Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry

13.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50473

⸱

8 czerwca 2013

 ,  , 
1Department of Surgery, Royal Infirmary of Edinburgh, 2Department of Nephrology, Royal Infirmary of Edinburgh

W tym artykule

Podsumowanie

Darmowy transfer tkanek jest szeroko stosowany w chirurgii rekonstrukcyjnej w celu przywrócenia formy i funkcji po resekcji onkologicznej i urazu. Wstępne przygotowanie tej tkanki przed operacją może poprawić wyniki. W tym artykule opisano płat mięśniowo-skórny poprzeczny mięśnia prostego brzucha (TRAM) in situ u szczurów jako sposób na przetestowanie strategii kondycjonowania wstępnego.

Streszczenie

Darmowy transfer tkanek jest złotym standardem chirurgii rekonstrukcyjnej do naprawy skomplikowanych defektów, które nie są podatne na opcje miejscowe lub wymagają tkanki kompozytowej. Uraz reperfuzyjny niedokrwienny (IRI) jest znaną przyczyną częściowej niewydolności płata wolnego i nie ma skutecznego leczenia. Stworzenie laboratoryjnego modelu tego urazu może okazać się kosztowne zarówno pod względem finansowym, ponieważ konwencjonalnie stosuje się większe ssaki, jak i w zakresie wiedzy wymaganej przez trudność techniczną tych procedur, zwykle wymaga zatrudnienia doświadczonego mikrochirurga. Ta publikacja i film pokazują skuteczne wykorzystanie modelu IRI u szczurów, który nie wymaga specjalistycznej wiedzy mikrochirurgicznej. Procedura ta jest modelem in situ płata poprzecznego mięśniowo-skórnego brzucha (TRAM), w którym stosuje się atraumatyczne zaciski do odtworzenia uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego związanego z tą operacją. Laserowy skaner obrazowania dopplerowskiego (LDI) jest wykorzystywany do oceny perfuzji płata, a oprogramowanie do przetwarzania obrazu, Image J, do oceny procentowej przeżycia skóry jako podstawowej miary wynikowej urazu.

Wprowadzenie

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie wiarygodnego i powtarzalnego modelu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego obserwowanego podczas swobodnego transferu tkanek, aby umożliwić zbadanie strategii interwencyjnych.

Wolny transfer tkankowy jest zdefiniowany jako odwarstwienie naczyniowe izolowanego bloku tkanki, po którym następuje autologiczny przeszczep tej tkanki z zespoleniem przeciętych naczyń płata do naczyń natywnych w miejscu odbiorczym. Procedura jest znana jako FTT, a przenoszona tkanka nazywana jest wolnym płatem.

Swobodny transfer tkanek jest złotym standardem w korekcji złożonych, złożonych defektów, gdzie opcje lokalne są nieodpowiednie lub niedostępne. 1-4 Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienne (IRI) jest nieuniknione w swobodnym transferze tkanek, przyczynia się do niewydolności płata5,6 i nie ma skutecznego leczenia. Fakultatywny charakter operacji bezpłatnych płatów pozwala na podawanie środków farmakologicznych w celu przygotowania do IRI.

IRI powoduje upośledzenie przepływu przez mikrokrążenie poprzez aktywację śródbłonka i dysfunkcję metaboliczną,7 zwiększoną przepuszczalność naczyń włosowatych i późniejszy obrzęk śródmiąższowy7, napływ komórek zapalnych,8 uwalnianie mediatorów zapalnych, reaktywneformy tlenu9 i odkładanie się dopełniacza. 10 Ten złożony proces niedotlenienia i następującego po nim uszkodzenia reperfuzyjnego ostatecznie prowadzi do śmierci komórki. Model mięśniowo-skórnego IRI umożliwia ocenę skuteczności strategii warunkowania wstępnego w odniesieniu do wyników klinicznych. Niedawne prace potwierdziły możliwość wykorzystania modeli zwierzęcych w badaniach IRI jako substytutu IRI u ludzi, porównując zmiany molekularne zaobserwowane u ludzi z istniejącymi danymi na zwierzętach. 10,11

