Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Synteza i działanie mikrownęk z rdzeniem fluorescencyjnym w detekcji refraktometrycznej

12.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50256

⸱

13 marca 2013

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physics, University of Alberta

W tym artykule

Podsumowanie

Czujniki mikrownękowe z rdzeniem fluorescencyjnym wykorzystują powłokę z kropek kwantowych o wysokim indeksie w kanale mikrokapilar krzemionkowych. Zmiany współczynnika załamania światła płynów pompowanych do kanału kapilarnego powodują przesunięcia w widmie fluorescencji mikrownęki, które można wykorzystać do analizy ośrodka kanałowego.

Streszczenie

Ten artykuł omawia czujniki oparte na mikrownękach z rdzeniem fluorescencyjnym, które mogą działać w konfiguracji analizy mikroprzepływowej. Struktury te opierają się na tworzeniu fluorescencyjnej powłoki kropki kwantowej (QD) na powierzchni kanału konwencjonalnej mikrokapilarnej. Krzemowe QD są szczególnie atrakcyjne do tego zastosowania, częściowo ze względu na ich znikomą toksyczność w porównaniu z QD ze związków II-VI i II-VI, które są substancjami kontrolowanymi prawnie w wielu krajach. Podczas gdy pasmo emisyjne zespołu jest szerokie i pozbawione cech, film Si-QD na ścianie kanału kapilarny zawiera zestaw ostrych, wąskich pików w widmie fluorescencji, odpowiadających rezonansom elektromagnetycznym dla światła uwięzionego w filmie. Szczytowa długość fali tych rezonansów jest wrażliwa na ośrodek zewnętrzny, dzięki czemu urządzenie może działać jako czujnik refraktometryczny, w którym QD nigdy nie wchodzą w fizyczny kontakt z analitem. Szczegółowo omówiono metody eksperymentalne związane z wytwarzaniem mikrokapilar z rdzeniem fluorescencyjnym, a także metody analizy. Na koniec porównano te struktury z szerzej badanymi rezonatorami pierścieni optycznych z rdzeniem ciekłym pod względem możliwości wykrywania mikroprzepływowego.

Wprowadzenie

Chemiczne systemy wykrywania, które wymagają tylko małych objętości próbek i które mogą być włączone do urządzeń przenośnych lub obsługiwanych w terenie, mogą prowadzić do rozwoju szerokiej gamy nowych technologii. Technologie te mogą obejmować diagnostykę terenową pod kątem chorób i patogenów,1 zanieczyszczeń środowiska,2 oraz bezpieczeństwa żywności. 3 Aktywnie badanych jest kilka technologii mikroprzepływowych czujników chemicznych, z których najbardziej zaawansowane należą urządzenia oparte na fizyce powierzchniowych rezonansów plazmonowych (SPR). 4 Czujniki te są obecnie w stanie wykrywać wiele specyficznych biomolekuł i osiągnęły sukces komercyjny, choć głównie jako sprzęt laboratoryjny na większą skalę. 5

W ostatnich latach mikrownęki optyczne zaczęły konkurować z systemami opartymi na SPR. Mikrojamy mogą być zadziwiająco czułe, z wykazaną zdolnością do wykrywania pojedynczych wirusów6 , a być może nawet pojedynczych biomolekuł7 (te ostatnie pozostają przedmiotem pewnej debaty8, jednak nie ma wątpliwości, że granice wykrywalności masy są niewielkie9 ). W mikrownękach mechanizm detekcji opiera się na zmianach rezonansów optycznych spowodowanych obecnością analitu w profilu pola elektrycznego rezonansu. Zazwyczaj dany analit powoduje zmianę rezonansu w częstotliwości centralnej, widoczności lub szerokości linii. Podobnie jak w przypadku systemów SPR, mikrownęki mogą działać jako niespecyficzne czujniki refraktometryczne lub jako bioczujniki funkcjonalizowane do określonej analizy.

