Wywołane przez rybołówstwo zmiany w eksploatowanych połowach skorupiaków, takie jak amerykańskie połowy homarów, mogą potencjalnie wpłynąć na ich dynamikę reprodukcyjną, prowadząc do zmniejszenia sukcesu godowego. Celem tego badania było opracowanie nieinwazyjnej metody ustalania sukcesu godowego samic homarów, które mogą być fizjologicznie lub funkcjonalnie dojrzałe.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus)
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pomimo tego, że jest to jedno z najbardziej produktywnych łowisk na północno-zachodnim Atlantyku, wiele pozostaje niewiadomych na temat naturalnej dynamiki reprodukcji amerykańskich homarów. Niedawne prace nad eksploatowanymi populacjami skorupiaków (krabów i homarów) sugerują, że istnieją okoliczności, w których dojrzałe samice nie są w stanie osiągnąć pełnego potencjału reprodukcyjnego z powodu ograniczenia liczby plemników. Aby zbadać tę możliwość w różnych regionach amerykańskich połowów homarów, opracowano wiarygodną i nieinwazyjną metodę pobierania próbek dużej liczby samic homarów na morzu. Metoda ta polega na wprowadzeniu igły do pojemnika nasiennego samicy w celu określenia obecności lub braku czopa plemnikowego i pobrania próbki, którą można zbadać na obecność plemników. Przeprowadzono szereg badań kontrolnych w porcie i laboratorium w celu sprawdzenia niezawodności tej techniki. Wysiłki te obejmowały pobranie próbek od 294 samic homarów, aby potwierdzić, że obecność czopa nasiennego jest wiarygodnym wskaźnikiem plemników w pojemniku, a tym samym krycia. Niniejszy artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat metodologii i wyników uzyskanych z podzbioru wszystkich samic, które pobrano od próby. Spośród 230 samic homarów pobranych z George's Bank i Cape Ann w stanie Massachusetts (zakres wielkości = 71-145 mm długości karapaksu), 90,3% było dodatnich na obecność plemników. Potencjalne wyjaśnienia braku plemników u niektórych samic obejmują: niedojrzałość (brak dojrzałości fizjologicznej), rozpad czopa plemnikowego po użyciu do zapłodnienia lęgu jaj oraz brak aktywności godowej. Badania wskazują, że ta technika badania sukcesu godowego samic homarów jest wiarygodnym wskaźnikiem zastępczym, który można wykorzystać w terenie do dokumentowania aktywności reprodukcyjnej w naturalnych populacjach.
Wprowadzenie
Homar amerykański (Homarus americanus) jest jednym z najbardziej produktywnych łowisk na Północnym Atlantyku (~ 56 000 ton w 2011 roku, o wartości ponad 390 milionów dolarów)1. Istnieje jednak ogólny brak zrozumienia dynamiki reprodukcyjnej tego gatunku w dzikich populacjach. Uzyskanie dokładniejszych szacunków produkcji reprodukcyjnej, w tym liczby i wielkości osobników aktywnie uczestniczących w rozrodzie, może usprawnić proces oceny stada. Na przykład samice, które nie mogą osiągnąć pełnego potencjału reprodukcyjnego z powodu ograniczenia liczby plemników, zostały zidentyfikowane jako problem dla kilku komercyjnie eksploatowanych skorupiaków morskich, w tym: homarów kolczastych2, krabów niebieskich3, krabów królewskich4, krabów kamiennych5 i krabów śnieżnych6. Ogólnym celem jest ustalenie, czy ograniczenie liczby plemników może być również czynnikiem w niektórych regionach amerykańskich połowów homarów.
