowaniu zegara molekularnego przez światło8. Ścieżka Cry musi być skoordynowana z innymi ścieżkami wyczuwania światła, aby zaaranżować odpowiednie wyjście behawioralne w ciągu dnia. Acetylocholina w PR odgrywa istotną rolę w unikaniu światła, a także w porywaniu zegara molekularnego. Blokowanie neurotransmisji acetylocholiny z PR do neuronów okołodobowego rozrusznika serca zmniejsza odpowiedź fotofobową w teście preferencji światłai ciemności 8. Stosując ten sam test, niedawno zidentyfikowano dwie symetryczne pary neuronów, które zmieniają preferencje świetlne trzeciego stadium larwalnego Drosophila9. Te dwie pary neuronów mogą funkcjonować w późnych stadiach larwalnych, kiedy zwierzęta opuszczają pokarm, aby przypuszczalnie znaleźć odpowiednie miejsce do przepoczwarzenia. Jednak pytanie, w jaki sposób szlaki wzrokowe oddziałują na siebie i kontrolują zachowanie wzrokowe larw w sposób okołodobowy, pozostaje w dużej mierze bez odpowiedzi. Test preferencji świetlnej umożliwia porównania między okołodobowymi punktami czasowymi, liniami muchowymi i stanem okołodobowym przy różnych jakościach światła. Test jest łatwy w przygotowaniu i niedrogi, a wcześniej był przydatny w kilku laboratoriach do opisywania i badania zachowania larw w świetle pochodzącym ze światła.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Hodowla larw

  1. Szczepy much lub krzyżówki genetyczne należy przechowywać w kulturze masowej w temperaturze 25 °C na pożywce z mączki kukurydzianej w 12-godzinnym cyklu światła i 12-godzinnej ciemności w inkubatorze dla much wyposażonym w światło i timer.
  2. Rozcieńczyć drożdże podkładowe w wodzie, aby uzyskać płynną pastę (10 g drożdży podkładowych rozcieńczonych 3-4 ml destylowanegoH2O). Dodaj małą kroplę do pokarmu z mąki kukurydzianej i przykryj fiolki. Pozostaw do wyschnięcia na co najmniej godzinę, aby uniknąć przyklejania się dorosłych much do pasty drożdżowej. Umieszczenie małej kropli drożdży rozcieńczonych w wodzie na powierzchni żywności może poprawić składanie jaj. Alternatywnie można użyć pasty drożdżowej piekarskiej, 20% kwasu octowego (AcOH) (Sigma Aldrich, Szwajcaria A6283-100ML). W tym celu zanurz końcówkę patyczka higienicznego w roztworze i rozprowadź na powierzchni żywności z mączki kukurydzianej.
  3. Umieść dorosłe muchy (w wieku co najmniej czterech dni, ale nie starsze niż dziesięć dni) w fiolkach z mąką kukurydzianą. Do każdej fiolki należy umieścić wystarczającą liczbę osobników dorosłych w celu uzyskania wystarczającej liczby larw, aby powtórzyć test preferencji kilka razy i umożliwić porównanie statystyczne. W przypadku krzyżówek genetycznych zazwyczaj używamy co najmniej 20 samic i 5-10 samców na fiolkę, ale niektóre linie wymagają więcej samic, aby uzyskać wystarczającą ilość potomstwa larwnego.
  4. Pozwól dorosłym osobnikom złożyć jaja przez 12 godzin i przenieś je do nowych fiolek. Dorośli mogą być przenoszeni rano i wieczorem. Zazwyczaj przenosimy dorosłe osoby na siedem do dziesięciu dni i w razie potrzeby przyjmujemy nowe osoby dorosłe.
  5. Przechowuj kolekcje jaj pobierane co 12 godzin w inkubatorze i pozwól larwom rosnąć w temperaturze 25 °C, 12-godzinnym cyklu światła i 12-godzinnym ciemnym cyklu i wilgotności 60%. Aby przetestować okołodobowe składniki zachowania wzrokowego, przenieś larwy do stałej ciemności (DD) 48 godzin po zebraniu jaj (co odpowiada cyklom dwóch świateł-ciemność). W tym celu użyj oddzielnego inkubatora bez światła, ale wszystkie inne warunki, takie jak temperatura i wilgotność, powinny być identyczne. Należy pamiętać, aby przenieść fiolki do inkubatora DD tuż przed przejściem do fazy ciemnej. Przed przeniesieniem fiolek do innego inkubatora należy umieścić fiolki w pudełku tekturowym lub owinąć je folią aluminiową, aby zapobiec ekspozycji na światło podczas przenoszenia (pakowanie w pudełko tekturowe lub owijanie musi odbywać się w "fazie światła" przed zmianą między inkubatorami). Po tym czasie i do czasu rozpoczęcia eksperymentów należy chronić zwierzęta przed jakąkolwiek ekspozycją na światło.
  6. Po 4 dniach (od 84 do 108 godzin od złożenia jaj) należy zebrać wczesne L3 (żerujące larwy) w punktach czasowych, które mają być badane (patrz 4. Test preferencji światła, punktowy. pkt 4.4.).

