Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Echokardiografia płodu i USG Dopplera falami pulsacyjnymi w króliczym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu

27.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50392

⸱

29 czerwca 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division Woman and Child, Department Women, University Hospitals Leuven, 2The Ritchie Centre, Monash Institute of Medical Research, Department of Obstetrics and Gynaecology, Monash University, Victoria, Australia, 3Department of Cardiovascular Sciences, Katholieke Universiteit Leuven, 4Fetal and Perinatal Medicine Research Group, Institut d'Investigacions Biomediques August Pi i Sunyer (IDIBAPS), 5Maternal-Fetal Medicine Department, ICGON, Hospital Clínic, Universitat de Barcelona, Centro de Investigación Biomédica en Red de Enfermedades Raras (CIBERER)

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy badanie funkcji serca płodu za pomocą współczesnej funkcjonalnej echokardiografii płodu i ultrasonografii dopplerowskiej płodu za pomocą mikroultrasonografii VisualSonics VEVO 2100 w chirurgicznie indukowanym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu płodu u królika.

Streszczenie

Wewnątrzmaciczne ograniczenie wzrostu płodu (IUGR) powoduje nieprawidłową czynność serca, która jest widoczna przed porodem dzięki postępom w ultrasonografii dopplerowskiej płodu i echokardiografii płodu. Coraz częściej te metody obrazowania są stosowane klinicznie do badania funkcji serca i oceny dobrostanu w życiu płodowym, a tym samym do podejmowania decyzji o porodzie. W tym przypadku użyliśmy króliczego modelu IUGR, który umożliwia analizę funkcji serca w klinicznie istotny sposób. Stosując znieczulenie indukowane izofluranem, IUGR jest chirurgicznie tworzony w wieku ciążowym 25 dnia poprzez wykonanie laparotomii, odsłonięcie macicy dwurożnej, a następnie podwiązanie 40-50% naczyń maciczno-łożyskowych zaopatrujących każdy worek ciążowy w pojedynczym rogu macicy. Drugi róg w dwurożnej macicy królika służy jako płód kontroli wewnętrznej. Następnie, po wyzdrowieniu w wieku ciążowym 30 dnia (donoszone), ten sam królik jest poddawany badaniu funkcji serca płodu. Znieczulenie jest indukowane ketaminą i ksylazyną domięśniowo, a następnie utrzymywane przez ciągły wlew dożylny ketaminy i ksylazyny w celu zminimalizowania jatrogennego wpływu na czynność serca płodu. Wykonuje się powtórną laparotomię w celu odsłonięcia każdego worka ciążowego i wykonuje się badanie mikrosonograficzne (VisualSonics VEVO 2100) czynności serca płodu. Niewydolność łożyska objawia się podwyższonym wskaźnikiem pulsacji lub brakiem lub odwróconym końcowym przepływem rozkurczowym tętnicy pępowinowej. Następnie badany jest przewód żylny i doppler tętnicy środkowej mózgu. Echokardiografia płodu jest wykonywana poprzez rejestrację przebiegów w trybie B, M i prędkości przepływu w widokach bocznych i wierzchołkowych. Obliczenia offline określają standardowe zmienne sercowe w trybie M, skurczowe odchylenie płaszczyzny pierścieniowej trójdzielnej i mitralnej, śledzenie plamek i analizę odkształceń, zmodyfikowany wskaźnik wydajności mięśnia sercowego i interesujące przebiegi prędkości przepływu naczyniowego. Ten mały, zwierzęcy model IUGR umożliwia zatem badanie funkcji serca w macicy, które jest zgodne z obecną praktyką kliniczną, a zatem jest przydatne w badaniach translacyjnych.

