Pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny funkcji nerek. Tutaj opisujemy metodę wysokoprzepustową, która umożliwia określenie GFR u przytomnych myszy za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia bolusa, oznaczenie izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-inuliny w osoczu i obliczenie GFR za pomocą dwufazowego modelu rozpadu wykładniczego.
Artykuł metodologiczny
Wysokoprzepustowa metoda pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej u świadomych myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem w ocenie funkcji nerek. Obecnie badacze określają GFR, mierząc poziom endogennego biomarkera kreatyniny lub egzogennie stosowanej radioaktywnej znakowanej radioaktywnej inuliny (3H lub 14C). Kreatynina ma istotną wadę polegającą na tym, że wydzielina proksymalnym kanalikowym stanowi ~50% całkowitego wydalania kreatyniny przez nerki, a zatem kreatynina nie jest wiarygodnym markerem GFR. W zależności od przeprowadzonego eksperymentu, klirens inuliny można określić przez dożylne wstrzyknięcie w pojedynczym bolusie lub infuzję ciągłą (minipompa dożylna lub osmotyczna). Oba podejścia wymagają pobrania osocza lub odpowiednio osocza i moczu. Inne wady radioaktywnej inuliny znakowanej radioaktywnie to stosowanie izotopów, czasochłonne przygotowanie chirurgiczne zwierząt oraz wymóg przeprowadzenia końcowego eksperymentu. Tutaj opisujemy metodę, która wykorzystuje pojedyncze wstrzyknięcie bolusa inuliny znakowanej izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC) i pomiar jej fluorescencji w 1-2 μl rozcieńczonego osocza. Dzięki zastosowaniu modelu dwukomorowego, z 8 pobraniami krwi na mysz, możliwe jest zmierzenie GFR u maksymalnie 24 myszy dziennie przy użyciu specjalnego protokołu przepływu pracy. Ta metoda wymaga jedynie krótkiego znieczulenia izofluranem, a wszystkie próbki krwi są pobierane u nieskrępowanej i wybudzonej myszy. Kolejną zaletą jest to, że możliwe jest obserwowanie myszy przez okres kilku miesięcy i leczenia (tj. przeprowadzanie eksperymentów w parach ze zmianami w diecie lub aplikacjami leków). Mamy nadzieję, że ta technika pomiaru GFR jest przydatna dla innych badaczy badających funkcję nerek myszy i zastąpi mniej dokładne metody szacowania czynności nerek, takie jak kreatynina w osoczu i azot mocznikowy we krwi.
Wprowadzenie
Szybkość tworzenia ultrafiltratu osocza w kłębuszkach nerkowych stała się podstawą do oceny funkcji nerek (szybkość filtracji kłębuszkowej, GFR). Idealny marker do określenia GFR powinien być swobodnie filtrowany, ani wydzielany, ani ponownie wchłaniany i nie powinien być metabolizowany. Stwierdzono, że takie zachowanie jest prawdziwe w przypadku inuliny, a klirens inuliny stał się złotym standardem w oznaczaniu GFR 3. Podczas gdy klirens kreatyniny jest szeroko stosowany jako miara GFR u ludzi i zwierząt, kreatynina nie spełnia wymagań idealnego markera GFR. Około 10 - 40% klirensu kreatyniny u ludzi jest konsekwencją aktywnego wydzielania kanalikowego 1, 11, a nerkowe wydzielanie kreatyniny jest również widoczne u myszy i szczurów 4, 7, 9, 22. Wiadomo, że dysfunkcja nerek zwiększa kanalikowe wydzielanie kreatyniny, co ogranicza