Pierwsze oznaki potencjalnego problemu z ograniczeniem plemników u homarów zaobserwowano podczas prowadzenia niepowiązanego badania tagowania z jajowatymi samicami homarów (z widocznie nienaruszonymi, niedawno wytłoczonymi jajami). Raporty o odłowach od rybaków wykazały, że ~15% tych zwierząt upuściło lęgi jaj już po 1-2 miesiącach. Robocza hipoteza była taka, że niektóre homary niosły jaja, które nie zostały zapłodnione i w rezultacie "odpadły"7. Wstępne dane z późniejszego badania potwierdziły fakt, że homary będą wytłaczać jaja, nawet jeśli nie udało im się kryć, a te niezapłodnione jaja są noszone tylko przez ~ 1 miesiąc8. Dlatego, biorąc pod uwagę obserwację samic noszących niezapłodnione jaja w naturalnych populacjach, staraliśmy się określić, w jakim stopniu ograniczenie plemników może przyczyniać się do submaksymalnego poziomu reprodukcji przez dojrzałe płciowo homary. Aby osiągnąć ten cel, opracowano technikę wykrywania spermatoforu zdeponowanego przez samce podczas krycia.
Ten artykuł i film opisują nieinwazyjną, prostą metodę opracowaną w celu sprawdzenia sukcesu godowego samic homarów. Technika ta może być szybko i niezawodnie wykorzystana na morzu, zarówno na pokładach statków badawczych, jak i komercyjnych statków rybackich. Przedstawiono szczegółowe informacje na temat tej metody pobierania próbek, jak również niektóre reprezentatywne wyniki, w celu zilustrowania zastosowania tej techniki.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Część A: Technika pobierania prób terenowych
1. Pomiary samic
- Dla każdej samicy homara zmierz długość karapaksu (CL) oraz szerokość drugiego segmentu odwłoka z dokładnością do 1,0 mm, używając suwmiarki.
UWAGA: Drugi segment odwłoka jest mierzony, ponieważ szerokość odwłoka (w miejscu, gdzie samice noszą jaja) jest wskaźnikiem dojrzałości płciowej. Ponadto korzystne może być ustalenie stopnia linienia, aby później dopasować te dane do stadium rozrodczego (patrz krok 1.2). - Odcięcie niewielkiego, dystalnego fragmentu jednego z pleopodów odwłoka (standardowy protokół metodyczny dla homarów) i przechowywanie pleopodu w czystej wodzie morskiej w celu późniejszej obserwacji pod mikroskopem sekcyjnym9.
UWAGA: Ten krok może również ujawnić obecność gruczołów cementowych na pleopodach, co wskazuje na to, że samice przygotowują się do wydalenia jaj10.
2. Wprowadzenie igły
- Wprowadź igłę strzykawki (18 G, patrz Tabela 1) na głębokość ok. 1 cm do zbiornika nasiennego, pod kątem ok. 45° w kierunku ogona (Rycina 1).
UWAGA: U homarów z nienaruszonymi czopami nasiennymi igła może napotkać opór podczas wprowadzania, gdyż przechodzi ona przez czop nasienny przed dotarciem do miejsca najwyższego stężenia plemników w dolnej części zbiornika nasiennego (Rycina 1).
UWAGA: Sama obecność czopa jest wiarygodnym wskaźnikiem tego, że homary się kopulowały. U niektórych osobników opór może być niewielki, co prawdopodobnie wynika z braku spermatoforu, jego niewielkich rozmiarów, faktu, że nie stwardniał on jeszcze w czop, lub z tego, że został już wykorzystany do zapłodnienia jednej lub więcej partii ikry.
Rysunek 1. Wprowadzenie igły i widok zbiornika nasiennego homara. Wprowadzanie igły z tępym końcem do zbiornika nasiennego homara w celu pobrania próbki nasienia. Kąt oraz głębokość wprowadzenia igły są kluczowe dla uzyskania powtarzalnych próbek. Po prawej: Widok zdissekowanego i rozciętego pionowo zbiornika nasiennego. Czop nasienny zajmuje górną lub zewnętrzną część zbiornika, natomiast spermatozoa znajdują się na dnie (w najgłębszym punkcie) zbiornika. Należy zauważyć, że pobieranie próbek poniżej tej głębokości może doprowadzić do przebicia zbiornika i zanieczyszczenia próbki krwią. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy obraz.