Wprowadzenie

Nie można przecenić obciążenia chorobami sercowo-naczyniowymi, które wynikają z wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu płodu (IUGR). Jest to główna przyczyna urodzenia martwego dziecka po wadach wrodzonych. 1 IUGR odnosi się do płodu, który nie osiąga swojego potencjału wzrostu i jest zwykle wynikiem niewydolności łożyska. 2 U osób, które przeżyły, zły stan zdrowia układu krążenia jest widoczny przez całe życie, z dysfunkcją mięśnia sercowego widoczną w okresie niemowlęcym i dziecięcym3,4, a następnie nadciśnieniem5, cukrzycą6 i otyłością rozwijającą się w dorosłym życiu - wszystkie skumulowane czynniki ryzyka sercowo-naczyniowego od urodzenia do przedwczesnej śmierci z powodu choroby niedokrwiennej serca. 7

Opracowanie modeli zwierzęcych w celu scharakteryzowania komunikacji matczyno-płodowej, która ustanawia IUGR i późniejszej reakcji płodu na zmniejszoną dostępność substratu, jest konieczne, jeśli mamy zarówno lepiej zrozumieć patofizjologię upośledzenia serca związanego z IUGR, jak i opracować strategie kardioprotekcyjne w celu poprawy zdrowia płodu i po urodzeniu. W związku z tym opisano wiele różnych modeli u różnych gatunków. 8 IUGR jest często wywoływany przez niedożywienie matki z dietą niskobiałkową u gryzoni9, chirurgiczną ablację lub podwiązanie przepływu krwi w macicy u gryzoni i świnekmorskich10 lub niedrożność tętnicy pępowinowej u owiec. 11 Oczywiste jest jednak, że żaden model nie podsumowuje w pełni ludzkiego IUGR. 12

W tym obecnym badaniu metodologicznym zastosowaliśmy dobrze sprawdzone podejście selektywnego przerwania naczyń maciczno-łożyskowych u królikaw wieku 13-16 lat, które nie tylko wywołuje reakcje sercowo-naczyniowe płodu obserwowane klinicznie za pomocą ultradźwięków14, ale także umożliwia badanie funkcji serca płodu za pomocą nowatorskiej echokardiografii z wykorzystaniem technologii mikroultrasonograficznej VisualSonics VEVO 2100. Podczas gdy ultrasonografia dopplerowska naczyń płodowo-łożyskowych pozostaje kamieniem węgielnym obecnego nadzoru przedporodowego nad płodami IUGR17, echokardiografia funkcjonalna jest coraz częściej wykorzystywana do dostarczania nowych informacji na temat patofizjologii choroby i oceny dobrostanu płodu. 18 W związku z tym w niniejszym artykule bierzemy pod uwagę postępy z badań klinicznych i opisujemy model zwierzęcy, który nie tylko kryje w sobie to wyrafinowanie obrazowania, ale także stanowi platformę eksperymentalną do badania szlaków mechanistycznych i nowych terapii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Następujący protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet Etyki Zwierząt, Katholieke Universiteit Leuven, Leuven, Belgia. Postępowaliśmy zgodnie z wcześniej opisaną procedurą chirurgiczną13, w tym pewnymi zmianami metodologicznymi, zwłaszcza w procedurze znieczulenia.

