Artykuł metodologiczny

Wprowadzanie elastycznych sond neuronowych za pomocą sztywnych usztywnień przymocowanych za pomocą biorozpuszczalnego kleju

DOI:

10.3791/50609

⸱

27 września 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Materials Engineering Division, Lawrence Livermore National Laboratory, 2UCSF Center for Integrative Neuroscience and the Department of Physiology, University of California, San Francisco

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wprowadzenie elastycznych sond mikroelektrod neuronowych jest możliwe dzięki dołączeniu sond do sztywnych usztywnień z glikolem polietylenowym (PEG). Unikalny proces montażu zapewnia jednolite i powtarzalne mocowanie. Po wprowadzeniu do tkanki PEG rozpuszcza się, a usztywnienie jest ekstrahowane. Metoda badawcza in vitro ocenia technikę w żelu agarozowym.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układy mikroelektrod dla urządzeń interfejsu neuronowego, które są wykonane z biokompatybilnego polimeru cienkowarstwowego, powinny mieć wydłużoną żywotność funkcjonalną, ponieważ elastyczny materiał może zminimalizować niekorzystną reakcję tkanek spowodowaną mikroruchem. Jednak ich elastyczność uniemożliwia ich dokładne wprowadzenie do tkanki nerwowej. W artykule przedstawiono metodę tymczasowego mocowania elastycznej sondy mikroelektrodowej do sztywnego usztywnienia za pomocą biorozpuszczalnego glikolu polietylenowego (PEG) w celu ułatwienia precyzyjnego, chirurgicznego wprowadzenia sondy. Unikalna konstrukcja usztywnienia pozwala na równomierne rozprowadzenie kleju PEG na całej długości sondy. Bonding typu flip-chip, powszechne narzędzie stosowane w opakowaniach mikroelektronicznych, umożliwia dokładne i powtarzalne wyrównanie i zamocowanie sondy do usztywnienia. Sonda i usztywnienie są chirurgicznie wszczepiane razem, a następnie PEG pozostawia się do rozpuszczenia, aby usztywnienie można było usunąć, pozostawiając sondę na miejscu. Wreszcie, metoda testowa in vitro jest stosowana do oceny ekstrakcji usztywnienia w modelu tkanki mózgowej z żelu agarozowego. Takie podejście do implantacji okazało się szczególnie korzystne w przypadku dłuższych elastycznych sond (>3 mm). Zapewnia również wykonalną metodę wszczepiania dwustronnych elastycznych sond. Do tej pory technika ta była wykorzystywana do uzyskiwania różnych danych rejestracyjnych in vivo z kory mózgowej szczura.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Układy mikroelektrod są niezbędnym narzędziem w neurobiologii, a także w pojawiających się zastosowaniach klinicznych, takich jak protetyka. W szczególności penetrujące sondy mikroelektrodowe umożliwiają stymulację i rejestrację aktywności neuronalnej poprzez bliski kontakt z komórkami w mózgu, rdzeniu kręgowym i nerwach obwodowych. Głównym wyzwaniem dla wszczepianych sond neuronowych jest stabilność i długowieczność funkcji stymulacji i rejestracji. Modelowanie i badania eksperymentalne interakcji między sondami mikroelektrodowymi a tkanką nerwową sugerują, że jednym z mechanizmów degradacji jest mikrorozerwanie tkanki nerwowej spowodowane niewielkim ruchem względnym między sondą a tkanką 1-3. Jednym z rozwiązań jest wytwarzanie elastycznych sond, które lepiej odpowiadają właściwościom sztywności masowej tkanki nerwowej w celu zminimalizowania względnych mikroruchów. W związku z tym biokompatybilne polimery cienkowarstwowe, takie jak poliimid i parylen, zostały przyjęte jako korzystne podłoża dla sond mikroelektrodowych 4-8.