jej wartość jako markera GFR 1, 2. Wcześniej wykazaliśmy, że organiczny transporter anionów izoforma 3 (OAT3) przyczynia się do mysiego nerkowego wydzielania kreatyniny 22. Jednak klirens inuliny zazwyczaj wymaga użycia radioaktywnej znakowanej inuliny (3H lub 14C). Radioaktywne oznaczanie inuliny może być stosowane zarówno u znieczulonych, jak i przytomnych myszy, ale ma wady w postaci licznych przepisów bezpieczeństwa i ścisłych problemów związanych ze stosowaniem izotopów promieniotwórczych. W związku z tym przygotowania do oznaczenia GFR są czasochłonne, a także mają charakter terminalny. W 1999 roku Lorenz i wsp.12 wprowadzili inulinę FITC jako marker GFR pojedynczego nefronu u znieczulonych myszy. Pięć lat później Qi i wsp. 15 określili GFR całej nerki u przytomnych myszy za pomocą FITC-inuliny. Alternatywne protokoły wykorzystują obecnie inulinę FITC jako egzogenny marker do pomiaru GFR u przytomnych i znieczulonych myszy. Protokoły te zachowują czułość radioaktywnej inuliny poprzez zastosowanie detekcji fluorescencji i obejście wad pracy z markerem znakowanym radioaktywnie. Test FITC-inulina został zmodyfikowany przez innych 7, 8 i nas 22, 23, aby wykorzystać zdolność fluorospektrometru NanoDrop 3300 do mikroobjętości. Pozwala to na zmniejszenie całkowitej objętości próbki potrzebnej do <100 μl krwi na pomiar GFR.
Dzięki metodzie i protokołowi wysokiej przepustowości przedstawionemu w tej publikacji, pokazujemy możliwość pomiaru GFR u maksymalnie 24 świadomych myszy dziennie. Technika ta może być przydatna dla innych badaczy badających mysi GFR i mamy nadzieję, że zastąpi mniej dokładne metody jako wskaźniki czynności nerek, takie jak kreatynina i azot mocznikowy we krwi.
Protokół
1. Rozwiązania
- 0,85% NaCl: 8,5 g NaCl/1 l ddH2O (8,5 g/L).
- 0,5 mol/L HEPES pH 7,4 (rozpuścić 59,6 g HEPES w 0,5 l ddH20 i dostosować pH do 7,4 za pomocą 10 N NaOH).
2. Przygotowanie roztworu do wstrzykiwań FITC-inuliny
- Zważyć FITC-inulinę, aby przygotować 5% roztwór i rozpuścić w 0,85% NaCl (zwykle 100 mg/2 ml 0,85% NaCl), ogrzewając do temperatury 90 °C, aż do całkowitego rozpuszczenia.
- Zważyć rozpuszczony roztwór inuliny FITC i zanotować wagę.
- Wyciąć 20-centymetrowy kawałek membrany dializacyjnej (granica masy cząsteczkowej: 1 000) i umieścić w ddH2O na 30 minut, aby usunąć resztki NaN3 z membrany, a następnie kilkakrotnie przepłukać.
- Wlej rozpuszczoną inulinę FITC do membrany dializacyjnej i odpowiednio uszczelnij za pomocą zamknięć.
- Zważyć całą membranę dializacyjną.
- Umieścić membranę dializacyjną w 1 l 0,85% roztworze NaCl i mieszać powoli chroniony przed światłem przez 24 godziny w temperaturze pokojowej.
- Ponownie zważyć całą błonę dializacyjną i obliczyć nowe stężenie (woda osmotycznie przemieści się do membrany, a niezwiązany FITC lub związana FITC-inulina <1000 masa cząsteczkowa wysunie się z błony; w ten sposób stężenie FITC-inuliny znacznie się zmniejszy).
- Nowe stężenie inuliny FITC (c) oblicza się przy użyciu następującego wzoru: c = n/V, gdzie n = początkowa ilość inuliny FITC, V = nowa objętość (różnica w masie rurki dializacyjnej przed i po dializie plus objętość początkowego roztworu FITC-inuliny).