Płat mięśniowo-skórny szczura poprzecznego prostego brzucha (TRAM) został po raz pierwszy opisany w 1987 roku w języku niemieckim12 i w 1993 roku13 w języku angielskim. Model ten zyskał dużą popularność13-25 jako tani, solidny model do badania różnych strategii zmniejszania IRI związanych ze swobodnym transferem tkanek. 14,17-22 Większość tych badań została zaprojektowana jako nieuszypułkowane płaty TRAM oparte na głębokiej, dolnej szypułce naczyniowej nadbrzusza. 15-18,20-22 Porównanie danych z tych badań jest skomplikowane ze względu na zastosowanie różnej wielkości wysp skórnych (10,5 - 30cm2) oraz różną długość obserwacji pooperacyjnej (2 - 10 dni). Średnia procentowa martwica płatów powierzchniowych w grupie kontrolnej tych badań wynosi 69 ± 6,2% (średnia ± SEM). Należy zauważyć, że wszystkie te sześć prac wykorzystuje mięsień prosty brzucha jako nośnik szypułki naczyniowej, ale nie odsłaniają, nie dzielą i nie mikrozespoleją ani nie zaciskają naczyń. Zhang i wsp.23 opisało prawdziwy, wolny płat TRAM szczura oparty na górnych naczyniach nadbrzusza, w których płaty były podniesione, naczynia podzielone, a płat mięśniowo-skórny przeniesiony i mikrozespoleny do naczyń pachwinowych. Ta trudna technika wymagała wykonania mikrozespoleń naczyń o kalibrze 0,45 - 0,5 mm. Wykonano tylko piętnaście z nich, z czego 67% przeżyło. 23 Model opisany przez Zhanga i wsp.23 jest doskonałym modelem klapy TRAM bez człowieka, ponieważ naprawdę odzwierciedla obrażenia odniesione podczas FTT. Inne opublikowane modele płata TRAM szczura dokładniej odzwierciedlają urazy odniesione podczas ludzkiego uszypułowanego TRAM, ale nie odzwierciedlają dokładnie IRI, ponieważ te płaty nie przechodzą okresu niedokrwienia, po którym następuje reperfuzja, ponieważ szypułka naczyniowa nigdy nie jest zaciśnięta ani podzielona i wykonuje się mikrozespolenia. Ten protokół i film opisują nowy model swobodnego transferu tkanek za pomocą szczurzego TRAM, w którym IRI jest replikowany za pomocą mikroklamerów. Jest to wierniejsze odwzorowanie IRI niż poprzednicy TRAM szypułki, ale jest technicznie łatwiejsze niż wykonanie mikrozespolenia. Mikroklamry są szeroko stosowane przez badaczy transplantologii do odtwarzania IRI związanego z przeszczepem narządów litych; 26-33jednak po raz pierwszy został opisany w klapie szczurzego TRAM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie operacje są wykonywane zgodnie z wytycznymi brytyjskiego Ministerstwa Spraw Wewnętrznych i Wydziału Usług Weterynaryjnych Uniwersytetu w Edynburgu.

1. Uwagi dotyczące przygotowania do zabiegu chirurgicznego

  1. Przebierz się w czyste fartuchy chirurgiczne, fartuch, czepek i maskę. Oczyść wszystkie powierzchnie sali operacyjnej, w tym sprzęt, 2% chlorheksydyną w 70% alkoholu izopropylowym.
  2. Przed zabiegiem należy przelać w autoklawie wszystkie materiały i narzędzia chirurgiczne, które będą używane podczas zabiegu. Sterylne opakowania na operację powinny zawierać: 3 serwety, gazę, aplikatory z bawełnianymi końcówkami, folię silikonową i narzędzia chirurgiczne, patrz Tabela Określonych Materiałów i Narzędzi Chirurgicznych oraz Rysunek 1. Zważ szczura i odmierz odpowiednią objętość buprenorfiny (0,04 mg/kg), którą należy podać podskórnie na 1 godzinę przed zakończeniem zabiegu. Ułożyć; 3 x strzykawki o pojemności 1 ml do podawania płynu podskórnego podczas operacji, 2 x 6-0 szwów Vicryl, 1 x 5-0 szwów Ethilon, sterylny marker z linijką i jednorazowym skalpelem z 10 ostrzami, 4 - 5 par sterylnych rękawiczek i ręczny kauteryzator.
  3. Umieścić 4 x 10 ml sterylnych fiolek z solą fizjologiczną o stężeniu 0,9% w łaźni wodnej podgrzanej do temperatury 37 °C. Zostanie on wykorzystany do wymiany płynu podskórnego (1 ml/kg/godz.) oraz do przepłukania pola operacyjnego. Ustaw koc homeotermiczny, sondę doodbytniczą, lampę grzewczą, mikroskop operacyjny i sprzęt anestezjologiczny. Włącz laser i jego oprogramowanie, ustaw kolejny aparat anestezjologiczny i umieść poduszkę grzewczą pod czarną matą, na której zwierzę będzie się leżało podczas skanowania.
  4. Używaj samców szczurów Lewisa o wadze 250-300 g. Szczurów domowych przez 7 dni z jedzeniem i wodą ad libitum z 12-godzinnymi cyklami światła i ciemności przed wykonaniem jakiejkolwiek operacji.