1. Indukowanie wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu (IUGR)

  1. Datowane w czasie ciężarne króliki (hybryda Dendermonde i New Zealand White) są trzymane w indywidualnych klatkach w 12/12 godzinnym harmonogramie świetlnym z dostępem do wody i standardowej karmy dla królików ad libitum od wieku ciążowego (GA) 18 dni. W GA 25 dni (pełny termin to około 31 dni) króliki są przenoszone na salę operacyjną w celu chirurgicznego stworzenia IUGR. Przed zabiegiem należy losowo przydzielić "przypadek" (IUGR) i "kontrolny" róg macicy w macicy królika dwurożnego za pomocą oprogramowania do randomizacji (GraphPad Software, USA)19. Wielkość próby powinna być określona na podstawie obliczeń mocy dokonywanych przez poszczególnych badaczy dla ich interesującego pytania.
  2. Procedura znieczulenia.
    Znieczulenie indukcyjne uzyskuje się poprzez podanie domięśniowo ketaminy w dawce 35 mg/kg (Ceva Sante Animale, Bruksela, Belgia) i ksylazyny w dawce 5 mg/kg (Ceva Sante Animale, Bruksela, Belgia) domięśniowo w nogę tylną. Następnie znieczulenie podtrzymuje się mieszaniną wziewną 1-4% izofluranu (Isoba Vet; Abbott Laboratories Ltd., Queenborough, Kent, Wielka Brytania) w O2 przy 2 l/min. Umieść pulsoksymetr (Nellcor N-20, Covidien, Irlandia) na drugim i trzecim palcu u nogi matki, aby stale monitorować tętno i wysycenie tętniczego O2
    3. .
  3. Zabiegu chirurgicznego.
    1. Premedykacja. Przed rozpoczęciem operacji należy zastosować profilaktykę antybiotykową penicylinę G, 300 000 j.m. (Kela Pharma, Hoogstraten, Belgia), octan tokolityczny macicy medroksyprogesteronu 0,9 mg/kg (Depo-Provera, Pharmacia Upjohn, Puurs, Belgia) i przeciwbólową buprenorfinę 0,03 mg/kg (Temgesic; Schering-Plough) podskórnie w pojedynczej strzykawce o pojemności 2,5 ml.
    2. Przygotowanie królika. Umieść królika na podkładce rozgrzewającej na czas operacji. Usuń włosy z pola operacyjnego jamy brzusznej i zastosuj antyseptyczny powidon-jod 7,5% (Betadine, Purdue, Connecticut, USA). Następnie stosowany jest kompletny protokół aseptyczny.
    3. Laparotomia brzuszna. Naciekać miejsce nacięcia środkiem znieczulającym miejscowo (2 ml 1% lidokainy, B Braun Medical, Belgia) podskórnie. Miejsce nacięcia powinno mieć około 5 cm długości w linii środkowej, w dolnej 2/3 brzucha. Po otwarciu skóry użyj mieszanki ostrego i rozwarstwienia, aby odsłonić osłonkę mięśnia prostego. Należy zachować ostrożność, aby uniknąć naczyniowych gruczołów sutkowych matki znajdujących się po obu stronach linii środkowej przy wejściu (ryc. 1A). Chwyć pochewkę mięśnia prostego i otrzewną, namiot, aby zapobiec przypadkowemu włączeniu zawartości brzusznej, i ostrożnie wejść, stosując ostre rozwarstwienie (ryc. 1B).
    4. Eksterioryzacja macicy. Otocz pole operacyjne serwetami z gazy nasączonymi rozgrzaną solą fizjologiczną. Ostrożnie chwyć i zewnętrznij obie strony macicy dwurożnej. Należy uważać, aby nie napinać ani pochwy, ani jajnika końca każdego rogu macicy, ponieważ może to spowodować niepożądane krwawienie, ból i kurczliwość macicy. Asystent w sposób ciągły przepłukuje odsłoniętą macicę podgrzaną solą fizjologiczną, aby zapobiec skurczom macicy. Zbadaj palpacyjnie i zapisz liczbę płodów obecnych w każdym rogu. Zgodnie z konwencją płód na końcu jajnika jest określany jako pierwszy płód. Jeden róg macicy jest rogiem kopertowym, a drugi rogiem kontrolnym. Zidentyfikuj wcześniej losowo przydzielony róg do indukcji IUGR, a następnie umieść róg kontrolny z powrotem w jamie brzusznej (płody kontroli wewnętrznej).
    5. Chirurgicznie indukowany IUGR. Zidentyfikuj naczynia maciczno-łożyskowe do każdego worka ciążowego w wyznaczonym przypadku rogu (ryc. 1C). Chirurgicznie podwiązać 40-50% tych naczyń za pomocą szwu poliglaktynowego 5-0 (Ethicon Vicryl, Johnson and Johnson Medical, USA) (ryc. 1D-1E). W praktyce często występują trzy wiązki naczyniowe zaopatrujące każdy worek ciążowy. W takim przypadku podwiązany jest największy pęczek naczyniowy. Po zakończeniu macica jest ponownie nawadniana podgrzaną solą fizjologiczną i ostrożnie wraca do jamy brzusznej.
    6. Zamknięcie brzucha. Zamknij brzuch w dwóch warstwach za pomocą ciągłego szwu poliglaktynowego 2-0 (Ethicon Vicryl, Johnson and Johnson Medical, USA). Zamknij skórę podskórnym szwem poliglaktynowym 3-0 (Ethicon Vicryl, Johnson and Johnson Medical, USA). Rozpyl aerozol aluminiowy na ranę, aby zapobiec późniejszemu ingerowaniu królika w szwy.
    7. Odzyskiwania. Przerwij znieczulenie i uważnie obserwuj powrót do oddychania. Królik jest następnie trzymany w pomieszczeniach z dostępem do pożywienia i wody ad libitum i obserwowany codziennie.