- Przed użyciem wysterylizować dializowany roztwór inuliny FITC przez filtrację przez filtr strzykawkowy 0,22 μm.
- Przechowywać FITC-inulinę przed światłem (folia aluminiowa) w temperaturze 4 °C. Dializowaną i sterylizowaną FITC-inulinę można stosować do 2 tygodni. Uczestnicząca w nim inulina FITC może być rozpuszczona przez ponowne ogrzewanie w temperaturze 90 °C przez kilka minut.
Uwaga: jeśli używasz FITC-sinistrin 16-18, która nie wymaga dializy, wszystkie kroki wymagane do dializy można pominąć.
3. Iniekcja i pobieranie krwi
- Weź masę ciała (m.c.) myszy przed eksperymentem.
- Znieczulenie myszy na krótko izofluranem.
- W przypadku wysokiej przepustowości 6 myszy należy postępować zgodnie z protokołem przedstawionym na rysunku 3.
- Wstrzyknąć 2 μl/g bw dializowanej inuliny FITC do splotu zaoczodołowego 24 za pomocą igły G30 1/2 cala (usunąć pęcherzyki powietrza ze 100 μl strzykawki Hamiltona, najpierw używając igły G26 1/2 cala, a następnie zmieniając igłę na G30 1/2 cala do wstrzykiwań).
- Odetnij 1 mm ogona myszy nożyczkami raz i zbierz krew po 3, 5, 7, 10, 15, 35, 56 i 75 minutach od wstrzyknięcia do minikapilar Na-heparyny. Uszczelnij mininaczynia włosowate po pobraniu krwi za pomocą Châ-seal.
- Próbki należy chronić przed światłem.
- Umieść zamknięte minikapilary w naczyniach włosowatych hematokrytu i odwiruj przez 5 minut.
- Rozbij minikapilary za pomocą frezu diamentowego i przenieś całe osocze przez pipetowanie do probówki o pojemności 0,2 ml.
- Rozcieńczyć w stosunku 1:10, używając 2 μl osocza i 18 μl 0,5 mol/l HEPES (pH 7,4) w nowej probówce o pojemności 0,2 ml (próbki można przechowywać przez noc w temperaturze 4 °C w celu pomiarów fluorescencji).
- Zmierzyć 2 μl rozcieńczonej próbki za pomocą NanoDrop 3300 w dwóch egzemplarzach. Opis i zastosowanie tego instrumentu opisane jest tutaj 5.
4. Przygotowanie standardów
- Zebrać krew od myszy tego samego szczepu tła w naczyniach włosowatych pokrytych heparyną, odwirować i rozcieńczyć w stosunku 1:10 z 0,5 mol/l HEPES (pH 7,4); zwykle 80 μl osocza + 720 μl HEPES.
- Rozcieńczyć roztwór iniekcji inuliny FITC rozcieńczonym osoczem myszy, aby uzyskać następujące standardowe rozcieńczenia:
1:10: 10 μl nierozcieńczonego roztworu FITC-inuliny + 90 μl rozcieńczonego osocza myszy
1:100: 10 μl (1:10) roztwór + 90 μl rozcieńczonego osocza myszy
1:1 000: 10 μl (1:100) roztworu + 90 μl rozcieńczonego osocza myszy
1:2 000: 30 μl (1:1) roztworu + 30 μl rozcieńczonego mysiego osocza
1:10 000: 10 μl (1:5) roztworu + 40 μl rozcieńczonego osocza myszy
1:20 000: 20 μl (1:1) roztwór + 20 μl rozcieńczonego mysiego osocza
1:100 000: 10 μl (1:5) roztwór + 40 μl rozcieńczonego osocza myszy
Stężenie wzorców będzie zależało od dializy i zawsze będzie różne dla każdego preparatu FITC-inuliny. Za każdym razem konieczne jest wprowadzanie nowego stężenia dla krzywej standardowej. - Przeanalizuj dane, aby obliczyć GFR za pomocą odpowiedniego oprogramowania (np. GraphPad Prism) przy użyciu dwufazowej funkcji rozkładu wykładniczego, jak opisano tutaj 15, 20 i pokazano w sekcji Reprezentatywne wyniki.