Mikrostruktury dielektryczne o okrągłym przekroju (np. mikrosfery, dyski lub cylindry) charakteryzują się rezonansami elektromagnetycznymi znanymi jako tryby galerii szeptanej lub WGM, termin sięgający badań Lorda Rayleigha nad analogicznymi efektami akustycznymi. 10 Zasadniczo, optyczny WGM występuje, gdy fala okrąża okrągły przekrój poprzeczny dzięki całkowitemu wewnętrznemu odbiciu i powraca do punktu początkowego w fazie. Przykład rezonansu elektromagnetycznego dla mikrosfery krzemionkowej zilustrowano na rysunku 1a. Rezonans ten charakteryzuje się jednym maksimum w kierunku radialnym (n = 1), podczas gdy wokół równika mieszczą się łącznie 53 długości fal (l = 53), z których pokazane są tylko niektóre z nich. Ulotna część natężenia pola rozciąga się na ośrodek znajdujący się poza granicą sfery; w ten sposób mikrosfera WGM może wykrywać ośrodek zewnętrzny.

Kapilary są szczególnie interesującym przykładem czujnika opartego na WGM. W kapilarze cylindryczne WGM mogą tworzyć się wokół okrągłego przekroju poprzecznego, podobnie jak w przypadku kuli. Jeśli ścianka kapilary jest bardzo cienka, część pola elektromagnetycznego rozciąga się do kanału kapilarnego (rysunek 1b). W ten sposób kapilara może być czujnikiem mikroprzepływowym dla analitów wstrzykiwanych do kanału. Jest to podstawa działania rezonatora z pierścieniem optycznym z ciekłym rdzeniem (LCORR). 11 LCORR opiera się na ulotnym sprzężeniu światła z precyzyjnie dostrojonego źródła laserowego w celu sondowania WGM. Ważnym aspektem LCORR jest to, że ścianki kapilary muszą być cienkie (~1 μm), aby zapewnić, że tryb próbkuje medium kanałowe. Stwarza to pewne trudności w ich wytwarzaniu i powoduje, że są one kruche mechanicznie.

W naszej pracy opracowaliśmy alternatywną strukturę, którą nazywamy mikrownęką rdzenia fluorescencyjnego (FCM). 12,13 Aby utworzyć FCM, pokrywamy ściany kanału kapilary fluoroforem o wysokim współczynniku załamania światła (w szczególności warstwą krzemowych kropek kwantowych osadzonych w tlenku). Wysoki indeks folii jest wymagany do ograniczenia emitowanego promieniowania, a tym samym do budowy WGM (rysunek 1c). W przeciwieństwie do LCORR, w FCM mody pojawiają się jako ostre maksima w emitowanym widmie fluorescencji. Grubość folii jest niezwykle ważna; jeśli jest zbyt gruby, WGM nie pobiera próbki medium w kanale kapilarnym, a jeśli jest zbyt cienki, utracono uwięzienie optyczne i WGM stają się słabe. W związku z tym wytwarzanie FCM jest trudnym procesem, wymagającym starannego przygotowania. Jest to główny temat niniejszego artykułu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie materiałów

  1. Mikrokapilary Należy pozyskać kapilary kwarcowe od dostawcy komercyjnego. My kupujemy kapilary od firmy Polymicro Technologies. Należy wybrać małą średnicę wewnętrzną (~25 - 30 μm) dla szerzej rozdzielonych rezonansów spektralnych (t.j. większego wolnego zakresu spektralnego) lub większą średnicę wewnętrzną (~100 μm) dla rezonansów rozmieszczonych gęściej i o wyższych dobrociach. Duża średnica zewnętrzna zapewnia trwałość FCM i łatwość manipulacji.
    1. Kapilary są dostarczane w kolorowej osłonie polimidowej, którą należy najpierw usunąć. Za pomocą diamentowego przecinaka do włókien należy odciąć z rolki odcinki kapilary o długości około 10 cm. Każdy odcinek stanowi jedną próbkę. Należy poddać je działaniu temperatury w piecu rurkowym w 650 °C przez jedną godzinę w atmosferze tlenu, aby wypalić powłokę. Proces ten usuwa materiał osłony, odsłaniając znajdującą się wewnątrz kapilarę kwarcową. Po ochłodzeniu do temperatury pokojowej należy wyjąć kapilary z łódeczki grzejnej.
  2. Roztwory wodoru silseskwioksanu Donosi się, że wodór silseskwioksan (HSQ) składa się z cząsteczek H12Si8O12 o strukturze klatkowej.14 Materiał ten jest dostępny komercyjnie w ofercie firmy Dow Corning. Należy zakupić HSQ w jednym z roztworów z serii FOx (tlenki płynne), takich jak FOx-15. Roztwory te są kosztowne i mają ograniczony okres przydatności, dlatego wymagane jest dokładne planowanie. Odparowanie rozpuszczalnika MIBK zapewnia stężenie HSQ wynoszące około 18% wagowo. Jeśli stężenie HSQ będzie zbyt niskie, w filmie mogą nie powstać kropki kwantowe. Jeśli będzie zbyt wysokie, filmy mogą być zbyt grube i odwarstwić się od powierzchni kanału kapilary. W naszym doświadczeniu, dla kapilary o średnicy wewnętrznej 25-30 μm, najlepszy jest roztwór FOx zawierający ~25% wag. HSQ. W związku z tym może być konieczne odparowanie lub dodanie większej ilości rozpuszczalnika HSQ (dbając o to, aby był suchy) w celu dostosowania stężenia. Trudno określić, czy konieczne jest rozcieńczenie czy zagęszczenie, bez metody prób i błędów; t.j. należy przygotować kilka próbek i zbadać wyniki, jak omówiono poniżej.