2. Znieczulenie i przygotowanie skóry

  1. Umieść szczura w komorze indukcyjnej urządzenia do znieczulania i podawaj 4% izofluranu z 1 l / min O2 przez 2-3 minuty w celu wywołania znieczulenia. Wyjmij znieczulonego szczura z komory i połóż go na wznak na czystej, podgrzewanej macie. Utrzymuj izofluran na poziomie 1,5% za pomocą stożka nosowego. Zastosuj lakrilube lub podobny środek, aby zapobiec ścieraniu rogówki podczas zabiegu. Przed kontynuowaniem wykonaj test szczypania opuszki stopy, aby upewnić się, że zwierzę jest odpowiednio znieczulone. Powtórz ten ostatni test przed każdym głównym etapem procedury i odpowiednio dostosuj stężenie wziewnego środka znieczulającego.
  2. Dokładnie ogol przednią część brzucha za pomocą golarki elektrycznej, aby cała powierzchnia brzucha była odsłonięta. Krem do depilacji należy nakładać na czas zalecany przez dostawcę. Usuń krem i dokładnie spłucz skórę podgrzaną sterylną solą fizjologiczną, aby usunąć wszelkie ślady kremu. Nałóż 2% chlorheksydyny w 70% alkoholu izopropylowym na skórę i pozostaw do wyschnięcia przed kontynuacją. Jest to standardowe przygotowanie skóry na naszym oddziale oparte na aktualnych dowodach dotyczących zakażenia miejsca operowanego. 34 Proszę omówić ze swoim Oddziałem Weterynaryjnym, jaka jest standardowa procedura w Państwa oddziale przed wyborem protokołu przygotowania skóry.
  3. Umieść 2 zasłony po obu stronach szczura i zadbaj o ich sterylność. Załóż sterylne rękawiczki i z pomocą asystenta otwórz sterylne opakowania. Umieść wszystkie narzędzia na jednej serwetce, a na drugiej szwy, gazę, bawełniane aplikatory, silikonowy arkusz i sterylny marker z linijką.
  4. Zidentyfikuj linię środkową, używając xiphisternum i ogona jako punktów odniesienia. Zaznacz linię środkową. Zmierz 0,8 cm poniżej wyrostka mieczykowatego i zaznacz ten punkt. Od tego punktu narysuj linię prostopadłą do linii środkowej. Przyjmując linię środkową jako środek klapy, zaznacz 1 cm i 2 cm po lewej i prawej stronie linii środkowej. Narysuj pionowe linie równoległe do linii środkowej z punktów. Zmierz 4 cm poniżej oryginalnej linii poziomej i narysuj do niej kolejną równoległą. Zgodnie z tymi instrukcjami nakreślono klapkę o wymiarach 4 x 4 cm podzieloną na 4 równe paski (patrz rysunek 2).

3. Laserowe obrazowanie dopplerowskie

  1. Ostrożnie przenieś szczura do stożka nosowego drugiego urządzenia do znieczulania przy skanerze LDI. Kontynuuj znieczulenie przy 1,5% izofluranie, 1 l/minO2. Włącz laser i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta, aby rozpocząć skanowanie. Po zapisaniu zeskanowanego pliku zwróć szczura z powrotem do pierwszego zestawu i ponownie włóż sondę doodbytniczą koca homeotermicznego, używając miękkiej białej parafiny jako lubrykantu.

