Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Czas trwania posiłku jako miara ustno-twarzowych odpowiedzi nocyceptywnych u gryzoni

7.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50745

⸱

10 stycznia 2014

 , 
1Department of Biomedical Sciences, Texas A&M University Baylor College of Dentistry

W tym artykule

Podsumowanie

Wydłużenie czasu posiłku reprezentuje ustno-twarzowe zachowanie nocyceptywne u gryzoni, podobne do zachowania ochronnego u ludzi z bólem ustno-twarzowym. Jedzenie jest zachowaniem, które nie wymaga treningu ani manipulacji zwierzętami, wymaga udziału kory mózgowej i nie konkuruje z innymi zachowaniami wywołanymi eksperymentalnie, co odróżnia ten test od alternatywnych pomiarów odruchowych lub instrumentalnych.

Streszczenie

Wydłużenie czasu trwania posiłku może być użyte do zmierzenia wzrostu mechanicznego bólu ustno-twarzowego, wykazując podobieństwa do zachowania ochronnego u ludzi z bólem ustno-twarzowym. Aby zmierzyć czas trwania posiłku, nieskrępowane szczury są stale trzymane w wyciszonych, skomputeryzowanych modułach żywieniowych przez kilka dni lub tygodni, aby rejestrować zachowania żywieniowe. Te komory wyciszające są wyposażone w dozowniki pelletu do karmy. Dozownik posiada koryto na pellet z wiązką światła umieszczoną na dnie koryta i gdy gryzoń wyjmie pellet z koryta podajnika, belka ta nie jest już blokowana, sygnalizując komputerowi upuszczenie kolejnego pelletu. Komputer rejestruje datę i godzinę pobrania granulek z koryta i na podstawie tych danych eksperymentator może obliczyć parametry posiłku. Przy obliczaniu parametrów posiłku posiłek został zdefiniowany na podstawie wcześniejszych prac i został ustalony na 10 minut (innymi słowy, gdy zwierzę nie je przez 10 minut, byłby to koniec posiłku zwierzęcia), a także minimalna wielkość posiłku została ustalona na 3 granulki. Czas trwania posiłku, numer posiłku, spożycie pokarmu, wielkość posiłku i odstęp między posiłkami mogą być następnie obliczone przez oprogramowanie dla dowolnego okresu czasu żądanego przez operatora. Spośród parametrów żywienia, które można obliczyć, wykazano, że czas trwania posiłku jest ciągłym nieinwazyjnym biologicznym markerem nocycepcji ustno-twarzowej u samców szczurów i myszy oraz samic szczurów. Pomiary czasu trwania posiłków są ilościowe, nie wymagają treningu ani manipulacji zwierzętami, wymagają udziału kory mózgowej i nie konkurują z innymi zachowaniami wywołanymi eksperymentalnie. Czynniki te odróżniają ten test od innych instrumentalnych lub odruchowych metod rejestrowania nocycepcji ustno-twarzowej.

Wprowadzenie

Modele zwierzęce były używane do badania bólu i nocycepcji związanych z uszkodzeniem ustno-twarzowym i/lub zapaleniem1,2, ale brak odpowiednich modeli zwierzęcych skutkuje niepełnym zrozumieniem mechanizmów. Chociaż obecne modele pomagają nam zrozumieć różne mechanizmy związane z ostrym i przewlekłym bólem ustno-twarzowym, istnieją mocne i słabe strony tych modeli zwierzęcych.

Wiele modeli mierzy behawioralne reakcje nocyceptywne przez krótki czas. Pielęgnacja twarzy jest znaną reakcją behawioralną po zwężeniu nerwów twarzowych3. Inne badania mierzyły pocieranie twarzy ipsilateralną przednią lub tylną łapą, a także wzdryganie głowy po podaniu zastrzyków formaliny do stawu skroniowo-żuchwowego (TMJ) lub wargi4-7. Opóźnienia wycofania głowy to kolejny model pomiaru zachowania nocyceptywnego, w którym zmodyfikowany miernik analgezji machania ogonem jest używany do ilościowego określenia odpowiedzi nocyceptywnej (tj. Wycofania głowy) po podgrzaniu ogolonej wibrysy szczura8. Aktywność mięśni dwubrzuścowych i żwaczy została również zarejestrowana jako korelat bólu po wstrzyknięciu glutaminianu do stawu skroniowo-żuchwowego9. W innym badaniu mierzono zmiany parametrów snu w celu oceny odpowiedzi nocyceptywnych u samców i samic szczurów z zapaleniem stawu skroniowo-żuchwowego, parametry te obejmowały opóźnienie snu, szybkie ruchy gałek ocznych (REM), procent snu nie-REM i procent snu REM10. Większość modeli zwierzęcych, które mierzą behawioralne reakcje nocyceptywne, wykorzystuje krótkie ramy czasowe, tj. od minut do godzin dziennie11-14. Ponadto większość testów na modelach zwierzęcych odbywa się w fazie światła, a u zwierząt prowadzących nocny tryb życia, takich jak szczur, może to powodować stres, który może zakłócić wyniki nocyceptywne15-18. Powyższe testy mierzą odpowiedź nocyceptywną w różnych stanach ustno-twarzowych, ale przez krótki czas, a zatem mogą być wykorzystywane tylko do badania ostrych zaburzeń. W alternatywnym teście wykorzystano wyraz twarzy jako miarę nocycepcji o umiarkowanym czasie trwania, ale ta metodologia może być subiektywna19.