2. Wytwarzanie kapilar powlekanych

  1. Napełnianie kapilary Należy wziąć fragmenty kapilar przygotowane w kroku 1.1 i zanurzyć je w roztworze FOx. Po zanurzeniu kapilary w roztworze powinno być możliwe wizualne śledzenie menisku wznoszącego się w kanale, w miarę jak roztwór jest wciągany do kapilary (Rycina 2a).
    1. Gdy menisk dotrze do góry, należy wyjąć kapilarę i umieścić ją w szklanym tyglu do wyżarzania. Powinna być ona teraz całkowicie wypełniona roztworem FOx. Należy powtórzyć tę czynność dla jak największej liczby próbek, aby zwiększyć szanse na sukces. Zazwyczaj opracowujemy partie po 20-30 sztuk i stosujemy dwa różne stężenia roztworów HSQ wyrażone masowo. Kapilary napełniamy na powietrzu, jednak jeśli to możliwe, zaleca się przechowywanie schłodzonego roztworu FOx w rękawicy laboratoryjnej (glovebox), aby zminimalizować ekspozycję roztworu na tlen i parę wodną. Nawet niewielka ekspozycja może doprowadzić do żelowania roztworu.
  2. Wyżarzanie Wyżarzanie kapilar odbywa się w procesie dwuetapowym. Wyżarzanie powoduje odparowanie rozpuszczalnika i zapadnięcie się struktury klatkowej HSQ, co prowadzi do utworzenia filmu SiOx przylegającego do ścianek kanału. Wyżarzanie w wyższych temperaturach powoduje dysproporcjonowanie filmu SiOx do kropek kwantowych Si rozproszonych w matrycy krzemionkowej. Etapy wyżarzania obejmują 30-minutowy wzrost temperatury z temperatury pokojowej do 300 °C, przetrzymanie przez 3 h w celu odparowania rozpuszczalnika, następnie wzrost do 1 100 °C w ciągu 45 min oraz przetrzymanie przez jedną godzinę w celu wytrącenia kropek kwantowych (QDs).
    1. Należy pozwolić kapilarom powoli ostygnąć (~12 h) do temperatury pokojowej. Pomaga to zminimalizować pękanie filmu osadzonego na ściance kapilary wynikające z naprężeń. Prawdopodobnie można stosować inne protokoły wyżarzania, które mogą być bardziej niezawodne, jednak etap wyżarzania w wysokiej temperaturze (1 000-1 100 °C) jest zawsze niezbędny do utworzenia kropek kwantowych. Po zakończeniu tego kroku powinno się (miejmy nadzieję) otrzymać 20-30 kapilar z warstwą fluorescencyjnych kropek kwantowych osadzonych w matrycy krzemionkowej pokrywającej ścianki kanału.