Wadą elastycznych sond jest to, że trudno je wprowadzić do tkanki nerwowej. Naukowcy przyjęli różne podejścia, aby ułatwić wprowadzanie elastycznych sond przy jednoczesnym zachowaniu pożądanych właściwości mechanicznych. Jedna klasa konstrukcji modyfikuje geometrię sondy polimerowej w celu zwiększenia sztywności w niektórych sekcjach lub osiach przy jednoczesnym zachowaniu podatności w innych częściach. Osiągnięto to poprzez włączenie żeber lub warstw innych materiałów 9,10. Inne podejście polega na zintegrowaniu kanału 3D z konstrukcją sondy polimerowej, która jest wypełniona materiałem biodegradowalnym 11. Sonda ta może być czasowo usztywniona, a po włożeniu materiału do kanału rozpuszcza się i odpływa. Jednak metody takie jak te, które trwale modyfikują geometrię końcowego wszczepionego urządzenia, mogą zagrozić niektórym pożądanym cechom elastycznej sondy.

Jedną z metod, która nie zmienia końcowej geometrii sondy, jest zamknięcie urządzenia polimerowego materiałem biodegradowalnym w celu tymczasowego usztywnienia urządzenia 12-14. Jednak typowe materiały biodegradowalne mają moduły Younga o rzędy wielkości mniejsze niż krzem i w związku z tym wymagałyby większej grubości, aby osiągnąć tę samą sztywność. Odpowiednie pokrycie sondy może skutkować bardziej zaokrągloną lub końcówką, co utrudni wkładanie. Ponadto, ponieważ rozpuszczalne powłoki są odsłonięte, istnieje ryzyko, że rozpuści się one natychmiast po kontakcie z tkanką lub nawet w bliskiej odległości.

Inna klasa metod wykorzystuje nowatorskie materiały podłoża sondy, które zmniejszają sztywność po wszczepieniu w tkankę. Do takich materiałów należą polimery z pamięcią kształtu15 i mechanicznie adaptacyjny nanokompozyt 16. Materiały te są w stanie znacznie zmniejszyć moduł sprężystości po wprowadzeniu i mogą skutkować sondami, które bardziej odpowiadają właściwościom mechanicznym tkanki nerwowej. Jednak osiągalny zakres sztywności jest nadal ograniczony, więc mogą nie być w stanie zapewnić bardzo wysokiej sztywności odpowiadającej drutom silikonowym lub wolframowym. Tak więc w przypadku elastycznych sond, które są bardzo długie (np. >3 mm) lub mają wyjątkowo niską sztywność, nadal może być wymagana metoda tymczasowego mocowania sztywniejszego usztywnienia.

Jeszcze inną obiecującą metodą jest pokrycie usztywniającego wahadłowca trwałą samoorganizującą się monowarstwą (SAM) w celu dostosowania interakcji powierzchniowej między wahadłowcem a elastyczną sondą 17. Po wyschnięciu sonda przylega elektrostatycznie do powlekanego czółenka. Po włożeniu woda migruje na powierzchnię hydrofilową, oddzielając sondę od czółenka, dzięki czemu czółenko może zostać wydobyte. Zademonstrowano ekstrakcję wahadłową ze zmniejszonym przemieszczeniem sondy (85 μm). Jednak ze względu na to, że tylko oddziaływania elektrostatyczne utrzymują sondę na czółenku, istnieje pewne ryzyko poślizgu sondy w stosunku do czółenka przed i podczas wkładania.

Opracowaliśmy metodę, w której elastyczna sonda jest przymocowana do usztywnienia za pomocą tymczasowego biorozpuszczalnego materiału klejącego, który bezpiecznie utrzymuje sondę podczas wkładania. Zastosowane sondy zostały wykonane z poliimidu, który posiada moduł sprężystości rzędu 2-4 GPa. Usztywnienie zostało wykonane z krzemu, o module sprężystości ~200 GPa. Po zamocowaniu dominuje sztywność silikonu, ułatwiając wkładanie. Po włożeniu do tkanki materiał adhezyjny rozpuszcza się, a usztywnienie jest ekstrahowane, aby przywrócić sondzie jej początkową elastyczność. Wybraliśmy glikol polietylenowy (PEG) jako biorozpuszczalny materiał klejący. PEG jest używany w zastosowaniach implantologicznych, takich jak sondy neuronowe, inżynieria tkankowa i dostarczanie leków 11,18,19. Niektóre dowody sugerują, że PEG może osłabiać odpowiedź neurozapalną w tkance mózgowej 18,20. W porównaniu z innymi możliwymi materiałami, w tym sacharozą, kwasem polimlekowo-koglikolowym (PLGA) i alkoholem poliwinylowym (PVA), PEG ma czas rozpuszczania w płynach biologicznych, który jest odpowiedni dla wielu operacji implantologicznych (rzędu kilkudziesięciu minut, w zależności od masy cząsteczkowej). Ponadto jest w stanie stałym w temperaturze pokojowej i ciekłym w temperaturach w zakresie 50-65 °C. Ta właściwość sprawia, że nadaje się szczególnie do naszego precyzyjnego procesu montażu. Ponadto, podobnie jak SAM opisany w 17, rozpuszczony PEG jest hydrofilowy, co ułatwia ekstrakcję usztywnienia. To korzystne podejście jest możliwe dzięki nowatorskiej konstrukcji usztywnienia i metodycznemu procesowi montażu, które zapewniają równomierne pokrycie klejem oraz dokładne i powtarzalne wyrównanie. Oprócz procesu montażu przedstawiamy sposób wdrożenia wyjmowanego usztywnienia podczas zabiegu chirurgicznego, a także procedurę in vitro oceniającą ekstrakcję usztywnienia.

Przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół zakłada, że użytkownik posiada elastyczną polimerową sondę mikroelektrodową. Część protokołu odnosząca się do produkcji usztywnienia i montażu tej sondy z usztywnieniem zakłada dostęp do typowych narzędzi znajdujących się w zakładzie mikrofabrykacji. Protokół związany z wprowadzaniem i ekstrakcją byłby prawdopodobnie wykonywany w laboratorium zorientowanym na neurobiologię.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Montaż sondy do usztywnienia

Ta sekcja protokołu opisuje wytwarzanie usztywnienia krzemowego i montaż cienkowarstwowej sondy polimerowej do usztywniacza. Rysunek 1 ilustruje typową polimerową sondę neuronową wraz z proponowanym usztywnieniem. Szczegóły obliczeń żebra przedstawiono na rysunku 2. Nowatorską cechą tej konstrukcji jest płytki kanał "odprowadzający wilgoć" biegnący wzdłuż jej długości, który służy do rozprowadzania płynnego kleju podczas montażu. Szersza część usztywnienia to wypustka do przenoszenia podczas montażu i chirurgicznego wprowadzania. Zbiornik na wypustce łączy się z kanałem. Komponent jest wytwarzany z krzemu przy użyciu standardowych procesów mikrofabrykacji.

  1. Usztywnienie krzemowe z kanałem odprowadzającym wilgoć zostało wykonane z płytki krzemowo-izolacyjnej (SOI) o grubości warstwy urządzenia równej pożądanej grubości usztywnienia (rysunek 3A). Rozsądny zakres grubości usztywnienia wynosi 20-100 μm. Zaleca się, aby szerokość usztywnienia była o 20-30 μm mniejsza niż szerokość sondy, co pomaga zapobiec przelewaniu się kleju z interfejsu wiązania do górnej części sondy. Najpierw kanały odprowadzające wilgoć są trawione na sucho przy użyciu standardowego procesu Bosch (rysunek 3B). Następnie geometria usztywnienia jest definiowana przez dłuższe wytrawianie, które zatrzymuje się na zakopanej warstwie tlenku (rysunek 3C). Na koniec usztywnienia są uwalniane przez wytrawianie na mokro zakopanej warstwy tlenku w 49% kwasie fluorowodorowym (rysunek 3D). Po dokładnym wypłukaniu usztywniaczy namocz je w wodzie dejonizowanej na 15 min.
  2. Umieść w zbiorniku osad glikolu polietylenowego (PEG) o masie cząsteczkowej 10 000 g/mol (rysunek 4). Podgrzej usztywniacz do temperatury 65 °C, aby PEG stopił się i wniknął do kanału poprzez działanie kapilarne. Następnie ostudzić do temperatury pokojowej, aby zestalić się.
  3. Rysunek 5 przedstawia schemat konfiguracji bondera typu flip chip. Umieść usztywnienie do góry nogami na stopniu podstawowym klejarki typu flip chip, a następnie podnieś usztywnienie za pomocą głowicy narzędzia. Umieść sondę do góry nogami na stoliku podstawowym. Za pomocą klejarki typu flip chip wyrównaj usztywnienie i sondę, a następnie opuść usztywnienie i umieść je na sondzie.
  4. Podstawowy stopień spoiwa typu flip chip powinien mieć element grzejny do podgrzewania podłoża. Po umieszczeniu usztywnienia należy ponownie podgrzać zespół do temperatury 65 °C. Odczekać minutę, aż PEG ponownie się stopi i zacznie wypełniać powierzchnię styku między sondą a usztywnieniem. Chłodny do zestalenia.
  5. Odwróć zespół i sprawdź od góry. Podgrzej w razie potrzeby, aby PEG mógł całkowicie wypełnić interfejs między sondą a usztywnieniem. Można to ocenić wizualnie, ponieważ sonda jest przezroczysta. Ponieważ zespół znajduje się na grzałce górną stroną (sondą) do góry, ręcznie umieść 1-3 dodatkowe granulki stałego PEG na wypustce, aby stopiły się nad sondą, zapewniając dodatkowe wzmocnienie w tym obszarze (Rysunek 6). Na koniec pozwól montażowi ostygnąć, aby PEG zastygł. W tym momencie zespół jest gotowy do chirurgicznego wprowadzenia.