2. Wykonywanie echokardiografii płodu i ultrasonografii dopplerowskiej falą pulsacyjną

  1. Ten sam królik jest następnie przenoszony w GA 30 dni w celu oceny echokardiograficznej i ultrasonograficznej. Królika umieszcza się na podkładce rozgrzewającej na czas badania.
  2. Procedura znieczulenia.
    1. Znieczulenie indukcyjne uzyskuje się poprzez podanie domięśniowo ketaminy w dawce 35 mg/kg (Ceva Sante Animale, Bruksela, Belgia) i ksylazyny w dawce 5 mg/kg (Ceva Sante Animale, Bruksela, Belgia). Po uspokojeniu należy uzyskać dostęp dożylny za pomocą kaniuli 24 Gauge (BD Insyte-W, Becton Dickinson Infusion Therapy Systems, Utah, USA) wprowadzonej do żyły usznej obwodowej.
    2. Utrzymuj znieczulenie za pomocą ciągłego wlewu ketaminy i ksylazyny: 2 ml ketaminy (100 mg/ml) i 1,5 ml ksylazyny (20 mg/ml) do 46,5 ml soli fizjologicznej, a następnie podawane za pomocą pompy strzykawkowej w ilości 40 ml/godz. Zabezpiecz kran trójdrożny i podłącz strzykawkę o pojemności 5 ml ze znieczuleniem ratunkowym: 2 ml ketaminy (100 mg/ml) i 1,5 ml ksylazyny (20 mg/ml). Bolusy o pojemności 0,5 ml w znieczuleniu ratunkowym są rzadko wymagane. Podawać przeciwbólową buprenorfinę w dawce 0,03 mg/kg mc. (Temgesic; Schering-Plough) podskórnie przed zabiegiem. Tlen 2 l/min jest nakładany przez maskę. Umieść pulsoksymetr (Nellcor N-20, Covidien, Irlandia) na drugim i trzecim palcu u nogi matki, aby stale monitorować tętno i wysycenie tętniczego O2
      3. .
  3. Laparotomia brzuszna i eksterioryzacja macicy. Patrz 1.3.3 i 1.3.4.
  4. Ułożenie płodu do badania echokardiograficznego i ultrasonograficznego.
    1. Ułóż królika w pozycji bocznej przodem do badacza. Ułatwia to pobranie pojedynczego worka ciążowego do badania i zapobiega nadmiernej trakcji na naczyniach maciczno-łożyskowych. O ile to możliwe, staraj się uzewnętrzniać tylko jeden worek ciążowy na raz, aby zminimalizować ekspozycję. Upewnij się, że odsłonięty worek ciążowy jest umieszczony na gazie nawadnianej podgrzaną solą fizjologiczną. Aby zapewnić standaryzowane wyniki między różnymi grupami badawczymi, na ogół w badaniu ultrasonograficznym wykorzystuje się tylko płód na końcach jajnika i pochwy każdego rogu macicy.