3. Przenikanie przez czop nasienny
- Po początkowym wprowadzeniu zwiększ kąt nachylenia igły niemal do pionu (prostopadle do osi ciała) i bardzo powoli zacznij przesuwać ją w dół w kierunku zbiorniczka.
- Utrzymuj igłę pod kątem tak, aby jej czubek był skierowany lekko w stronę ogona. W tej pozycji czubek igły uciska górną część zatyczki, aż w końcu przebije się do macierzy.
- Kontynuuj powolne wpychanie igły w dół, dopóki ponownie nie zostanie wyczuty opór – jest to dno zbiorniczka, z którego pobierana jest próbka.
4. Usuwanie plemników
- Pobrać próbkę (często w postaci stałego czopa, płynnych plemników i innych płynów) z dna zbiornika nasiennego i umieścić ją w oznakowanej plastikowej probówce o pojemności 2,0 ml.
- Przepłukać zbiornik około 0,1-0,5 ml zimnej wody morskiej.
- Pobrać około 0,3 ml płynu i umieścić w tej samej probówce.
- Przechowywać próbki nasienia w lodzie do czasu przeprowadzenia analizy laboratoryjnej.
Część B: Badanie próbek nasienia w laboratorium
UWAGA: Próbki pobrane ze zbiorników nasiennych poszczególnych homarów należy zbadać w celu ustalenia obecności lub braku komórek plemników. - Pobrać około 50 µl płynu z każdej plastikowej probówki, umieścić na szkiełku przedmiotowym z nakryweksem i oglądać pod powiększeniem 100X za pomocą mikroskopu złożonego.
- Określić stan próbek jako: plemniki nieliczne, liczne lub nieobecne (w niniejszym badaniu nie określono dokładnej liczby plemników, Rycina 2).
Rycina 2. Obrazy próbek nasienia homara. Obrazy próbek nasienia homara pobranych z zbiornika nasiennego samicy, obserwowane przy użyciu mikroskopu złożonego przy powiększeniu 40X. Obraz po lewej stronie przedstawia próbkę zawierającą liczne plemniki, natomiast obraz po prawej ilustruje próbkę o niskiej gęstości plemników (pasek skali = 10 μm). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większy obraz.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Dane przedstawione w niniejszej pracy dotyczą podgrupy samic homarów pochodzących z obszarów przybrzeżnych oraz pełnomorskich. Grupa przybrzeżna składała się z 44 homarów złowionych w wodach przybrzeżnych w pobliżu Cape Ann w stanie Massachusetts i przetransportowanych w chłodniach do laboratorium w celu przeprowadzenia badań. Łącznie 186 homarów pełnomorskich zostało złowionych na George's Bank i pobrano z nich próbki w komercyjnym zakładzie holdingowym w stanie New Hampshire.
Próbki nasienia...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ten film i artykuł przedstawiają i demonstrują metodę określania, czy samice homarów pomyślnie się połączyły. Podejście to jest na tyle proste, że może być stosowane do pobierania próbek homarów na dużą skalę na morzu przez różnych użytkowników. Metoda opiera się na wykrywaniu obecności spermatoforu w pojemniku nasiennym, który jest przekazywany z samców do samic homarów podczas krycia. Te spermatofory częściowo twardnieją w czop plemnikowy wkrótce po zdeponowaniu w pojemniku; Tak więc obecność czopa plemnikowego również...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować wszystkim komercyjnym hodowcom homarów z Nowej Anglii, z których łodzi mogliśmy pobrać próbki - ich współpraca jest bardzo doceniana. Ponadto dziękujemy Little Bay Lobster Company (Newington, NH) i Champlin's Seafood (Point Judith, RI), które umożliwiły nam przeprowadzenie próbek w ich obiektach. Następujące studentki UNH udzieliły nieocenionej pomocy podczas tego badania: Haley White, Françoise Morrison, Sarah Havener, Audra Chaput i May Grose. Projekt ten był wspierany przez granty z NH SeaGrant dla WHW (projekt # R/CFR-11) oraz grant UNH Marine Program dla JSG.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Suwmiarka | Mitutoyo Digimatic | 500-196-20 | http://www.globalindustrial.com |
| 3 ml Strzykawka Luer-Lok | Beckton-Dickinson | 309585 | www.bd.com |
| Monoject aluminiowe igły do piasty, 18 G x 1 | Webster Veterinary | 8881202348 | www.mywebstervet.com |
| 2,0 ml Plastikowe rurki do przechowywania | Eppendorf | wu-06333-72 | http://www.coleparmer.com |
| Styropianowa chłodziarka z lodem | |||
| Złożony mikroskop świetlny | Olympus | BH System | http://www.olympusamerica.com |
| Szklane boki z szkiełkiem | 75 mm x 25 mm, grubość ~1 mm | ||
| Pipetor z jednorazowymi końcówkami |
Bibliografia
- FAO and Agriculture Organization of the United Nations). Fisheries and Aquaculture Department. , Available from: http://www.fao.org (2012).