3. Charakterystyka

  1. Kontrola próbek Mikroskop fluorescencyjny, na którym zamocowane są kapilary, musi umożliwiać obrazowanie i spektroskopię w zakresie długości fal od 700 do 900 nm. Do tego celu odpowiednie są układy epifluorescencyjne lub konfokalne. Umieść rząd wybranych kapilar na stoliku w taki sposób, aby można było łatwo przemieszczać się między nimi w celu szybkiej analizy wizualnej (Rysunek 2b). Wzbudź kapilarę promieniowaniem niebieskim lub UV, albo w przestrzeni wolnej na stoliku mikroskopu, albo bezpośrednio przez obiektyw za pomocą filtra dichroicznego, a następnie obserwuj obraz fluorescencji przez okulary lub kamerę kolorową.
    1. Obserwuj fluorescencję kapilar. Jeśli proces wytwarzania przebiegł pomyślnie, kapilary będą wykazywać jasną czerwoną fluorescencję. Jest to pierwszy wskaźnik odpowiedniej próbki. Kapilary wykazujące fluorescencję pomarańczowo-żółtą (zamiast koloru czerwonego kojarzonego z kropkami kwantowymi QD) zazwyczaj nie posiadają pożądanych właściwości optycznych. Takie próbki mają tendencję do częstszego powstawania w roztworach o niskim stężeniu HSQ. Niektóre kapilary mogą w ogóle nie wykazywać fluorescencji; w takim przypadku film QD nie utworzył się i kapilarę można odrzucić (ostre szkło). Jest to oznaka, że roztwór mógł nie zostać wciągnięty do kapilary lub miał zbyt niską zawartość HSQ. Wreszcie, niektóre próbki mogą wykazywać pęknięty lub teksturowany film; te również należy odrzucić.
    2. Odrzuć wszystkie próbki wspomniane w poprzednim kroku, z wyjątkiem tych, które wykazują jasną czerwoną fluorescencję charakterystyczną dla krzemowych QD.
  2. Weryfikacja obecności WGM w widmach fluorescencji Upewnij się, że obraz jest odpowiednio ustawiony na szczelinie wejściowej spektrometru i zarejestruj widmo fluorescencji. Dostosuj czas pomiaru tak, aby uzyskać akceptowalny stosunek sygnału do szumu. Wykonaj kalibrację długości fal i intensywności zgodnie z wymaganiami. Widma QD powinny być intensywne w zakresie długości fal od 700 do 900 nm. Widma zarejestrowane z obszaru odpowiadającego wewnętrznej ściance kapilary powinny wykazywać silne oscylacje wynikające z obecności cylindrycznych modów szeptającej galerii (WGMs); jest to przedostatni wymóg dla sprawnego czujnika refraktometrycznego.
    1. Niektóre próbki mogą wykazywać jasną czerwoną fluorescencję QD, ale brak im oscylacji WGM w widmie. Jest to wskazówka, że film QD pękł lub odwarstwił się od ścianki kapilary, co niszczy rezonanse optyczne. Odrzuć kapilary bez WGM. Na tym etapie pozostaje jedynie (zazwyczaj niewielka) frakcja próbek spełniających wymagania dla czujnika. Pozostaje do wykonania ostatni test.
  3. Analiza refraktometryczna Przymocuj wybrane kapilary do rurek z polietylenu, tygonu, teflonu lub innego materiału chemicznie kompatybilnego z zamierzonymi roztworami analitycznymi, których średnica wewnętrzna powinna być nieco większa niż średnica zewnętrzna kapilary. Wybór rurek powinien być dokonany w taki sposób, aby nie reagowały one z roztworami pompowanymi do kapilary.
    1. Użyj dobrego kleju do przymocowania szklanej kapilary do rurki; w przeciwnym razie połączenie kapilary z rurką będzie nieszczelne. Satysfakcjonujące wyniki osiągamy stosując Norland NOA-76 lub żelowy klej błyskawiczny Mascot. Wybór kleju zależy od jego przyczepności do szklanej kapilary i rurki oraz braku reakcji z cieczami w kanale. Zachowaj ostrożność, aby klej nie dostał się do kanału kapilary i go nie zablokował.
    2. Połącz rurkę za pomocą strzykawki z systemem mikropompowym. Do wyznaczenia czułości refraktometrycznej urządzenia można użyć związków o znanych współczynnikach załamania światła, takich jak metanol, etanol i woda. Jest to końcowy test sprawnego czujnika. Pompuj każdą ciecz po kolei do kapilary, dbając o to, aby nie rozszczelnić połączenia klejowego między kapilarą a rurką (Rysunek 2c).
    3. Zarejestruj widma dla każdej cieczy wewnątrz kapilary. Użyj analizatora w torze światła, aby odróżnić WGM o polaryzacji TE (analizator równolegle do osi kapilary) od WGM o polaryzacji TM (analizator prostopadle do osi kapilary). Powinno nastąpić przesunięcie długości fali rezonansów WGM, zarówno dla TE, jak i TM, dla każdego innego roztworu w kapilarze. Jeśli nie obserwuje się przesunięcia, film z kropek kwantowych jest zbyt gruby i WGM nie próbkują w wystarczającym stopniu ośrodka w kanale. W udanych próbkach obserwujemy czułość zazwyczaj od 5 do 15 nm na jednostkę współczynnika załamania roztworu (RIU). Prawie wszystkie próbki wykazujące WGM wykazują mierzalną czułość; jednak zazwyczaj tylko niewielka część przygotowanych kapilar wykazuje WGM.