    2. Czynność serca płodu jest bardzo podatna na efekt eksterioryzacji macicy, zmiany temperatury i ciśnienia z głowicy ultradźwiękowej nad naczyniami łożyskowymi. Aby zminimalizować te środowiskowe i jatrogenne zakłócenia wpływające na czynność serca, badanie ultrasonograficzne musi rozpocząć się natychmiast po eksterioryzacji worka ciążowego i powinno być systematyczne i skuteczne. Z naszego doświadczenia wynika, że zmiany w czynnościach serca płodu rzadko występują w ciągu pierwszych 5 minut ekspozycji. W przypadku wystąpienia bradykardii płodu należy usunąć sondę ultrasonograficzną, zmienić położenie płodu, aby zapobiec załamaniu się naczyń płodowo-łożyskowych, przepłukać podgrzaną solą fizjologiczną lub na krótko przywrócić worek ciążowy z powrotem do brzucha matki. Jeśli bradykardia płodu utrzymuje się, badanie tego płodu należy przerwać na rzecz badania następnego płodu.
  5. Echokardiografia płodu.
    1. Wymagana jest platforma mikroultrasonograficzna Visualsonics VEVO 2100 (Toronto, Kanada) o wysokiej rozdzielczości z zainstalowanym oprogramowaniem do analizy serca i odkształceń. Przetwornik VisualSonics MS-250 (VisualSonics, Toronto, Kanada) służy do akwizycji danych. Ma częstotliwość środkową 21 MHz przy szerokości pasma 13-24 MHz. Ostrość geometryczna wynosi 15 mm, maksymalna szerokość obrazu to 23 mm, a maksymalna głębia obrazu to 30 mm. Powierzchnia podstawy wynosi 28 x 5,75 mm. Dane są pozyskiwane zgodnie z wytycznymi i standardami Amerykańskiego Towarzystwa Echokardiografii dotyczącymi wykonywania echokardiogramu płodu. 20
    2. Akwizycja danych 1: widok boczny. Na poziomie bocznego widoku czterokomorowego zarejestrować pętlę filmową w trybie B obejmującą co najmniej pięć cykli pracy serca w celu określenia odkształcenia, szybkości odkształcania, prędkości i przemieszczenia. Jest to analizowane w trybie offline przy użyciu algorytmu VevoStrain (Visualsonics, Toronto, Kanada), jak wcześniej szczegółowo opisano w czasopiśmie. W tym standardowym widoku można następnie uzyskać 21 wskaźników echokardiografii w trybie M. Następnie można analizować w trybie offline zarówno strukturę, jak i funkcję serca: średnice wewnętrzne komór i przegrod w skurczu i rozkurczu, objętości, objętość wyrzutową, skrócenie frakcyjne, frakcję wyrzutową i pojemność minutową serca. 21
    3. Akwizycja danych 2: widok wierzchołkowy. Na poziomie wierzchołkowego widoku czterokomorowego, pętla cine w trybie B może być powtarzana dla analiz VevoStrain, jak opisano powyżej. Echokardiografia w trybie M służy do oceny skurczowego wychylenia zastawki trójdzielnej (TAPSE) i płaszczyzny pierścieniowej mitralnej (MAPSE) oraz odkształcenia podłużnego i szybkości odkształcania. 22,23 Ten widok wierzchołkowy pozwala również na ocenę przebiegów prędkości przepływu zastawkowego i zmodyfikowanego wskaźnika sprawności mięśnia sercowego, jak opisano wcześniej. 24
  6. USG Dopplerowskie z falami pulsacyjnymi płodu.