2. Konfiguracja testowa

  1. Wykonuj eksperymenty w ciemnym pomieszczeniu o stałej temperaturze i wilgotności.
  2. Aby utrzymać dwie ćwiartki szalki Petriego w ciemności, przykryj pokrywkę czarną taśmą i folią aluminiową. W tym celu zaznacz środek obwodu powieki. Zaznacz również cztery punkty na obramowaniu pokrywy z 90 ° separacji między nimi. Aby to ułatwić, narysuj kwadrat o długości 20 cm podzielony na cztery ćwiartki o długości 10 cm na kartce papieru lub za pomocą komputera. Wytnij 10 cm kwadraty folii aluminiowej i czarnej taśmy (Rysunek 1A). Przykryj dwie przeciwległe ćwiartki, przyklejając kwadrat folii aluminiowej, jako pierwszą warstwę i czarną taśmę zakrywającą go, uważając, aby zakryć również krawędź pokrywy.
    W przeszłości stosowano dwie nieco odmienne formy tych testów. Używamy tutaj testu "ćwiartki płytki", w którym szalka Petriego jest podzielona na cztery równe ćwiartki10. W alternatywnym teście "półpłytkowym" szalkę Petriego dzieli się na pół (połowa wystawiona na działanie światła, połowa w ciemności)1,7,8. Do dnia dzisiejszego nie opublikowano żadnych istotnych różnic między tymi dwoma testami.
  3. Przyklej arkusz ćwiartki, taki jak ten używany do oznaczania pokrywek, tuż pod źródłem światła na stole. Zaznacz obwód szalki Petriego wyśrodkowanej na przecięciu kwadrantów. Użyj znaków jako odniesienia, aby umieścić płytkę testową zawsze w tej samej pozycji pod źródłem światła.
  4. Zainstaluj lampę, zwykłą białą żarówkę (Phillips, Softtone 5W) lub lampę LED (LED lamp, 80012 White, Osram) nad szalką Petriego za pomocą żelaznej podstawki (Fisher Scientific, S47808). Wyreguluj wysokość w taki sposób, aby cała płytka testowa była równomiernie oświetlona. Zdecydowanie zalecamy stosowanie lamp LED, ponieważ emitują one bardziej określone długości fal niż konwencjonalne żarówki. Co więcej, diody LED emitują mniej ciepła.
  5. Dostosuj natężenie światła za pomocą fotometru (Environment Meter PCE EM882). Aby osiągnąć wymagane natężenie światła 350-760 luksów, przesuń lampę w górę lub w dół w zależności od potrzeb. Podłączenie lampy do regulowanego źródła zasilania zapewnia większą elastyczność w zakresie zmiany intensywności bez przesuwania lampy (Rysunek 1B).

3. Przygotowanie talerzy

  1. Przygotować 200 ml 2,5% agaru (Sigma-Aldrich, Szwajcaria A5093-500G) z podwójnie destylowaną wodą (Millipore).
  2. Umieść szalki Petriego na stole (średnica 90 mm; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria) w rzędach, aby umożliwić nalewanie gorącej agarozy.
  3. Gotuj agarozę w kuchence mikrofalowej, aż roztwór będzie całkowicie przezroczysty i płynny. Upewnij się, że płynny roztwór nie zawiera pęcherzyków. ostrożność: Ostrożnie przetransportuj na stół, ponieważ roztwór może być bardzo gorący!
  4. Wlej gorącą agarozę do szalek Petriego, aż cała powierzchnia zostanie jednorodnie pokryta cienką warstwą roztworu, wystarczą około dwóch lub trzech milimetrów. Bądź szybki, aby zapobiec krzepnięciu agarozy przed pokryciem wszystkich płytek. Pozwól talerzom ostygnąć. Przechowuj talerze w temperaturze pokojowej i używaj ich tylko w tym samym dniu przygotowania.