4. Analiza danych

  1. Pozyskiwanie widm fluorescencji Należy zarejestrować widmo fluorescencji próbki. W zastosowaniach do biosensingu powierzchnia kanału musi zostać uprzednio zfunkcjonalizowana pod kątem specyficznych analitów. Powierzchnia filmu QD składa się zasadniczo z krzemionki, dlatego istnieje wiele receptur modyfikacji powierzchniowej. Niezależnie od zastosowania, ostatnim etapem jest przetwarzanie i analiza danych.
    1. Osiągnięcie niskich granic detekcji wymaga pomiaru niewielkich przesunięć spektralnych – idealnie „rozdzielczość przesunięcia” powinna być znacznie mniejsza niż nominalna rozdzielczość lub skok spektrometru. Z tego powodu podczas przetwarzania widma należy zachować szczególną ostrożność. W szczególności w wielu spektrometrach obrazujących widmo może nie być rzutowane idealnie poziomo na detektor CCD; w związku z tym, jeśli pomiędzy analizami obraz próbki przesuwa się pionowo na szczelinie, mogą zostać uzyskane fałszywe przesunięcia spektralne. Należy podjąć wszelkie niezbędne środki, aby temu zapobiec; np. użyć wzorca kalibracyjnego do wyznaczenia kąta rzutowanego widma i jego korekcji, zminimalizować dryf próbki oraz zapewnić wykorzystanie tych samych pikseli CCD do pozyskania wszystkich widm.
      Przykład obrazu spektralnego przedstawiono na Rysunku 3, gdzie mody widoczne są jako silne oscylacje w miejscach odpowiadających ściankom kanału. Należy użyć kodu komputerowego w programie Mathematica (lub innego preferowanego przez zespół), aby zaimportować obrazy spektralne, wyeksportować jednowymiarowe dane spektralne oraz przeprowadzić dopasowanie krzywej i analizę Fouriera przesunięć WGM, jak opisano poniżej.
  2. Dopasowanie krzywej Wyznaczono długość fali szczytu WGM, aby zmierzyć niewielkie przesunięcia spektralne spowodowane obecnością analitów w kanale FCM. Pojedynczy mod dopasowuje się do funkcji opisującej kształt widma – jest to powszechny sposób wyznaczania położenia szczytu. W przypadku idealnym będzie to funkcja Lorentza (z odpowiednią konwersją z jednostek długości fali na częstotliwość za pomocą wzoru δλ = │-cδf/f2│, gdzie c to prędkość światła):
    Wzór na odpowiedź częstotliwościową P(f); analiza spektralna, analiza kształtu fali, koncepcja matematyczna.
    W równaniu 1 A jest parametrem skalującym, a f0 częstotliwością centralną. Niestety, FCM-y nie stanowią przypadku idealnego.
    1. W wnękach cylindrycznych WGM są skośne w stronę wyższych częstotliwości, prawdopodobnie z powodu powstawania rezonansów spiralnych (WGM z niezerową składową osiową wektora falowego).15 W związku z tym dopasowania lorentza dają słabe wyniki przy wyznaczaniu położenia szczytu. Niestety nie istnieje funkcja, która pasowałaby do rozkładu nakładających się funkcji Lorentza z spiralnych WGM. W poprzednich pracach 16 zasugerowano, że skośna funkcja Lorentza 17 zapewni lepsze dopasowanie:
      Funkcja odpowiedzi częstotliwościowej, wzór P(f), stosowany w analizie danych spektralnych, reprezentacja równania.
      Tutaj a i B są parametrami skośności. Jak widać na Rysunku 4, równanie 2 daje lepsze dopasowanie do danych niż równanie 1, ale niestety nie posiada ono podstaw fizycznych w teorii WGM.