Wyniki
GFR zostanie obliczone przy użyciu następującego wzoru:
GFR = n/(A/K1 + B/K2), gdzie
n = ilość wstrzyknięta (n = c•V, gdzie c = stężenie FITC-inuliny, V = objętość wstrzyknięta)
A = Span1, punkt przecięcia z osią y dla eliminacji
K1 = stała rozpadu dla eliminacji
B = Span2, punkt przecięcia z osią y dla dystrybucji
K2 = stała rozpadu dla dystrybucji
Uwaga: A, K1, B oraz K2 to skróty przypisane przez program GraphPad Prism; do analizy dwufazowego zaniku wykładniczego można użyć każdego oprogramowania z taką funkcją, jednak inne programy naukowe mogą stosować odmienne oznaczenia.
Stosując dopasowanie dwufazowej krzywej wykładniczego zaniku, opierając się na stężeniach FITC-inuliny w osoczu, należy otrzymać krzywą porównywalną do tej przedstawionej na Rysunku 1. Obliczenie GFR za pomocą powyższego wzoru (oraz zgodnie z opisem tutaj 20) pozwala na wykrycie upośledzenia funkcji nerek 15 lub hiperfiltracji kłębuszkowej 8, 23, co obserwuje się u myszy z cukrzycą typu 1 (Rysunek 2).
Rysunek 1. Do pomiaru GFR u myszy w stanie świadomym wykorzystuje się kinetykę osocza FITC-inuliny po jednorazowym wstrzyknięciu dożylnym. Do obliczenia GFR zastosowano model dwukomorowy. W modelu dwukomorowym początkowa faza szybkiego spadku reprezentuje redystrybucję FITC-inuliny z przedziału wewnątrznaczyniowego do płynu pozakomórkowego. Późniejsza faza, charakteryzująca się wolniejszym spadkiem stężenia FITC-inuliny, odzwierciedla głównie systemowy klirens z osocza.
Rycina 2. Wykrycie hiperfiltracji cukrzycowej u myszy typu dzikiego. Cukrzycę typu I indukowano poprzez podanie dootrzewnowe streptozotocyny (STZ, 50 mg/kg przez 5 kolejnych dni). GFR określono przed indukcją cukrzycy (poziom podstawowy) oraz 5 tygodni po jej indukcji. Ze względu na sprzężenie cewkowo-kłębuszkowe pierwotny wzrost reabsorpcji proksymalnej powoduje wczesną hiperfiltrację cukrzycową 21, co jest wynikiem powtarzalnym u myszy typu dzikiego (n=10, p<0.01 względem poziomu podstawowego u tej samej myszy).
Rycina 3. Schemat pomiaru GFR u grupy 6 myszy. Aby zmierzyć GFR całej nerki metodą pojedynczego bolusa, należy pobrać 8 próbek krwi w 3, 5, 7, 10, 15, 35, 56 i 75 min po wstrzyknięciu FITC-inuliny. Numery wskazują punkty czasowe. Numery w nawiasach wskazują numer próbki. Punkty czasowe po lewej stronie czerwonej linii pionowej wskazują momenty wstrzykiwań (w 0, 11, 22, 33, 44 i 55 min). Każda mysz jest oznaczona innym kolorem. Aby uzyskać sekwencyjne pobieranie krwi, należy podążać za strzałkami. Szare pola wskazują moment, w którym następna mysz musi zostać przygotowana do znieczulenia izofluranem przed wstrzyknięciem. Stosując ten protokół, minimalny czas między dwoma pobraniami krwi od różnych myszy wynosi 1 min.