4. Płat TRAM in situ - Mio-skórny model IRI

  1. Ponownie wyszoruj ręce i załóż świeże sterylne rękawiczki. Wytnij okrąg o średnicy 5 cm na środku pozostałej sterylnej zasłony i umieść go na odsłoniętym brzuchu, aby stworzyć udrapowane sterylne pole.
  2. Wykonaj nacięcie wzdłuż lewej bocznej zaznaczonej krawędzi (ryc. 3A i B). Osiągnij hemostazę. Wykonaj podobne nacięcia wzdłuż poziomych linii po lewej stronie linii środkowej. Osiągnij hemostazę.
  3. Tłuszcz pokrywający lewą dolną pochewkę mięśnia prostego powinien być widoczny. Używając kleszczy i cienkich nożyczek do tęczówki, ostrożnie wejdź pod ten tłuszcz. Uważaj, aby nie uszkodzić perforatorów przechodzących przez lewą, przednią osłonę mięśnia prostego. Płaszczyzna otwarta przez takie rozwarstwienie to ta znajdująca się bezpośrednio nad przednią powięzią ściany brzucha. Kontynuuj sekcję w tej płaszczyźnie wokół wyznaczonych marginesów. W lewym dole biodrowym leżą duże, powierzchowne naczynia biodrowe obwodowe - można je zawiązać lub kauteryzować. Następnie ostrożnie rozciągnij rozwarstwienie przyśrodkowo i tylko do bocznego brzegu lewego mięśnia prostego. W tym momencie następuje wyraźna zmiana koloru z różowego na prawie biały (ryc. 3C). Ostrożnie przepłukać obszar sterylną solą fizjologiczną i sprawdzić, czy osiągnięto hemostazę przed umieszczeniem wilgotnej gazy na tym obszarze.
  4. Powtórz procedurę po stronie przeciwnej, ale tym razem rozszerz ją na linię białą (linię środkową). Należy zwrócić uwagę na zidentyfikowanie i kauteryzację wszystkich perforatorów mięśniowo-skórnych powstających w środku prawego mięśnia prostego brzucha (ryc. 3D). Jeśli nie zostanie to zrobione prawidłowo, może to spowodować krwiak pooperacyjny i fałszywe wyniki. Podobnie osiągnij hemostazę, przewodnij i umieść wilgotną gazę na podniesionej klapie.
  5. Wróć do dolnego brzegu lewego mięśnia prostego przedniego (ryc. 3E i F). Kauteryzuj najgorszy widziany perforator. Przystąp do wycinania małego (ok. 0,6 cm x 0,6 cm) okienka w przedniej pochewce odbytnicy prostej za pomocą mikronożyczek i spiczastych, zakrzywionych kleszczyków Graeffe. rozcinaj powoli wzdłuż bocznego brzegu mięśnia, aż mięsień przerzedzi się, ale zanim tylna pochewka zostanie przerwana. Następnie obróć kleszcze i tępo rozetnij przyśrodkowo, aż brzuch mięśnia znajdzie się na zakrzywionej krawędzi kleszczy, a końcówki będą wolne na przyśrodkowym brzegu. Nałóż około 6 cm 5-0 Ethilon do szczęk kleszczy i zwiąż dolną pochewkę mięśnia prostego. Po zakończeniu tego etapu płat mięśniowo-skórny jest izolowany na jednym dominującym naczyniu - głębokich górnych naczyniach nadbrzusza. Przykryj wilgotną gazą.
  6. Pokrój folię silikonową w owale z gładkimi rogami (Rysunek 3G). Powinny one być wystarczająco duże, aby pokryć większość obszaru odsłoniętego pod częściami powięziowo-skórnymi płata. Należy jednak zachować ostrożność, aby upewnić się, że krawędź skóry może zostać zamknięta bez żadnego naprężenia, a przyśrodkowa krzywizna owalu może wymagać ponownego sparowania, aby zapobiec jej upośledzeniu przepływu przez pozostałe perforatory. Są one następnie zszywane na miejscu za pomocą 6-0 Vicryl (ryc. 3H). Przykryj wilgotną gazą.
  7. Za pomocą prostych, przerywanych szwów 5-0 Ethilon "przymocowuje" płatek, aby zmniejszyć straty ciepła i wody (ryc. 3I). Przykryj wilgotną gazą.
  8. Przedłuż ranę wyżej na lewo od wyrostka mieczykowatego (ryc. 3I). Zszyj to do lewego górnego kwadrantu, aby poprawić pole widzenia.
  9. Odetnij cały leżący tłuszcz, aby odsłonić górną, lewą, przednią pochewkę mięśnia prostego. Wytnij małe (0,6 cm x 0,6 cm) okienko w tej osłonie (Rysunek 3J). Przedłuż ranę przyśrodkowo, aż do zmiany trajektorii włókien mięśniowych z pionowej na skośną i konsystencji od ciasno upakowanych do luźnych włókienek.
  10. Ostrożnie włóż zakrzywione kleszcze między te dwa mięśnie i otwórz płaszczyznę przez rozwarstwienie. Ostrożnie przyciąć tylko do górnej powierzchni tych zakrzywionych kleszczy przecinających brzuch lewego mięśnia prostego brzucha, aby odsłonić leżącą pod spodem głęboką, górną tętnicę i żyłę nadbrzusza (ryc. 3K).
  11. Używając mikroinstrumentów i dużej mocy mikroskopu operacyjnego, ostrożnie oddziel tętnicę i żyłę oraz usuń otaczający tłuszcz.
  12. Nałóż atraumatyczne zaciski Acland na tętnicę i żyłę (typ B-1, "V") i uruchom timer, aby odliczać 30-minutowy okres niedokrwienia. Przepłukać zaciśniętą szypułkę i przykryć gazą. Nie stosowaliśmy leków rozszerzających naczynia krwionośne, takich jak werapamil lub pabavarina, ale jeśli skurcz naczyń jest problemem, należy rozważyć te leki.
  13. Podawać buprenorfinę (0,04 mg/kg) i podgrzaną, jałową sól fizjologiczną (1 ml/kg/godz.).
  14. Zaczynając od lewego górnego rogu, zszyj płat na miejscu za pomocą szwów podskórnych 6-0 Vicryl, zatrzymując się i wiążąc na wyrostka mieczykowatym.
  15. Po upływie 30 minut czasu niedokrwienia ostrożnie zdejmij zaciski i przepłucz szypułkę podgrzaną solą fizjologiczną. Sprawdź, czy przepływ został przywrócony. Należy pamiętać, że ten czas niedokrwienia został określony przez brytyjskie Ministerstwo Spraw Wewnętrznych. Być może uda się wydłużyć ten czas naukowcom pracującym w innych organach. Wydłużenie czasu niedokrwienia prawdopodobnie doprowadzi do gorszego wyniku klinicznego.
  16. Zszyj przecięte krawędzie mięśnia prostego z powrotem na miejscu za pomocą 6-0 Vicryl. Uważaj, aby nie wywierać zbyt dużego napięcia, ponieważ może to prowadzić do załamania naczyń.
  17. Zakończ szycie podskórne, uważając, aby ukryć wszystkie węzły pod skórą (ryc. 3K).
  18. Oczyść obszar rany i pozostaw do wyschnięcia. Ponownie narysuj strefy na klapie.
  19. Ponownie zeskanuj zwierzę, aby uzyskać obraz pooperacyjny.
  20. Ponownie nałożyć lakluz na oczy zwierzęcia i umieścić w ogrzewanym inkubatorze (37 °C) na 1 godzinę do rekonwalescencji przed powrotem do pomieszczenia hodowlanego.