2. Wkładanie i wyjmowanie

  1. Zamontuj zespół sonda-usztywnienie do mikromanipulatora, jak pokazano na rysunku 7A, przyklejając tylną część usztywnienia do ramienia mikromanipulatora w obszarze zakładki. Można to zrobić za pomocą taśmy dwustronnej lub cementu, ale należy uważać, aby nie stykać sondy z klejem. Tymczasowo przymocuj końcówkę złącza sondy do mikromanipulatora za pomocą małego kawałka szpachli samoprzylepnej, tak aby można ją było łatwo usunąć przy użyciu niewielkiej siły.
  2. Umieść zespół sondy nad celem i włóż sondę z żądaną prędkością wkładania. Podczas opracowywania tego protokołu wykorzystano prędkości wprowadzania 0,13-0,5 mm/s.
  3. Natychmiast delikatnie wyjmij końcówkę złącza sondy z mikromanipulatora i oprzyj ją na pobliskiej powierzchni, takiej jak drugie ramię manipulatora (Rysunek 7B). Należy to zrobić, zanim PEG zacznie się rozpuszczać, aby uniknąć przemieszczenia sondy.
  4. Poczekaj, aż PEG się rozpuści. Czas ten będzie zależał od masy cząsteczkowej PEG i obszaru kontaktu między sondą a usztywnieniem. Na przykład przy masie cząsteczkowej PEG 10 000 g/mol, sondzie mikroelektrodowej o średnicy około 6 mm i pasującym usztywnieniu o szerokości 306 μm, stwierdzono, że 15 minut to odpowiednia ilość czasu. W sekcji 3 protokołu przedstawiono metodę badania wymaganego czasu rozpuszczania. W tym czasie nałóż sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) za pomocą zakraplacza wokół wypustki i punktu wprowadzania, aby rozpuścić PEG, który znajduje się powyżej celu (Rysunek 7C).
  5. Za pomocą zmotoryzowanego mikropozycjonera rozpocznij ekstrakcję usztywnienia od przyłożenia przemieszczenia 100 μm z prędkością 5 mm/s. Ten początkowy szybki ruch pomaga przezwyciężyć tarcie statyczne i zminimalizować przemieszczenie sondy. Następnie zakończ wyciąganie usztywnienia z mniejszą prędkością około 0,1 mm/sekundę (Rysunek 7D).
  6. W przypadku rzeczywistej operacji należy kontynuować normalne procedury, aby nałożyć żel, silikon i/lub akryl dentystyczny w miejscu wprowadzenia w celu zabezpieczenia i ochrony sondy, jak pokazano w 21.

3. Test żelu agarozowego

W tej części protokołu opisano konfigurację i procedurę badania ekstrakcji usztywnienia w 0,6% żelu agarozowym, który przybliża właściwości mechaniczne masy, pH i zasolenie tkanki mózgowej 17,22. Ponieważ żel jest prawie przezroczysty na krótkich dystansach, można zaobserwować separację usztywnienia i przemieszczenie sondy.