Dyskusja
W niniejszym badaniu opisano technikę oznaczania GFR u przytomnych myszy przez wstrzyknięcie pojedynczego bolusa i analizę fluorescencji w 8 próbkach krwi przez dwufazowy rozpad wykładniczy. Pomiar GFR u 1 myszy trwa 75 minut. Dzięki zastosowaniu specjalnego schematu blokowego możliwe jest zmierzenie GFR 6 myszy w ciągu 130 minut. Możliwe jest powtórzenie tego protokołu schematu blokowego do 4 razy dziennie i zmierzenie GFR u 24 myszy. Zmodyfikowaliśmy tę metodę tak, aby możliwe było pobranie krwi z małego wycięcia ogona, a nie z nakłucia żyły ogonowej, co jest szybsze i łatwiejsze do wykonania przez badaczy w porównaniu z nakłuciem żyły ogonowej. Dzięki zastosowaniu 10 μl naczyń włosowatych hematokrytu i rozcieńczeniu 1:10 możliwe jest zmniejszenie całkowitej ilości potrzebnej krwi do <100 μl. Na koniec fluorescencję mierzy się za pomocą fluorospektrometru NanoDrop 3300, który umożliwia oznaczenie fluorescencji w 1-2 μl rozcieńczonej próbki. Ta metoda da zainteresowanemu badaczowi rzeczywistą wartość GFR. W przeciwieństwie do tego, pomiary kreatyniny u myszy mają kilka słabości, w tym "ślepy zakres kreatyniny" i trudności związane ze specyficznym i czułym oznaczaniem. "Ślepy zakres kreatyniny" ogranicza jej funkcję jako markera GFR, ponieważ kreatynina w surowicy pozostaje w normalnym zakresie do momentu utraty 50% funkcji nerek. Ponieważ kilku badaczy wykorzystuje genetycznie zmodyfikowane myszy w swoich badaniach do badania fizjologii i patofizjologii nerek, rodzi to następujący problem: zakładając, że mysz z nokautem genu X miałaby znacznie niższy GFR (o 40%) w porównaniu z myszą typu dzikiego, proste badanie przesiewowe poprzez porównanie kreatyniny w osoczu nie wykryłoby tej różnicy. Potrzeba dobrej, dokładnej metody oznaczania GFR staje się tym bardziej krytyczna, im mniejsze stają się różnice w GFR.
Myszy mają wysokie stężenia chromagenów niekreatyninowych w osoczu i moczu, które zakłócają dostępne na rynku testy kreatyniny. W związku z tym testy oparte na reakcji Jaffégo alkalicznego pikratu zawyżają stężenie kreatyniny w osoczu w porównaniu z oznaczaniem metodą wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC) 6, 13. Innym ograniczeniem jest to, że stężenie kreatyniny w surowicy jest poniżej limitów wykrywalności kilku dostępnych na rynku testów w porównaniu z oznaczaniem HPLC. Jednak za pomocą reakcji enzymatycznych badacze byli w stanie określić stężenie kreatyniny w osoczu u myszy 10, 22.
GFR w podobnym zakresie stwierdzono u przytomnych myszy przy użyciu porównywalnej metody wstrzyknięcia w pojedynczym bolusie, a także klirensu FITC-inuliny z moczem 14. W przeciwieństwie do ich protokołu, nasz protokół z użyciem wycinka ogonowego nie wymaga specjalnych środków ostrożności w celu zachowania integralności naczynia w porównaniu z nakłuciem żyły ogonowej lub odpiszczelowej. W celu uzyskania klirensu FITC-inuliny na podstawie moczu/osocza konieczne jest chirurgiczne wszczepienie dwóch minipomp osmotycznych. Dwie pompy są niezbędne do osiągnięcia wystarczająco wysokich stężeń FITC-inuliny w osoczu w stanie ustalonym, które są wyraźnie odróżnialne od tła. Wymaga to również użycia klatek metabolicznych do pełnego i czasowego zbierania moczu. Koszyki muszą zostać przepłukane w celu uwzględnienia utraty 25–37 % FITC-inuliny, która w przeciwnym razie występuje bez płukania.