Przebiegi prędkości przepływu (FVW) tętnicy pępowinowej uzyskuje się poprzez zlokalizowanie naczyń pępowinowych za pomocą kolorowego Dopplera, a następnie umieszczenie pulsacyjnej bramki próbki Dopplera nad tętnicą pępowinową na wolnej pętli pępowiny. 25 Tętnica środkowa mózgu (MCA) FVW jest zlokalizowana poprzez umieszczenie pulsacyjnej bramki próbki Dopplera tuż za początkiem MCA, gdy koło Willisa zostanie zlokalizowane za pomocą kolorowego Dopplera. 26 Przewód żylny (DV) FVW uzyskuje się przez umieszczenie pulsacyjnej bramki próbki Dopplera w proksymalnej części DV widzianej za pomocą kolorowego Dopplera, gdzie pochodzi z żyły pępowinowej wewnątrzwątrobowej w widoku strzałkowym lub poprzecznym płodu. 26 Wskaźnik pulsatility (PI) jest obliczany w trybie offline za pomocą oprogramowania do analizy układu sercowo-naczyniowego firmy VisualSonics.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Na Rysunku 1F przedstawiono porównanie płodu i łożyska z asymetrycznym ograniczeniem wzrostu, powstałym w wyniku podwiązania naczyń maciczno-łożyskowych, z prawidłowym płodem i łożyskiem kontrolnym. Asymetryczny wzrost potwierdzono poprzez zmniejszoną masę urodzeniową noworodka oraz zwiększony stosunek obwodu głowy do obwodu brzucha w porównaniu z grupą kontrolną. Reprezentatywne wyniki badań Dopplera płodu i łożyska pokazano na Rysunku 2. Przedstawiono prawidłowy wzorzec niskiej opornoś...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zastosowaliśmy wcześniej zwalidowane podejście polegające na chirurgicznym zmniejszeniu przepływu krwi w macicy i łożysku u królika w celu wytworzenia IUGR13-16 , a następnie zbadania funkcji sercapłodu 14 , aby opisać technologię mikroultrasonografii i analizę funkcji serca dostępną w VisualSonics VEVO 2100. Zdolność do odtworzenia zmian dopplerowskich u płodu z IUGR u ludzkich płodów IUGR w małym modelu zwierzęcym, a następnie umożliwienie badania funkcji serca za pomocą niedawno opisanej echokard...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autor, profesor Jan D'hooge, ma podpisaną umowę badawczą z firmą VisualSonics. Pozostali autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez Hamilton-Fairley NHMRC Fellowship (RH, AL); Program Wsparcia Infrastruktury Operacyjnej Rządu Wiktorii (RH, EW) oraz grant Marie Curie Industria-Academia Partnership and Pathways sponsorowany przez Komisję Europejską (ME, PD). Autorzy pragną podziękować dr Andre Miyague, dr Francesce Russo, pani Rosicie Kinnart i panu Ivanowi Laermansowi za ich wiedzę techniczną przy produkcji tego filmu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
KetamineCeva Sante Animalehttp://www.ceva.com/en
XylazineCeva Sante Animalehttp://www.ceva.com/en
Depot ProveraPharmacia Upjohn
Penicylina GKela Pharmahttp://www.kela.be
LidocaineB Braun Medicalhttp://www.bbraun.com/
TemgesicSchering-Ploughhttp://www.merck-animal-health-usa.com/
IsoluraneIsoba Vet; Abbott Laboratories Ltdhttp://www.abbottanimalhealth.com/index.html
EthiconJohnson and Johnsonhttp://www.ethiconproducts.co.uk/products/sutures
EthiconJohnson and Johnsonhttp://www.ethiconproducts.co.uk/products/sutures
EthiconJohnson and Johnsonhttp://www.ethiconproducts.co.uk/products/sutures
VEVO 2100VisualSonicsSN100-0032http://www.visualsonics.com/
Aquasonic GelParker Laboratories01 02http://www.parkerlabs.com/ultrasound_products.html
Nellcor N-20PA PulsoksymetrCovidienhttp://www.nellcor.com/prod/PRODUCT. ASPX? S1=Ospa& S2=MON& id=282& V