Krytyczne kroki w protokole

Sedno procedury polega na identyfikacji głębokich, górnych naczyń w nadbrzuszu. Jest to wyraźnie pokazane w załączonym filmie. Krótko mówiąc, w przedniej pochewce odbytnicy wycina się okno, aby odsłonić leżące pod spodem włókna mięśniowe, które będą biegły wzdłużnie. Poprzez wydłużenie powierzchownego rozwarstwienia przedniej pochewki prostej przyśrodkowo obserwuje się zmianę trajektorii włókien mięśniowych z podłużnej na skośną. Włóż tępo zakończone, zakrzywione kleszcze Graeffe (lub podobne) na przecięciu tych dwóch wiązek włókien mięśniowych. rozcięcie boczne. Wytnij za pomocą mikronożyczek na górnej powierzchni zakrzywionych kleszczy trzymanych w tej płaszczyźnie między wiązkami włókien mięśniowych. Po usunięciu kleszczyków Graeffe głęboka, górna tętnica i żyła nadbrzusza będą obserwowane w środku mięśnia prostego brzucha. Usuń tłuszcz pokrywający naczynia za pomocą mikronarzędzi i przyłóż zaciski.

Części powięziowo-skórne płata TRAM szczura są na tyle cienkie, że płat może przyjąć formę pełnogrubego przeszczepu skóry. Aby temu zapobiec i upewnić się, że jest to prawdziwy model IRI, cienki, elastyczny arkusz silikonu jest umieszczony pod częściami powięziowo-skórnymi płatka. 35 Etap ten został przyjęty przez innych badaczy zajmujących się modelami szczurzych TRAM. 17,21,25

Szczury przegryzają węzły, więc upewnij się, że wszystkie szwy są podskórne, a wszystkie węzły są zakopane. Przeprowadzając skrupulatne szycie, można uniknąć autokannabilizmu płatów, jak donoszą inni badacze. 24

Po podaniu buprenorfiny zmniejsz znieczulenie podtrzymujące do 1% izofluranu (1L/min O2).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Modele szczurze są bardziej ekonomiczne niż modele większych zwierząt,36 wykazują naturalną odporność na choroby i mogą być modyfikowane genetycznie. Uważano, że zwierzęta z luźną skórą, takie jak gryzonie, mają inny układ unaczynienia skóry w porównaniu do zwierząt z skórą przymocowaną, takich jak ludzie i świnie. U zwierząt z luźną skórą skóra jest zaopatrywana głównie przez bezpośrednie naczynia krwionośne skóry, które przechodzą przez tłuszcz podskórny do skóry powierzchniowej (Rysunek 4)...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Modyfikacje i rozwiązywanie problemów

Przedstawiony tutaj protokół odtwarza IRI obserwowany w swobodnym transferze tkanek w systemie eksperymentalnym, umożliwiając dalsze zrozumienie tego procesu i zapewnia środki do zbadania sposobów poprawy IRI i poprawy wyników. Można to łatwo zmodyfikować, aby spowodować poważniejszy uraz, jeśli byłby oparty na niedominującej, głębokiej, dolnej szypułce nadbrzusza lub gdyby czas niedokrwienia był wydłużony.