- MacDiarmid, A., Butler, M. J. Sperm economy and limitation in spiny lobsters. Behav. Ecol. Sociobiol. 46, 14-24 (1999).
- Kendall, M. S., Wolcott, D. L., Wolcott, T. G., Hines, A. H. Influence of male size and mating history on sperm content of ejaculates of the blue crab Callinectes sapidus. 230, 235-240 (2002).
- Sato, T., Ashidate, M., Goshima, S. Effects of male mating frequency and male size on ejaculate size and reproductive success of female spiny king crab, Parolithodes brevipes. Mar. Ecol. Prog. Ser. 296, 251-262 (2005).
- Sato, T., Goshima, S. Impacts of male-only fishing and sperm limitation in manipulated populations of an unfished crab, Hapalogaster. 313, 193-204 (2006).
- Rondeau, A., Sainte-Marie, B. Variable mate-guarding time and sperm allocation by male snow crabs (Chionoecetes opilio) in response to sexual competition, and their impact on the mating success of females. Biol. Bull. 201, 204-217 (2001).
- Waddy, S. L., Aiken, D. E. Mating and insemination in the Ameri can lobster,Homarus americanus. Crustacean sexual behavior. Bauer, R. T., Martin, J. W. , Columbia University Press. NY. 126-144 (1990).
- Johnson, K. J., Goldstein, J. S., Watson, W. H. Two methods for determining the fertility status in early-stage American lobster, Homarus americanus, eggs. J. Crust. Biol. 31, 693-700 (2011).
- Aiken, D. E. Proecdysis, setal development, and molt prediction in the American lobster (Homarus). 30, 1337-1344 (1973).
- Aiken, D. E., Waddy, S. L. Cement gland development, ovary maturation, and reproductive cycles in the American lobster Homarus americanus. J. Crust. Biol. 2, 315-327 (1982).
- Pugh, T. L., Goldstein, J. S., Lavalli, K. L., Clancy, M., Watson, W. H. At-sea determination of female American lobsters (Homarus americanus) mating activity: Patterns vs. expectations. Fish. Res. 147, 327-337 (2013).
- Bauer, R. T. Phylogenetic trends in sperm transfer and storage complexity in decapod crustaceans. J. Crust. Biol. 6, 313-325 (1986).
- Talbot, P., Helluy, S. Reproduction and embryonic development. Biology of the Lobster: Homarus americanus. Factor, J. R. , Academic Press. NY. 177-216 (1995).
- Cooper, R. A., Uzmann, J. R. Ecology of juvenile and adult Homarus. The biology and management of lobsters. Cobb, J. S. 2, Academic Press. NY. 97-142 (1980).
- Estrella, B. T., McKiernan, D. J. Catch-per-unit-effort and biological parameters from the Massachusetts coastal lobster (Homarus americanus) resource: description and trends. NOAA Tech. Rep. NMFS. 81, (1989).
- Waddy, S. L., Aiken, D. E. Multiple fertilization and consecutive spawning in large American lobster, Homarus americanus. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 43, 2291-2294 (1986).
- Atlantic States Marine Fisheries Commission (ASMFC). American lobster stock assessment report for peer review. ASMFC Stock Assessment. , Washington, D.C. (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