Pułapki związane ze stosowaniem tej metody FITC-inulina są ograniczone. Badacze powinni być świadomi następujących kwestii: (i) upewnić się, że w strzykawce używanej do wstrzykiwania roztworu FITC nie ma pęcherzyków powietrza, (ii) należy wykonać pełne wstrzyknięcie zagałkowe, ponieważ ilość wstrzykniętego roztworu określa obliczony GFR, oraz (iii) myszy najprawdopodobniej oddadzą mocz podczas 75-minutowego eksperymentu GFR, więc należy unikać zanieczyszczania próbek krwi moczem, który będzie miał bardzo wysokie stężenie inuliny FITC w wyniku zdolności koncentracji nerek.
Ogólne zalety tej metody FITC-inuliny obejmują: (i) jest to technika nieradioaktywna, (ii) możliwe jest wielokrotne powtarzanie pomiarów na tej samej myszy, (iii) test można przeprowadzić na przytomnych myszach, (iv) nie jest wymagane pobieranie moczu oraz (v) można zastosować opcję o wysokiej przepustowości. Do wad pojedynczego wstrzyknięcia bolusa należy konieczność dializy FITC-inuliny, którą można przezwyciężyć za pomocą lepszego markera FITC, FITC-sinistrin, który jest już dostępny i może być mierzony przezskórnie za pomocą specjalnego zminiaturyzowanego urządzenia 18. Mimo że GFR jest mierzony, nie jest możliwe zmierzenie frakcyjnych wydalin płynu lub jonów tą metodą.
Podsumowując, metoda ta zapewnia wykonalność wysokoprzepustowej metody pomiaru GFR u świadomych myszy. W związku z tym technika ta może być interesująca dla innych badaczy, którzy są zainteresowani określeniem funkcji nerek u myszy.
Oświadczenia
Autor otrzymał dofinansowanie na pokrycie kosztów tej publikacji od firmy Thermo Fisher Scientific.
Podziękowania
Dziękuję dr Jessice Dominguez Rieg za krytyczne przeczytanie tego rękopisu. Prace te były wspierane przez Amerykańskie Towarzystwo Kardiologiczne (Scientist Development Grant 10SDG2610034), grant badawczy Carla W. Gottschalka Amerykańskiego Towarzystwa Nefrologicznego, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases O'Brien Center for Acute Kidney Injury Research (P30DK079337) oraz Departament ds. Weteranów.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| FITC-inulina | Sigma-Aldrich | F3272 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H7706 | |
| Isoflurane | Webster Weterynaryjna | 78366551 | |
| membrana do dializy (MWCO 1000) | Spectrum Laboratories | 132636 | |
| Zamknięcie membrany | Spectrum Laboratoria | 132736 | |
| 80 μ l Kapilary hematokrytu | Drummond Scientific | 22362566 | |
| Wirówka do hematokrytu | IEC | Micro-MB | |
| 10 μ l Na+-Heparyna minicaps | Hirschmann | 9000210 | |
| Strzykawka (100 μ l) | fluoroskopowy Hamilton | 80601 | |
| Filtr Thermo-Fisher Scientific | NanoDrop 3300 | ||
| (0,22 μ m) | Spectrum Laboratories | 880-26464-UE | |
| Uszczelniacz | Châ-uszczelnienie | 510 | |
| igieł (G26 ½ i G30½) | Becton Dickinson | 305111 & 305106 |
Bibliografia
- Bauer, J. H., Brooks, C. S., Burch, R. N. Clinical appraisal of creatinine clearance as a measurement of glomerular filtration rate. Am. J. Kidney Dis. 2 (3), 337-346 (1982).