Ograniczenia techniki

...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie mamy żadnych ujawnień.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez G1000299 grantu Rady ds. Badań Medycznych.

Autor korespondencyjny chciałby podziękować Gary'emu Borthwickowi, University of Edinburgh, za asystę podczas operacji.

Autorzy chcieliby podziękować za porady Helen Douglas i Iaina Mackaya i umożliwić nam obserwację ich procedury płata Deep Lower Epigastric (DIEP) (Canniesburn Plastic Surgery Unit, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK).

Autorzy chcieliby również podziękować Gary'emu Blackie z Uniwersytetu w Edynburgu za pomoc w przygotowaniu filmu do tego artykułu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
dopplerowski Moor LD12http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Kompletny homeotermiczny system kocowy z elastyczną sondą. Mały. 230 VAC, 50 Hz507221Fwww.harvardapparatus.com
Graeffe kleszcze 0,8 mm końcówki zakrzywione11052-102, http://www.finescience.de
Acland zaciski00398 VB-1 ’ V’ Zaciski wzorcowe stosowane zarówno na tętnicy, jak i żyle. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdfaplikator
zaciskowyCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Jednostka726067www.harvardapparatus.com
Rozszerzacze mikronaczyń 11 cm końcówki 0,3 mm 00124D-5a.2http://www.merciansurgical.com
Kleszcze do mikro jubilerów 11cm kątowe 00109JFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Kleszcze do mikro jubilerów 11 cm proste 00108JF-5http://www.merciansurgical.com
Acland Pojedyncze zaciski B-1V (para)396http://www.merciansurgical.com
Mikro nożyczki Okrągłe Uchwyty 15 cm Proste67http://www.merciansurgical.com
Irysowe Nożyczki 11,5 cm Krzywe EASY-CUTEA7613-11http://www.merciansurgical.com
Mayo Nożyczki 14 cm Ostrza proste fazowane EASY-CUTEA7652-14http://www.merciansurgical.com
Derf Uchwyty do igieł 12 cm TC703DE12http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0W9913http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Kleszcze zębate Adson (bardzo cienkie)7973http://www.millermedicalsupplies.com/
Uchwyty do igieł Castroviejo12565-14http://s-and-t.ne
Lampagrzewczahttp://www.chicken-house.co.uk
Folia silikonowa 0,3 mm półprzezroczystahttp://www.silex.co.uk/
Oprogramowaniehttp://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI picohttp://www.zeiss.co.uk/
Mikroskop
Vet tech solution izofluoran righttp://www.vet-tech.co.uk/
Vet tech solution izofluoran righttp://www.vet-tech.co.uk/
Laserowy skaner kauteryzacyjna Gemini Image Joperacyjny