4. Test preferencji światła

  1. Pracuj w warunkach czerwonego światła w pomieszczeniu eksperymentalnym, aby zapobiec wpływowi światła przed testem, ponieważ Drosophila nie jest w stanie wyczuć czerwonych długości fal światła. Użyj czerwonej żarówki (Phillips, PFE712E*8) zamontowanej w lampie, aby oświetlić miejsce pracy.
  2. Utrzymywać temperaturę w temperaturze 25 °C przez wszystkie doświadczenia. W razie potrzeby kontrolować temperaturę w pomieszczeniu za pomocą grzałki lub urządzenia chłodzącego.
  3. Weź trochę pokarmu z fiolek hodowanych przez dwudniowe cykle w ciągłej ciemności (z sekcji 1). Ponieważ larwy zwykle kopią na powierzchni pokarmu, weź najwyższą warstwę (o głębokości około 5 mm) za pomocą szpatułki (Fisher Scientific, 14-373-25A). Rozłóż jedzenie na zewnętrznej stronie pokrywki szalki Petriego, dodaj trochę wody i delikatnie wymieszaj szpatułką.
  4. Zbierz karmiące larwy L3 z pożywienia. Ponieważ preferencja świetlna zostanie przetestowana, wybór tylko wczesnych/żerujących larw L3 ma kluczowe znaczenie, ponieważ zapewniona jest ujemna fototaksja. Spóźnione/wędrujące larwy L3 lub duże larwy pełzające po pożywieniu prawdopodobnie już zmieniły swoje fotozachowanie. Żerowanie larw L3 (negatywowa fototaktyka) można rozpoznać po tym, że ich przednie przetchlinki są otwarte i wystają na zewnątrz w formie przypominającej palec. Przetchlinki tylne mają po trzy otwory i cztery grupy dużych rozgałęzionych włosów. Gruczoły ślinowe rozciągają się do drugiego segmentu brzusznego11. Hodowla larw pod mikroskopem jest wygodna, podczas gdy nie należy używać białego światła. Lampa światła czerwonego jest niezbędna do oświetlenia larw, jeśli są one poddawane ocenie pod mikroskopem stereoskopowym przed rozpoczęciem eksperymentów.
  5. Umyj larwy krótko w wodzie z kranu i zbierz wcześnie żerujące larwy w trzecim stadium (nadal w czerwonym świetle). Przed przeniesieniem larw na płytkę testową należy pobrać larwy mokrym pędzlem i ostrożnie wchłonąć nadmiar wody ręcznikiem papierowym lub bibułą filtracyjną. Nie susz larw zbyt mocno, ponieważ może to zaszkodzić zwierzęciu i wpłynąć na jego zachowanie.
  6. Za pomocą mokrego pędzla ostrożnie przenieś larwy na talerze. Umieść grupę około 30 larw na środku płytki. Przykryć płytkę przykrytą pokrywką już przygotowaną z kwadrantami i umieścić płytkę pod źródłem światła, aby była gotowa do eksperymentu (patrz sekcja 2).
  7. Włącz białe światło lamp i uruchom timer. Pozwól larwie swobodnie poruszać się po płytce przez 5 minut, a następnie szybko zdejmij pokrywkę i policz liczbę larw w ciemności i jasnych kwadrantach. Oznaczenie pozycji każdej larwy markerem może ułatwić liczenie. Alternatywnie zrób zdjęcie płytki i policz a posteriori. Larwy wykazujące niejasną preferencję świetlną, takie jak larwy pełzające po ścianach lub zagrzebujące się w agarze powinny być traktowane jako preferencje neutralne i po prostu powinny być uwzględniane w całkowitej liczbie larw przy obliczaniu wskaźnika preferencji świetlnej.
  8. Po policzeniu wyrzuć płytkę z larwami i zastąp ją nową płytką testową do następnego eksperymentu. Zbierz zużyte talerze w plastikowej torbie autoklawu do późniejszej obsługi i utylizacji.
  9. Po przeprowadzeniu wystarczającej liczby eksperymentów można przetestować nowy genotyp. Do analizy wystarczy 10-15 prób na genotyp.