- Carrie, B. J., Golbetz, H. V., Michaels, A. S., Myers, B. D. Creatinine: an inadequate filtration marker in glomerular diseases. Am. J. Med. 69 (2), 177-182 (1980).
- Chasis, H., Ranges, H. A., Goldring, W., Smith, H. W. The Control of Renal Blood Flow and Glomerular Filtration in Normal Man. J. Clin. Invest. 17 (5), 683-697 (1938).
- Darling, I. M., Morris, M. E. Evaluation of "true" creatinine clearance in rats reveals extensive renal secretion. Pharm. Res. 8 (10), 1318-1322 (1991).
- NanoDrop 3300 Fluorospectrometer - www.nanodrop.com [Internet]. , Thermo Scientific. Available from: http://www.nanodrop.com/Productnd3300overview.aspx (2013).
- Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice. Kidney Int. 65 (5), 1959-1967 (2004).
- Eisner, C., Faulhaber-Walter, R., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney Int. 77 (6), 519-526 (2010).
- Faulhaber-Walter, R., Chen, L., et al. Lack of A1 adenosine receptors augments diabetic hyperfiltration and glomerular injury. J. Am. Soc. Nephrol. 19 (4), 722-730 (2008).
- FINGL, E. Tubular excretion of creatinine in the rat. Am. J. Physiol. 169 (2), 357-362 (1952).
- Keppler, A., Gretz, N., et al. Plasma creatinine determination in mice and rats: an enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay. Kidney Int. 71 (1), 74-78 (2007).
- Levey, A. S., Perrone, R. D., Madias, N. E. Serum creatinine and renal function. Annu. Rev. Med. 39, 465-490 (1988).
- Lorenz, J. N., Gruenstein, E. A simple, nonradioactive method for evaluating single-nephron filtration rate using FITC-inulin. Am. J. Physiol. 276, 172-177 (1999).
- Meyer, M. H., Meyer, R. A., Gray, R. W., Irwin, R. L. Picric acid methods greatly overestimate serum creatinine in mice: more accurate results with high-performance liquid chromatography. Anal. Biochem. 144 (1), 285-290 (1985).
- Qi, Z., Breyer, M. D. Measurement of glomerular filtration rate in conscious mice. Methods Mol. Biol. 466, 61-72 (2009).
- Qi, Z., Whitt, I., et al. Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286 (3), F590-F596 (2004).
- Schock-Kusch, D., Sadick, M., et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats. Nephrol. Dial Transplant. 24 (10), 2997-3001 (2009).
- Schock-Kusch, D., Xie, Q., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney Int. 79 (11), 1254-1258 (2011).
- Schreiber, A., Shulhevich, Y., et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 303 (5), F783-F788 (2012).
- Shemesh, O., Golbetz, H., Kriss, J. P., Myers, B. D. Limitations of creatinine as a filtration marker in glomerulopathic patients. Kidney Int. 28 (5), 830-838 (1985).
- Sturgeon, C., Sam, A. D., Law, W. R. Rapid determination of glomerular filtration rate by single-bolus inulin: a comparison of estimation analyses. J. Appl. Physiol. 84 (6), 2154-2162 (1998).
- Vallon, V., Blantz, R. C., Thomson, S. Glomerular hyperfiltration and the salt paradox in early [corrected] type 1 diabetes mellitus: a tubulo-centric view. J. Am. Soc. Nephrol. 14 (2), 530-537 (2003).
- Vallon, V., Eraly, S. A., et al. A role for the organic anion transporter OAT3 in renal creatinine secretion in mice. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 302 (10), F1293-F1299 (2012).
- Vallon, V., Schroth, J., et al. Adenosine A(1) receptors determine glomerular hyperfiltration and the salt paradox in early streptozotocin diabetes mellitus. Nephron. Physiol. 111 (1), 30-38 (2009).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Anim. (NY. 40 (5), 155-160 (2011).
Przedruki i uprawnienia