Bibliografia

  1. Bukowski, R. Stillbirth and fetal growth restriction. Clin. Obstet. Gynecol. 53 (3), 673-680 (2010).
  2. American College of Obstetricians and Gynecologists. Intrauterine growth restriction. ACOG practice bulletin no. 12. 12, American College of Obstetricians and Gynecologists. Washington, DC. (2000).
  3. Crispi, F., Bijnens, B., et al. Fetal growth restriction results in remodeled and less efficient hearts in children. Circulation. 121 (22), 2427-2436 (2010).
  4. Cosmi, E., Visentin, S., Fanelli, T., Mautone, A. J., Zanardo, V. Aortic intima media thickness in fetuses and children with intrauterine growth restriction. Obstet. Gynecol. 114 (5), 1109-1114 (2009).
  5. Ojeda, N. B., Grigore, D., Alexander, B. T. Intrauterine growth restriction: fetal programming of hypertension and kidney disease. Adv. Chronic Kidney Dis. 15 (2), 101-106 (2008).
  6. Stocker, C. J., Arch, J. R., Cawthorne, M. A. Fetal origins of insulin resistance and obesity. Proc. Nutr. Soc. 64 (2), 143-151 (2005).
  7. Barker, D. J. Intrauterine programming of coronary heart disease and stroke. Acta Paediatr. Suppl. 423, 178-182 (1997).
  8. Anthony, R. V., Scheaffer, A. N., Wright, C. D., Regnault, T. R. Ruminant models of prenatal growth restriction. Reprod. Suppl. 61, 183-194 (2003).
  9. Woods, L. L., Weeks, D. A., Rasch, R. Programming of adult blood pressure by maternal protein restriction: role of nephrogenesis. Kidney Int. 65 (4), 1339-1348 (2004).
  10. Turner, A. J., Trudinger, B. J. A modification of the uterine artery restriction technique in the guinea pig fetus produces asymmetrical ultrasound growth. Placenta. 30 (3), 236-2340 (2009).
  11. Miller, S. L., Supramaniam, V. G., Jenkin, G., Walker, D., W,, Wallace, E. M. Cardiovascular responses to maternal betamethasone administration in the intrauterine growth-restricted ovine fetus. Am. J. Obstet. Gynecol. 201 (6), 613.e1-613.e8 (2009).
  12. Barry, J. S., Rozance, P. J., Anthony, R. V. An animal model of placental insufficiency-induced intrauterine growth restriction. Semin. Perinatol. 32 (3), 225-2230 (2008).
  13. Eixarch, E., Figueras, F., et al. An experimental model of fetal growth restriction based on selective ligature of uteroplacental vessels in the pregnant rabbit. Fetal Diagn. Ther. 26 (4), 203-211 (2009).
  14. Eixarch, E., Hernandez-Andrade, E., et al. Impact on fetal mortality and cardiovascular Doppler of selective ligature of uteroplacental vessels compared with undernutrition in a rabbit model of intrauterine growth restriction. Placenta. 32 (4), 304-309 (2011).
  15. Eixarch, E., Batalle, D., et al. Neonatal neurobehavior and diffusion MRI changes in brain reorganization due to intrauterine growth restriction in a rabbit model. PLoS One. 7 (2), e31497(2012).
  16. Figueroa, H., Lozano, M., et al. Intrauterine growth restriction modifies the normal gene expression in kidney from rabbit fetuses. Early Hum. Dev. , (2012).
  17. Alfirevic, Z., Stampalija, T., Gyte, G. M. Fetal and umbilical Doppler ultrasound in high-risk pregnancies. Cochrane Database Syst. Rev. (1), CD007529(2010).
  18. Baschat, A. A. Examination of the fetal cardiovascular system. Semin. Fetal Neonatal. Med. 16 (1), 2-12 (2011).
  19. GraphPad QuickCalcs: Random number calculators [Internet]. , GraphPad Software, Inc. Available from: http://graphpad.com/quickcalcs/randMenu/ (2012).
  20. Rychik, J., Ayres, N., et al. American Society of Echocardiography guidelines and standards for performance of the fetal echocardiogram. J. Am. Soc. Echocardiogr. 17 (7), 803-810 (2004).
  21. Gnyawali, S. C., Roy, S., Driggs, J., Khanna, S., Ryan, T., Sen, C. K. High-frequency high-resolution echocardiography: first evidence on non-invasive repeated measure of myocardial strain, contractility, and mitral regurgitation in the ischemia-reperfused murine heart. J. Vis. Exp. (41), e1781(2010).
  22. Forfia, P. R., Fisher, M. R., et al. Tricuspid annular displacement predicts survival in pulmonary hypertension. Am J Respir Crit Care Med. 174 (9), 1034-1041 (2006).
  23. Matos, J., Kronzon, I., Panagopoulos, G., Perk, G. Mitral annular plane systolic excursion as a surrogate for left ventricular ejection fraction. J. Am. Soc. Echocardiogr. 25 (9), 969-974 (2012).
  24. Cruz-Martinez, R., Figueras, F., et al. Normal reference ranges from 11 to 41 weeks' gestation of fetal left modified myocardial performance index by conventional Doppler with the use of stringent criteria for delimitation of the time periods. Fetal Diagn. Ther. 32 (1-2), 79-86 (2012).