Bibliografia

  1. Wang, X., et al. Free anterolateral thigh adipofascial flap for hemifacial atrophy. Ann. Plast. Surg. 55 (6), 617-622 (2005).
  2. Eckardt, A., Fokas, K. Microsurgical reconstruction in the head and neck region: An 18-year experience with 500 consecutive cases. J. Cranio. Maxill. Surg. 31 (4), 197-201 (2003).
  3. Yazar, S., et al. Safety and reliability of microsurgical free tissue transfers in paediatric head and neck reconstruction - a report of 72 cases. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (7), 767-771 (2008).
  4. Blondeel, P. N., Landuyt, K. H. V., Monstrey, S. J. Surgical-technical aspects of the free diep flap for breast reconstruction. Operat. Tech. Plast. Reconstr. Surg. 6 (1), 27-37 (1999).
  5. Siemonow, M., Arslan, E. Ischaemia/reperfusion injury: A review in relation to free tissue transfers. Microsurgery. 24, 468-475 (2004).
  6. Wang, W. Z. Investigation of reperfusion injury and ischaemic preconditioning in microsurgery. Microsurgery. 29, 72-79 (2009).
  7. Rucker, M., et al. Reduction of inflammatory response in composite flap transfer by local stress conditioning-induced heat-shock protein 32. Surgery. 129 (3), 292-301 (2001).
  8. Cetinkale, O., et al. Involvement of neutrophils in ischemia-reperfusion injury of inguinal island skin flaps in rats. Plast. Reconstr. Surg. 102 (1), 153-160 (1998).
  9. Korthuis, R. J., Granger, D. N., Townsley, M. I., Taylor, A. E. The role of oxygen-derived free radicals in ischemia-induced increases in canine skeletal muscle vascular permeability. Circ. Res. 57 (4), 599-609 (1985).
  10. Eisenhardt, S. U., et al. Monitoring molecular changes induced by ischemia/reperfusion in human free muscle flap tissue samples. Ann. Plast. Surg. 68 (2), 202-208 (2012).
  11. Dragu, A., et al. Gene expression analysis of ischaemia and reperfusion in human microsurgical free muscle tissue transfer. J. Cell. Mol. Med. 15 (4), 983-993 (2011).
  12. Tilgner, A., Herrberger, U. [myocutaneous flap models in the rat. Anatomy, histology and preparation technic of the myocutaneous rectus abdominis flap]. Z. Versuchstierkd. 29 (5-6), 231-236 (1987).
  13. Dunn, R. M., Huff, W., Mancoll, J. The rat rectus abdominis myocutaneous flap: A true myocutaneous flap model. Ann. Plast. Surg. 31 (4), 352-357 (1993).
  14. Clugston, P. A., Perry, L. C., Fisher, J., Maxwell, G. P. A rat transverse rectus abdominis musculocutaneous flap model: Effects of pharmacological manipulation. Ann. Plast. Surg. 34 (2), 154-161 (1995).
  15. Ozgentas, H. E., Shenaq, S., Spira, M. Development of a tram flap model in the rat and study of vascular dominance. Plast. Reconstr. Surg. 94 (7), 1012-1017 (1994).
  16. Doncatto, L. F., da Silva, J. B., da Silva, V. D., Martins, P. D. Cutaneous viability in a rat pedicled tram flap model. Plast. Reconstr. Surg. 119 (5), 1425-1430 (2007).
  17. Lineaweaver, W. C., et al. Vascular endothelium growth factor, surgical delay, and skin flap survival. Ann. Surg. 239 (6), 866-873 (2004).
  18. Rezende, F. C., et al. Electroporation of vascular endothelial growth factor gene in a unipedicle transverse rectus abdominis myocutaneous flap reduces necrosis. Ann. Plast. Surg. 64 (2), 242-246 (2010).
  19. Zacchigna, S., et al. Improved survival of ischemic cutaneous and musculocutaneous flaps after vascular endothelial growth factor gene transfer using adeno-associated virus vectors. Am. J. Pathol. 167 (4), 981-991 (2005).
  20. Zhang, F., et al. Improvement of skin paddle survival by application of vascular endothelial growth factor in a rat tram flap model. Ann. Plast. Surg. 46, 314-319 (2010).
  21. Hijjawi, J., et al. Platelet-derived growth factor β, but not fibroblast growth factor 2, plasmid DNA improves survival of ischemic myocutaneous flaps. Arch. Surg. 139 (2), 142-147 (2004).
  22. Wong, M. S., et al. Basic fibroblast growth factor expression following surgical delay of rat transverse rectus abdominis myocutaneous flaps. Plast. Reconstr. Surg. 113 (7), 2030-2036 (2004).
  23. Zhang, F., et al. Microvascular transfer of the rectus abdominis muscle and myocutaneous flap in rats. Microsurgery. 14 (6), 420-423 (1993).
  24. Hallock, G. G., Rice, D. C. Comparison of tram and diep flap physiology in a rat model. Plast Reconstr Surg. 114 (5), 1179-1184 (2004).
  25. Qiao, Q., et al. Patterns of flap loss related to arterial and venous insufficiency in the rat pedicled tram flap. Annals of Plastic Surgery. 43 (2), 171(1999).
  26. Persy, V. P., Verhulst, A., Ysebaert, D. K., De Greef, K. E., De Broe, M. E. Reduced postischemic macrophage infiltration and interstitial fibrosis in osteopontin knockout mice. Kidney Int. 63 (2), 543-553 (2003).
  27. Li, Y., et al. Overexpression of cgmp-dependent protein kinase i (pkg-i) attenuates ischemia-reperfusion-induced kidney injury. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 302 (5), 561-570 (2012).