  1. Przygotować roztwór 0,6% agarozy w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Mieszaj w podwyższonej temperaturze, aby całkowicie rozpuścić proszek agarozy. Wlej roztwór do płytkiego akrylowego pudełka; Żel powinien mieć głębokość 3/4-1. Pozostawić żel w temperaturze pokojowej na godzinę.
  2. Upewnij się, że utwardzony żel jest nasycony PBS, aby nie wysechł, i podgrzej żel do 37 °C.
  3. Ustaw mikromanipulator, pudełko z żelem agarozowym i mikroskopijny system kamer, jak pokazano na rysunku 8.
  4. Włóż szklany referencyjna rurkę referencyjną do pudełka z żelem, wsuwając ją między żel a bok pudełka (Rysunek 8). Użyj wykałaczki dentystycznej, aby wyrównać cechy na referencyjnym powierniku do pola widzenia mikroskopu cyfrowego.
  5. Zamontuj zespół sondy na mikromanipulatorze zgodnie z opisem w kroku 2.1.
  6. Umieść zespół sondy nad żelem około 1 mm za odniesieniem powiernikiem.
  7. Włóż sondę do żelu, używając kamery, aby poprowadzić ją na żądaną głębokość w polu view.
  8. Natychmiast przesuń końcówkę złącza sondy tak, aby spocząła na pobliskiej powierzchni.
  9. Dokonaj wszelkich wymaganych korekt obrazu z kamery, aby ustawić ostrość na sondzie (referencyjne cechy odniesienia mogą być nieco nieostre). Zrób migawkę lokalizacji sondy.
  10. Poczekaj, aż PEG się rozpuści (ten czas może się różnić i w rzeczywistości może być parametrem do przetestowania). Zastosuj PBS w pobliżu zakładki, aby rozpuścić PEG, który znajduje się nad żelem.
  11. W razie potrzeby rozpocznij przechwytywanie wideo i rozpocznij wyciąganie usztywnienia zgodnie z opisem w kroku 2.5. Po zakończeniu ekstrakcji wykonaj ostatnie zdjęcie lokalizacji sondy.
  12. Użyj narzędzi do przetwarzania obrazu, aby porównać obrazy przed i po wyodrębnieniu usztywnienia. Użyj funkcji referencyjnego powiernika, które są widoczne w polu widzenia, aby zarejestrować (wyrównać) obrazy. Skalibruj skalę obrazu na podstawie rozmiaru znanych obiektów na sondzie. Zmierz odległość przemieszczenia sondy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta technika wprowadzania została zastosowana w połączeniu z cienkowarstwowymi sondami poliimidowymi LLNL, które przeszły normy biokompatybilności ISO 10993 i są przeznaczone do przewlekłej implantacji. Typowa cienkowarstwowa sonda poliimidowa jest zilustrowana na rysunku 1 wraz z silikonowym usztywnieniem o długości około 10 mm w wąskim obszarze. To usztywnienie ma jeden kanał odprowadzający wilgoć biegnący wzdłuż jego długości, jak pokazano na rysunku 2. Rysunek 3 ilu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana tutaj metoda zapewnia dobrze kontrolowany proces mocowania cienkowarstwowych sond polimerowych do oddzielnych usztywnień za pomocą biorozpuszczalnego kleju. Przedstawiono również zalecaną procedurę chirurgiczną w celu wdrożenia tych usuwalnych usztywnień oraz technikę walidacji procedury in vitro dla danej konfiguracji sonda-usztywniacz. Ponieważ usztywnienie może być dowolnie sztywne, metoda ta może ułatwić wprowadzanie stosunkowo długich sond (>3 mm). W związku z tym oczekuje się, że metoda insercji bę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez NIH NIDCD Y1-DC-8002-01. Prace te zostały wykonane pod auspicjami Departamentu Energii Stanów Zjednoczonych przez Lawrence Livermore National Laboratory w ramach kontraktu DE-AC52-07NA27344.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Glikol polietylenowy, 10 000 g/molSigma Aldrich309028
AgarozaSigma AldrichA9539
Elastyczny submikronowy klej matrycowyFinetech FineplaceMikromanipulator lambda
KOPF1760-61
Mikroskop cyfrowyHiroxKH-7700
Rewolwer z podwójnym oświetleniem Obiektyw zmiennoogniskowyHiroxMXG-2500REZ
Precyzyjny siłownik z napędemNewportLTA-HSz kontrolerem CONEX-CC