  3. Analiza przesunięcia metodą Fouriera Alternatywnie dane można przetwarzać za pomocą dyskretnej transformaty Fouriera, a odpowiadające im przesunięcia fazowe mierzyć z widma Fouriera. Metoda ta wykorzystuje okresowość całego widma, w przeciwieństwie do stosowania pojedynczego, dowolnego WGM. Nie mierzy ona położenia długości fali szczytu, lecz ogólne przesunięcie danego widma WGM względem dowolnego widma referencyjnego.
    1. Aby uzyskać przesunięcie spektralne, należy wykorzystać różnicę faz Δφ dla wysokomocnej składowej Fouriera, która odpowiada głównej oscylacji spektralnej WGM. Odpowiada to rzeczywistemu przesunięciu częstotliwości WGM wynoszącemu:
      δf = Δφ(fmax - fmin)/(2πk),
      gdzie fmin i fmax to minimalna i maksymalna częstotliwość w widmach. Jednakże, jeśli użyje się tylko głównej składowej, wiele informacji może zostać utraconych; dodatkowo problemy z ucięciem sygnału mogą utrudnić określenie, która składowa jest główna. Często najlepsze wyniki wymagają metody prób i błędów w wyborze składowych Fouriera.
    2. Twierdzenie o przesunięciu wykorzystuje natomiast wszystkie składowe Fouriera. Zgodnie z tym, w przypadku czystego przesunięcia każda poszczególna składowa jest przesunięta proporcjonalnie do k (gdzie k jest numerem składowej). Innymi słowy, δφk = mk, gdzie współczynnik proporcjonalności m jest miarą rzeczywistego przesunięcia. Całkowite przesunięcie częstotliwości jest zatem dane wzorem:
      δf = m(fmax - fmin)/(2π) .
      Wymaga to wyznaczenia m z liniowego dopasowania do różnic faz ΔΦk dla niektórych lub wszystkich składowych Fouriera.
    3. W przypadku rzeczywistych danych relacja liniowa ΔΦk = mk będzie obarczona niepewnością wynikającą z szumu i sygnału tła, co może mieć istotny wpływ na niskomocne składowe Fouriera. Dlatego zaleca się zastosowanie ważonego dopasowania liniowego, w którym waga każdej składowej jest proporcjonalna do jej mocy, aby uzyskać nachylenie wykresu ΔΦk w funkcji k. Widmo można przefiltrować wokół głównej składowej przed dopasowaniem, aby usunąć zarówno wysokie częstotliwości (szum), jak i niskie częstotliwości (nie sprzężone tło fluorescencji). Przesunięcia częstotliwości z równania 4 są następnie przeliczane na jednostki długości fali.
    4. W przeciwieństwie do dopasowania krzywej, nigdy nie wyznacza się „długości fali” WGM, lecz mierzy się przesunięcie długości fali w całym widmie względem dowolnego widma referencyjnego. Procedurę tę powtarza się dla każdego analizowanego widma. Kroki tej procedury są następujące:
      1. Przelicz widma na jednostki częstotliwości, aby zapewnić stały wolny zakres spektralny.
      2. Wybierz zestaw danych referencyjnych (t.j. pierwsze widmo fluorescencji WGM), względem którego mierzone będą wszystkie przesunięcia.
      3. Interpoluj widma, aby uzyskać jednolity odstęp częstotliwości.18
      4. Wykonaj dyskretną transformatę Fouriera, aby uzyskać składowe mocy i fazy każdego widma.
      5. Wyznacz różnice faz dla wszystkich składowych k danego widma WGM, dla którego wymagana jest wartość przesunięcia, względem widma referencyjnego.
      6. Wyznacz przesunięcie fazowe, używając różnicy faz tylko głównej składowej Fouriera lub ważonego dopasowania liniowego wybranych składowych. Pozwoli to uzyskać przesunięcie fazowe δf lub δλ pomiędzy widmem WGM a widmem referencyjnym.
      7. Błędy w przesunięciach spektralnych (granicę detekcji) można zmierzyć, rejestrując powtarzalne widma dla tego samego analitu. Niepewność czułości można wyznaczyć z błędu ważonych dopasowań liniowych, jeśli użyto wielu składowych.