5. Analiza danych

  1. Dla wygody przenieś dane do arkusza danych w formacie Excel (Microsoft) lub Origin (Origin Lab) na komputerze w celu dalszej analizy statystycznej. Ułóż w jednej kolumnie liczbę zwierząt w ciemności, w drugiej liczbę zwierząt w jasnych kwadrantach, a w trzeciej całkowitą liczbę zwierząt na tablicy (w tym "neutralne" larwy).
  2. Oblicz wskaźnik preferencji (PREF) dla ciemności dla każdego eksperymentu, korzystając z następującego wzoru:
    PREF(ciemność) = (liczba larw w ciemności - liczba larw w świetle)/całkowita liczba larw
  3. Porównaj statystycznie zestaw danych z odpowiednią analizą dla grup. Tutaj używamy testu Wilcoxona, aby porównać statystycznie dwie grupy. Test ANOVA z wielokrotnym porównaniem Tukeya post hoc można przeprowadzić, jeśli w porównaniu grup rozmaitości spełnione jest założenie rozkładu normalnego.
  4. Twórz wykresy, które wyraźnie pokazują porównania między liniami i punktami czasowymi w całym cyklu dnia. Korzystamy z oprogramowania Origin (Origin Lab) do testowania istotności statystycznej i generowania odpowiednich wykresów, ale każde inne oprogramowanie statystyczne może być pomocne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z opisanym powyżej protokołem, zbadaliśmy preferencję światła i ciemności we wczesnym trzecim stadium larwalnym much typu dzikiego Canton-S w dwóch różnych czasach okołodobowych: CT0 i CT12. Dorosłe osobniki hodowano w cyklu 12 h światła i 12 h ciemności, pozostawiając je do składania jaj przez 12 h. Larwy rozwijały się przez pierwsze dwa dni w tym samym reżimie światła i ciemności. Ponieważ chcieliśmy zbadać modulację okołodobową w warunkach stałych (swobodny bieg zegara biologicznego), larwy przeniesiono następ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisany test preferencji świetlnej wykorzystuje wrodzone fotozachowanie larw. Test jest łatwy do ustalenia, pozwala na wiele powtórzeń przy niskich kosztach i dostarcza cennych informacji na temat wykrywania i przetwarzania światła. Paradygmat eksperymentalny pozwala na stosunkowo szybkie określenie ilościowe, ile osób preferuje światło lub ciemność. Taka preferencja może być wyświetlana jako surowe wartości procentowe lub alternatywnie jako wskaźnik preferencji (PREF). PREF jest wyrażony jako różnica między zwierzętami,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy naszym kolegom z Wydziału Biologii Uniwersytetu we Fryburgu za owocne dyskusje. Dziękujemy Bloomington Stock Center za udostępnienie zapasów much. Prace te były wspierane finansowo przez Szwajcarską Narodową Fundację Nauki (PP00P3_123339) i Fundację Velux na rzecz S.G.S.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AgarSigma-AldrichA5093-500G2,5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Szwajcaria Szalki
PetriegoGreiner Bio-One GmbH633180średnica 90 mm; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria
Lampa LEDOSARAM80012 Białalampa LED, 80012
Biały miernik środowiskaPCEPCE EM882Lux, Temp, RH%
Szafa termostatycznaAqua Lytic (Liebherr)ET636-6
Zegar świetlnyTimer T6185.104230V/50HZ (sprawdź specyfikacje dla swojego kraju)
Uniwersalny termostatConradUT200
NawilżaczBoneco
Taśma Balck5 cm Lampa
inkubatoraUhu
Zegar czasowyZilissZiliss, Szwajcaria
Excel OprogramowanieMicrosoftExcel
Origin Software 8.5OriginLab
Backer YeastMigros Szwajcaria
Żelazny stojak 17X28CMFisher ScientificS47808
Kwas octowySigma AldrichA6283-100ML20% kwas octowy rozcieńczony w H2O
Lampa światła czerwonegoPhillipsPFE712E*8C
Szpatułka Fisher Scientific14-373-25A
ZasilaczEAEA PS 2042-06BOpcjonalnie
Folia aluminiowaGrzejnik Prix Coop
Intertronic
Standardowa mączka kukurydziana Pokarm
Woda destylowana
Tesa Klej Phillips Softtone 5W Kuchenka mikrofalowa GOON NSB200C dla much

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development. J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).
  2. Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates. Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).
  3. Sprecher, S. G., Desplan, C. Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons. Nature. 454, 533-537 (2008).
  4. Xiang, Y., et al. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
  5. Diaz, N. N., Sprecher, S. G. Photoreceptors: unconventional ways of seeing. Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).
  6. Emery, P., et al. Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor. Neuron. 26, 493-504 (2000).
  7. Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response. Neuron. 45, 293-300 (2005).
  8. Keene, A. C., et al. Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment. J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).
  9. Gong, Z. F., et al. Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference. Science. 330, 499-502 (2010).
  10. Lilly, M., Carlson, J. smellblind: a gene required for Drosophila olfaction. Genetics. 124, 293-302 (1990).
  11. Bodenstein, D. The postembryonic development of Drosophila. Biology of Drosophila. Demerec, M. , John Wiley & Sons. 275-367 (1950).
  12. Pittendrigh, C. S. Circadian systems: Entrainment. Biological Rhythms. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, Plenum. 95-124 (1981).
  13. Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila. Neuron. 74, 706-718 (2012).
  14. Keene, A. C., Sprecher, S. G. Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae. Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).
  15. von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae. Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

cyrkadialne fotozachowaniatest preferencji wiat o ciemnoanaliza fototaksjiobliczanie indeksu preferencjiinkubacja w sta ej ciemno cio wietlanie lamp LEDokre lanie stadium larwalnegozachowanie fotofobiczne

Powiązane artykuły