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Polikov, V., Tresco, P., Reichert, W. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148, 1-18 (2005).
  2. Lee, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
  3. Subbaroyan, J., Martic, D. C., Kipke, D. R. A finite-element model of the mechanical effects of implantable microelectrodes in the cerebral cortex. Journal of Neural Engineering. 2, 103-113 (2005).
  4. Lacour Sun, Y., S,, et al. Assessment of the biocompatibility of photosensitive polyimide for implantable medical device use. Journal of Biomedical Materials Research A. 90 (3), 648-655 (2009).
  5. Kipke, D. R., Pellinen, D. S., Vetter, R. J. Advanced neural implants using thin-film polymers. IEEE International Symposium on Circuits and Systems. 4, 173-176 (2002).
  6. Mercanzini, A., Cheung, K., et al. Demonstration of cortical recording using novel flexible polymer neural probes. Sensors and Actuators A. 143, 90-96 (2008).
  7. Stieglitz, T. Flexible biomedical microdevices with double-sided electrode arrangements for neural applications. Sensor and Actuators A. 90, 203-211 (2001).
  8. Tooker, A., Tolosa, V., Shah, K. G., Sheth, H., Felix, S., Delima, T., Pannu, S. Polymer neural interface with dual-sided electrodes for neural stimulation and recording. Proceedings of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society. , 5999-6002 (2012).
  9. Parylene microprobes with engineered stiffness and shape for improved insertion. Egert, D., Peterson, R. L., Najafi, K. Proceedings of Transducers '11, Beijing, China, , (2011).
  10. Lee, K. -K., He, J., et al. Polyimide-based intracortical neural implant with improved structural stiffness. Journal of Micromechanics and Microengineering. 14, 32-37 (2004).
  11. Takeuchi, S., Ziegler, D., et al. Parylene flexible neural probes integrated with microfluidic channels. Lab On A Chip. 5, 519-523 (2005).
  12. Improving mechanical stiffness of coated benzocyclobutene (bcb) based neural implant. Singh, A., Zhu, H., He, J. Proceeding of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society, , 4298-4301 (2004).
  13. Lewitus, D., Smith, K. L., et al. Ultrafast resorbing polymers for use as carriers for cortical neural probes. Acta Biomaterialia. 7, 2483-2491 (2011).
  14. An ultra-compliant, scalable neural probe with molded biodissolvable delivery vehicle. Gilgunn, P. J., Khilwani, R., et al. Proceedings of the 2012 IEEE 25th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 56-59 (2012).
  15. Ware, T., Simon, D., et al. Fabrication of responsive, softening neural interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
  16. Harris, J. P., Capadona, J. R., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8, 1-13 (2011).
  17. Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
  18. Bjugstad, K. B., Lampe, D. S., Kern, D. S., Mahoney, M. Biocompatibility of poly(ethylene glycol)-based hydrogels in the brain: An analysis of the glial response across space and time. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 95 (1), 79-91 (2010).
  19. Greenwalk, R. B., Choe, Y. H., McGuire, J., Conover, C. D. Effective drug delivery by pegylated drug conjugates. Advanced Drug Delivery Reviews. 55 (2), 217-250 (2003).
  20. Effects of adsorbed proteins and an antifouling agent on the impedance of silicon-based neural microelectrodes. Sommakia, S. S., Rickus, J. L., Otto, K. J. Proceedings of the 31st Annual IEEE EMBC International Conference, , 7139-7142 (2009).
  21. Gage, G. J., Stoetzner, C. R., Richner, T., Brodnick, S. K., Williams, J. C., Kipke, D. R. Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals. J. Vis. Exp. (60), e3565(2012).
  22. Chen, Z. -J., Gillies, G. T., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  23. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Felix, S., Shah, K. G., George, D., Tolosa, V., Tooker, A., Sheth, H., Delima, T., Pannu, S. Proceedings of the International Conference of the Engineering in Medicine and Biology Society, , 871-874 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

czenie typu flip chipglikol polietylenowywytwarzanie usztywniacza krzemowegomodel z elu agarozowegotechnika wprowadzania sondymetoda ekstrakcji usztywniaczarejestracja in vivo

Powiązane artykuły