  28. Hunter, J. P., et al. Effects of hydrogen sulphide in an experimental model of renal ischaemia-reperfusion injury. Brit. J. Surg. 99 (12), 1665-1671 (2012).
  29. Hamada, T., Fondevila, C., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Metalloproteinase-9 deficiency protects against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology. 47 (1), 186-198 (2008).
  30. Duarte, S., Hamada, T., Kuriyama, N., Busuttil, R. W., Coito, A. J. Timp-1 deficiency leads to lethal partial hepatic ischemia and reperfusion injury. Hepatology. 56 (3), 1074-1085 (2012).
  31. Shen, X. D., et al. Cd154-cd40 t-cell costimulation pathway is required in the mechanism of hepatic ischemia/reperfusion injury, and its blockade facilitates and depends on heme oxygenase-1 mediated cytoprotection. Transplantation. 74 (3), 315-319 (2002).
  32. Liu, J., et al. Endoplasmic reticulum stress modulates liver inflammatory immune response in the pathogenesis of liver ischemia and reperfusion injury. Transplantation. 94 (3), 211-217 (2012).
  33. Pan, G. Z., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells ameliorate hepatic ischemia/reperfusion injuries via inactivation of the mek/erk signaling pathway in rats. J. Surg. Res. 178 (2), 935-948 (2012).
  34. Darouiche, R. O., et al. Chlorhexidine-alcohol versus povidone-iodine for surgical-site antisepsis. New. Engl. J. Med. 362 (1), 18-26 (2010).
  35. Fukui, A., Inada, Y., Murata, K., Tamai, S. Plasmatic imbibition" in the rabbit flow-through venus flap, using horseradish peroxidase and fluoroscein. J. Reconstr. Mirosurg. 11, 255-264 (1995).
  36. Dunn, R. M., Mancoll, J. Flap models in the rat: A review and and reappraisal. Plast. Reconstr. Surg. 90 (2), 319-328 (1992).
  37. Taylor, G., Minabe, T. The angiosomes of the mammals and other vertebrates. Plast. Reconstr. Surg. 89 (2), 181-215 (1992).
  38. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The versatile deep inferior epigastric (inferior rectus abdominis) flap. Brit. J. Plast. Surg. 37 (3), 330-350 (1984).
  39. Taylor, G., Corlett, R., Boyd, J. The extended deep inferior epigastric flap: A clinical technique. Plast. Reconstr. Surg. 72 (6), 751-765 (1983).
  40. Tai, Y., Hasegawa, H. A tranverse abdominal flap for reconstruction after radical operations for recurrent breast cancer. Plast. Reconstr. Surg. 53 (1), 52-54 (1974).
  41. Scheflan, M., Dinner, M. I. The transverse abdominal island flap: Part i. Indications, contraindications, results, and complications. Ann. Plast. Surg. 10, 24-35 (1983).
  42. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Pripp, A. H., Tonseth, K. A. Monitoring microcirculatory changes in the deep inferior epigastric artery perforator flap with laser doppler perfusion imaging. Ann. Plast. Surg. 67 (2), 139-142 (2011).
  43. Tindholdt, T. T., Saidian, S., Tonseth, K. A. Microcirculatory evaluation of deep inferior epigastric artery perforator flaps with laser doppler perfusion imaging in breast reconstruction. J. Plast. Surg. Hand. Surg. 45 (3), 143-147 (2011).
  44. Booi, D. I., Debats, I. B. J. G., Boeckx, W. D., van der Hulsi, R. R. W. J. A study of perfusion of the distal free-tram flap using laser doppler flowmetry. J. Plast. Reconstr. Aes. 61, 282-288 (2008).
  45. Hallock, G. G. Physiological studies using laser doppler flowmetry to compare blood flow to the zones of the free tram flap. Ann. Plast .Surg. 47 (3), 229-233 (2001).
  46. Collin, T. Image j for microscopy. Biotechniques. Suppl. 43 (1), 25-30 (2007).
  47. Hallock, G., Rice, D. Physiologic superiority of the anatomic dominant pedicle of the tram flap in a rat model. Plast. Reconstr. Surg. 96, 111-118 (1995).
  48. Ozmen, S., Ayhan, S., Demir, Y., Siemionow, M., Atabay, K. Impact of gradual blood flow increase on ischaemia-reperfusion injury in the rat cremaster microcirculation model. J. Plast. Reconstr. Aes. 61 (8), 939-948 (2008).
  49. Rucker, M., Vollmar, B., Roesken, F., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Microvascular transfer-related abrogation of capillary flow motion in critically reperfused composite flaps. Brit. J. Plast Surg. 55 (2), 129-135 (2002).
  50. Rucker, M., Kadirogullari, B., Vollmar, B., Spitzer, W. J., Menger, M. D. Improvement of nutritive perfusion after free tissue transfer by local heat shock-priming-induced preservation of capillary flowmotion. J. Surg. Res. 123, 102-108 (2005).
  51. Rucker, M., et al. New model for in vivo quantification of microvascular embolization, thrombus formation, and recanalization in composite flaps. J. Surg. Res. 108 (1), 129-137 (2002).
  52. Wang, W. Z., Baynosa, R. C., Zamboni, W. A. Update on ischemia-reperfusion injury for the plastic surgeon. Plast. Reconstr. Surg. 128 (6), 685e-692e (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie dopplerowskie laseremanaliza w programie Image Jzaciski atraumatyczneocena perfuzji płatapomiar przeżywalności skóryprocedura chirurgiczna
In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.