Powtórz kroki 1-7 dla każdej analizy. Choć procedura ta wydaje się skomplikowana, po wstępnym wdrożeniu jest łatwa do zautomatyzowania, co pozwala na przetwarzanie dużych zestawów danych w trybie wsadowym w celu znalezienia przesunięć. Używamy kodu Mathematica napisanego specjalnie do tej procedury, dzięki czemu kompletne zestawy danych mogą być przetwarzane wsadowo „za pomocą jednego przycisku”. W zasadzie przesunięcia widmowe mogą być obliczane nawet „na żywo”, choć dotychczas tego nie robiliśmy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niewielkie odchylenia w procedurze wytwarzania kapilar mogą prowadzić do znaczących zmian w odsetku udanych prób. Na Rysunku 5(a-d) przedstawiamy reprezentatywne przykłady nieudanych kapilar, jak i przykład kapilary udanej. Zazwyczaj wizualną oznaką udanej próbki jest czerwona fluorescencja połączona z wysoką intensywnością przy ściankach kapilary i jednorodnym wnętrzem. Widmo fluorescencji również wyraźnie wskazuje różnicę między sukcesem a niepowodzeniem (Rysunek 5e). Dobra próbka powi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mikrownęki z rdzeniem fluorescencyjnym mogą być używane jako czujniki refraktometryczne. Chociaż istnieją pojedyncze przykłady "zwiniętych" mikrorurek, które mogą działać jako czujniki mikroprzepływowe22, w porównaniu z mikrorurkami, kapilary będą łatwiejsze do zintegrowania z układami mikroprzepływowymi i będą miały znaczne zalety praktyczne, ponieważ są łatwe w obsłudze i łatwo można je połączyć z konfiguracją analityczną. Korzystając z konwencjonalnych metod analizy Fouriera, można wykryć przesunięcia długo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane przez NSERC, Kanada.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
mikrokapilary
elastyczne rurki z mikrootworamipolietylenowy, tygon itp
Maskotka, Norland NOA
HSQ rozpuszczony w MIBKem>np., FOx-15
metanol
etanol
woda

Tabela 1. Lista użytych materiałów.