  25. Edwards, A., Baker, L. S., Wallace, E. M. Changes in umbilical artery flow velocity waveforms following maternal administration of betamethasone. Placenta. 24 (1), 12-16 (2003).
  26. Edwards, A., Baker, L. S., Wallace, E. M. Changes in fetoplacental vessel flow velocity waveforms following maternal administration of betamethasone. Ultrasound Obstet. Gynecol. 20 (3), 240-244 (2002).
  27. Neitzke, U., Harder, T., et al. Intrauterine growth restriction in a rodent model and developmental programming of the metabolic syndrome: a critical appraisal of the experimental evidence. Placenta. 29 (3), 246-254 (2008).
  28. Neitzke, U., Harder, T., Plagemann, A. Intrauterine growth restriction and developmental programming of the metabolic syndrome: a critical appraisal. Microcirculation. 18 (4), 304-311 (2011).
  29. Maulik, D., Mundy, D., Heitmann, E. Evidence-based approach to umbilical artery Doppler fetal surveillance in high-risk pregnancies: an update. Clin. Obstet. Gynecol. 53 (4), 869-878 (2010).
  30. Morrow, R. J., Adamson, S. L., Bull, S. B., Ritchie, J. W. Effect of placental embolization on the umbilical arterial velocity waveform in fetal sheep. Am. J. Obstet. Gynecol. 161 (4), 055-60 (1989).
  31. Kingdom, J. C., Burrell, S. J., Kaufmann, P. Pathology and clinical implications of abnormal umbilical artery Doppler waveforms. Ultrasound Obstet. Gynecol. 9 (4), 271-286 (1997).
  32. Van Mieghem, T., DeKoninck, P., Steenhaut, P., Deprest, J. Methods for prenatal assessment of fetal cardiac function. Prenat. Diagn. 29 (13), 1193-1203 (2009).
  33. Van Mieghem, T., Giusca, S., et al. Prospective assessment of fetal cardiac function with speckle tracking in healthy fetuses and recipient fetuses of twin-to-twin transfusion syndrome. J. Am. Soc. Echocardiogr. 23 (3), 301-308 (2010).
  34. Cruz-Martinez, R., Figueras, F., Hernandez-Andrade, E., Oros, D., Gratacos, E. Changes in myocardial performance index and aortic isthmus and ductus venosus Doppler in term, small-for-gestational age fetuses with normal umbilical artery pulsatility index. Ultrasound Obstet. Gynecol. 38 (4), 400-405 (2011).
  35. Comas, M., Crispi, F., Cruz-Martinez, R., Figueras, F., Gratacos, E. Tissue Doppler echocardiographic markers of cardiac dysfunction in small-for-gestational age fetuses. Am. J. Obstet. Gynecol. 205 (1), 57.e1-57.e6 (2011).
  36. Baschat, A. A. Venous Doppler evaluation of the growth-restricted fetus. Clin. Perinatol. 38 (1), 103-112 (2011).
  37. Hodges, R. J., Wallace, E. M. Mending a growth-restricted fetal heart: should we use glucocorticoids? J. Matern. Fetal Neonatal. Med. , (2012).
  38. Miller, S. L., Chai, M., et al. The effects of maternal betamethasone administration on the intrauterine growth-restricted fetus. Endocrinology. 148 (3), 1288-1295 (2007).
  39. Palahniuk, R. J., Shnider, S. M. Maternal and fetal cardiovascular and acid-base changes during halothane and isoflurane anesthesia in the pregnant ewe. Anesthesiology. 41 (5), 462-472 (1974).
  40. Baumgartner, C., Bollerhey, M., Ebner, J., Laacke-Singer, L., Schuster, T., Erhardt, W. Effects of ketamine-xylazine intravenous bolus injection on cardiovascular function in rabbits. Can. J. Vet. Res. 74 (3), 200-208 (2010).
  41. Cruz-Martinez, R., Figueras, F., et al. Learning curve for Doppler measurement of fetal modified myocardial performance index. Ultrasound Obstet. Gynecol. 37 (2), 158-162 (2011).
  42. Germanakis, I., Gardiner, H. Assessment of fetal myocardial deformation using speckle tracking techniques. Fetal Diagn. Ther. 32 (1-2), 39-46 (2012).
  43. D'hooge, J., Heimdal, A. Regional strain and strain rate measurements by cardiac ultrasound: principles, implementation and limitations. Eur. J. Echocardiogr. 1 (3), 154-170 (2000).
  44. Flake, A. W., Villa, R. L., Adzick, N. S., Harrison, M. R. Transamniotic fetal feeding. II. A model of intrauterine growth retardation using the relationship of "natural runting" to uterine position. J. Pediatr. Surg. 22 (9), 816-819 (1987).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Niewydolność łożyskafunkcja serca płodudopplerowskie badanie tętnicy pępowinowejtętnica środkowa mózguzastawka żyły głównejVisualSonics VEVO 2100
Echokardiografia płodu i USG Dopplera falami pulsacyjnymi w króliczym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.