Aby ocenić uporczywą lub przewlekłą nocycepcję ustno-twarzową, niektórzy używali zastosowania włókna von Freya na powierzchni skóry, aby ocenić mechaniczną wrażliwość zwierząt narażonych na zwężenie nerwów lub zapalenie stawu skroniowo-żuchwowego3,20. Liverman i in. 2009 mierzyli reakcje odstawienia przy użyciu stopniowanych monofilamentów po wstrzyknięciach CFA do mięśnia żwacza szczurów 21,22. Yamazaki i wsp.W 2008 roku wstrzyknięto do stawu skroniowo-żuchwowego CFA, a następnie w ciągu 14 dni określono ilościowo zachowania nocyceptywne pod wpływem stymulacji mechanicznej lub ciepłej lub zimna zastosowanej w regionie stawu skroniowo-żuchwowego. Niestety, te nocyceptywne testy behawioralne obejmują powściągliwość zwierząt, które wytwarzają hormony stresu, uczenie się lub alternatywne zachowania, które mogą zakłócać mierzone wyniki.

Modele do pomiaru nocycepcji w zębach wykorzystują odruch otwierania szczęki, ale ta metoda może być zawodna23 lub nieprecyzyjna24. Aktywność elektromiograficzną wykorzystano do pomiaru nocycepcji zębów25, ale ta metoda zazwyczaj wymaga, aby zwierzę było nieprzytomne, chociaż w jednym badaniu nocycepcję zębów badano u swobodnie poruszających się szczurów26. W 2008 roku Khan badał związek między nocycepcją zębów a funkcją żucia za pomocą czułego czujnika tensometrycznego27, ale ten model czasu gryzienia wymaga powstrzymania zwierzęcia od normalnej aktywności 28. Siła ugryzienia jest wiarygodną miarą bólu zębów u ludzi, ale ponieważ szczury wymagają treningu i/lub powściągliwości w mierzeniu siły ugryzienia, pojawia się źródło stresu, które może prowadzić do wyników o wątpliwym znaczeniu fizjologicznym29-31

Niektóre ograniczenia związane z ograniczeniami i stresem można przezwyciężyć za pomocą projektu instrumentalnego do oceny zachowań nocyceptywnych. Jeden z modeli instrumentalnych wykorzystuje unikanie niewygodnej temperatury do oceny i charakterystyki nocycepcji ustno-twarzowej32-35. Ten model nagrody i konfliktu opiera się na nagrodzie w postaci słodzonego mleka, aby skłonić gryzonia do dobrowolnego ustawienia twarzy na podgrzanej lub schłodzonej sondzie termicznej34,36. Test wymaga jednak szkolenia zwierząt, ale mocną stroną testu jest to, że dane są zbierane w sposób zautomatyzowany.

Jeszcze inny model zwierzęcy używał wywołanej nocycepcją dysfunkcji gryzienia jako wskaźnika nocycepcji ustno-twarzowej37. Jednak gryzoń jest zamknięty w rurce, a jego jedynym wyjściem jest przegryzienie kołka, aby wyjść. Zaletą tego modelu jest to, że mierzy on funkcję szczęki po ostrym lub przewlekłym urazie szczęki u myszy. Jednak gryzoń jest zamknięty, co dodaje mylące alternatywne konkurencyjne zachowanie, tj. ucieczkę, która byłaby stresująca, a tym samym mogłaby wpłynąć na wyniki testu nocycepcji.

Czas trwania posiłku został wykorzystany do pomiaru nocycepcji u zwierząt z zapaleniem stawów skroniowo-żuchwowych38-41, ekspozycją miazgi zębów42 i uszkodzeniem mięśni43. Gryzoń, który doświadczył nocycepcji ustno-twarzowej, jadł wolniej po tym, jak zwierzę zainicjowało posiłek. Pacjenci doświadczający bólu stawu skroniowo-żuchwowego potrzebują również więcej czasu na żucie pokarmu, a długość cyklu skraca się, gdy ból stawu skroniowo-żuchwowego zmniejsza się44-46. Oczekuje się, że wydłużenie czasu trwania posiłku, gdy występuje ból stawu skroniowo-żuchwowego, będzie "zachowaniem ochronnym", operacyjnie zdefiniowanym jako zachowanie nocyceptywne47.