krzemionkowe klej . <, destylowana

Bibliografia

  1. Mairhofer, J., Roppert, K., Ertl, P. Microfluidic Systems for Pathogen Sensing. A Review. Sensors. 9, 4804-4823 (2009).
  2. Jokerst, J. J., Emory, J. M., Henry, C. S. Advances in microfluidics for environmental analysis. Analyst. 137, 24-34 (2012).
  3. Neethirajan, N., Kobayashi, K., et al. Microfluidics for food, agriculture and biosystems industries. Lab on a Chip. 11, 1574-1586 (2011).
  4. Amarie, D., Alileche, A., et al. Microfluidic Devices Integrating Microcavity Surface-Plasmon-Resonance Sensors: Glucose Oxidase Binding-Activity Detection. Analytical Chemistry. 82, 343-352 (2010).
  5. Biacore Life Sciences [Internet]. , Biacore. Available from: http://www.biacore.com/lifesciences/index.html (2013).
  6. Vollmer, F., Arnold, S., Keng, D. Single virus detection from the reactive shift of a whispering-gallery mode. PNAS. 105, 20701-20704 (2008).
  7. Armani, A. M., Kulkarni, R. P., et al. Single-Molecule Detection with Optical Microcavities. Science. 317, 783-787 (2007).
  8. Arnold, S., Shopova, I., Holler, S. Whispering gallery mode bio-sensor for label-free detection of single molecules: thermo-optic vs. reactive mechanism. Optics Express. 18, 281-287 (2009).
  9. Vollmer, F., Braun, D., et al. Protein detection by optical shift of a resonant microcavity. Applied Physics Letters. 80, 4057-4059 (2002).
  10. Rayleigh, L. The problem of the whispering gallery. Philosophical Magazine. 20, 115-120 (1910).
  11. White, I. M., Oveys, H., Fan, X. Liquid-core optical ring-resonator sensors. Optics Letters. 9, 1319-1321 (2006).
  12. Rodriguez, J. R., Bianucci, P., et al. Whispering gallery modes in hollow cylindrical microcavities containing silicon nanocrystals. Applied Physics Letters. 92, 131119(2008).
  13. Bianucci, P., Rodriguez, J. R., et al. Whispering gallery modes in silicon nanocrystal coated microcavities. Physica Status Solidi A. 206, 965(2009).
  14. Hessel, C. M., Henderson, E. J., et al. Hydrogen Silsesquioxane: A Molecular Precursor for Nanocrystalline Si-SiO2 Composites and Freestanding Hydride-Surface-Terminated Silicon Nanoparticles. Chemistry of Materials. 18, 6139-6146 (2006).
  15. Poon, A. W., Chang, R. K., Lock, J. A. Spiral morphology-dependent resonances in an optical fiber: effects of fiber tilt and focused Gaussian beam illumination. Opt. Lett. 23, 1105-1107 (1998).
  16. Silverstone, J. W., McFarlane, S., Manchee, C. P. K., Meldrum, A. Ultimate resolution for sensing with microcavities. Optics Express. 20, 8284-8295 (2012).
  17. Stancik, A. L., Brauns, E. B. A simple asymmetric lineshape for fitting infrared absorption spectra. Vibrational Spectroscopy. 47, 66-69 (2008).
  18. Lomb, N. R. Least-squares frequency analysis of unequally spaced data. Astrophysics and Space Science. 39, 447-462 (1976).
  19. Scott, R. P. W. The thermodynamic properties of methanol-water association and its effect on solute retention in liquid chromatography. Analyst. 125, 1543-1547 (2000).
  20. Manchee, C. P. K., Zamora, V., et al. Refractometric sensing with fluorescent-core microcavities. Optics Express. 19, 21540-21551 (2011).
  21. Teraoka, I., Arnold, S. Enhancing Sensitivity of a Whispering Gallery Mode Microsphere Sensor by a High-Refractive Index Surface. Layer. J. Opt. Soc. Am. B. 23, 1434-1441 (2006).
  22. Huang, G., Bolanos Quinones, V. A., et al. Rolled-up optical microcavities with subwavelength wall thicknesses for enhanced liquid sensing applications. ACS Nano. 4, 3123-3130 (2010).
  23. Fan, X. D., White, I. M., et al. Overview of novel integrated optical ring resonator bio/chemical sensors. Proceedings of the Society of Photo-Optical Instrumentation Engineers (SPIE). 6452, M4520-M4520 (2007).
  24. White, I. M., Zhu,, et al. Refractometric sensors for lab-on-a-chip based on optical ring resonators. IEEE Sensors J. 7, 28-35 (2007).
  25. Li, H., Fan, X. Characterization of sensing capability of optofluidic ring resonator biosensors. Applied Physics Letters. 97, 011105(2010).
  26. Zamora, V., Díez, A., et al. Refractometric sensor based on whispering gallery modes of thin capillaries. Optics Express. 15, 12011-12016 (2007).
  27. Suter, J. D., White, I. M., et al. Label-free quantitative DNA detection using the liquid core optical ring resonator. Biosensors and Bioelectronics. 23, 1003-1009 (2008).
  28. White, I. M., Oveys, H., et al. Integrated multiplexed biosensors based on liquid core optical ring resonators and antiresonant reflecting optical waveguides. Applied Physics Letters. 89, 191106(2006).
  29. Yang, G., White, I. M., Fan, X. An opto-fluidic ring resonator biosensor for the detection of organophosphorus pesticides. Sensors and Actuators B: Chemical. 133, 105-112 (2008).
  30. Zhu, H., Dale, P. S. Rapid and Label-Free Detection of Breast Cancer Biomarker CA15-3 in Clinical Human Serum Samples with Optofluidic Ring Resonator Sensors. Anal. Chem. 81, 9858-9865 (2009).
  31. Redding, B., Marchena, E., et al. Comparison of raised-microdisk whispering-gallery-mode characterization techniques. Optics Letters. 35, 998-1000 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Krzemowe kropki kwantowepowłoka mikrokapilarnamody galeryjnespektroskopia fluorescencyjnaanaliza mikrofluidycznafunkcjonalizacja kapilarnaanaliza rezonansu widmowegowytwarzanie urządzeń
Synteza i działanie mikrownęk z rdzeniem fluorescencyjnym w detekcji refraktometrycznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.