Czas trwania posiłku mierzy nocycepcję stawu skroniowo-żuchwowego metodą nieinwazyjną przez okres do 19 dni u samców i samic szczurów oraz 6 dni (najdłuższy badany okres) u samców myszy i może być opisany jako biologiczny marker nocycepcji38-41. Na poparcie tego, że czas trwania posiłku mierzy reakcje nocyceptywne, nocycepcja może być zmniejszona przez interwencję farmakologiczną, powodując, że czas trwania posiłku zwierzęcia wraca do normy38,40,41. Zostało to również potwierdzone, gdy neurony nocyceptywne zostały zniszczone za pomocą kapsaicyny; po zniszczeniu nerwów czas posiłku u zwierząt nie uległ wydłużeniu po wstrzyknięciu CFA do stawu skroniowo-żuchwowego 40.

Poniżej znajduje się protokół, jak uzyskać i statystycznie przeanalizować dane dotyczące czasu trwania posiłku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

W tym modelu szczury lub myszy otrzymywały jedzenie i wodę ad libitum. Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Texas A&M University Baylor College of Dentistry zatwierdził wszystkie protokoły eksperymentalne. Poniżej konkretne ustawienia są pokazane kursywą i są wykorzystywane specjalnie dla modelu zapalenia stawów skroniowo-żuchwowych u szczurów. W tym modelu można również wykorzystać myszy, a także alternatywne modele zwierzęce bólu zębów i miogennego bólu ustno-twarzowego42,43.

1. Ustawienia oprogramowania

  1. Załaduj do komputera oprogramowanie Animal Monitor dla jednostek karmnika.
  2. Oprogramowanie Animals Monitor jest teraz otwierane po kliknięciu ikony i pod wyborem menu plików wybierz opcję rozwijaną "konfiguracja".
  3. W oknie "Konfiguracja monitora zwierząt" odznacz pole zatytułowane "Wejście dostarczone granulki" (Rysunek 1A).
    Uwaga: To pole jest zwykle domyślnie zaznaczone fabrycznie. Usuń zaznaczenie tej opcji. Gdy badacz odznaczy tę opcję, wyniki są rejestrowane przez usunięcie granulki z koryta, a nie podczas dozowania granulki.
    Uwaga: Gdy pole "Automatyczne nazewnictwo plików" jest zaznaczone, oprogramowanie automatycznie nada nazwy plikom (Rysunek 1A). To pole jest zwykle domyślnie zaznaczone w fabryce.
  4. Ustaw kontrolki timera tak, aby włączały się o 06:00 (6:00) i wyłączały o 20:00 (20:00).
    Uwaga: sprzęt dla podajników został zmodyfikowany tak, że światła w pudełkach nie są sterowane przez oprogramowanie, ale są podłączone do izolowanego 24-godzinnego timera. Tak więc "światło domu" wskazane w oprogramowaniu konfiguracyjnym nie działało w tych przykładach.
  5. Wybierz menu rozwijane edycji i wybierz pozycję Eksperymentuj. Pojawi się okno z tytułem "Pole 01 -" (Rysunek 1B).
  6. Wprowadź nazwę pliku, pod którym dane zostaną zapisane w tym oknie.
    Uwaga: jeśli nazwa pliku nie zostanie wprowadzona, pliki danych zostaną automatycznie nazwane przez oprogramowanie. Szczegóły eksperymentu można dodać w tym oknie i zapisać wraz z plikami danych. Informacje w oknie mogą być również zapisywane i wykorzystywane do kolejnych eksperymentów.
  7. Wprowadź liczbę większą niż całkowity czas trwania eksperymentu w polu "Długość eksperymentu (dni):".
    Uwaga: Zapewni to, że oprogramowanie zapisze dane do momentu zakończenia eksperymentu, błędem może być ustawienie tej wartości zbyt krótko, co uniemożliwi oprogramowaniu rejestrowanie danych, nawet jeśli zwierzęta nadal znajdują się w modułach żywieniowych.
  8. Wpisz 24 w polu "Liczba godzin w ciągu dnia".
    Uwaga: długość może być modyfikowana zgodnie ze specyfikacją eksperymentatora.
  9. Wpisz 10 w polu zatytułowanym "Kryteria zakończenia okresu posiłków (min):"
    Uwaga: w przypadku szczurów posiłek zdefiniowano przy użyciu kryterium 10-minutowego końca posiłku w oparciu o wcześniejsze badania48 (tj. posiłek był ujęty w nawiasy przed i po 10-minutowym okresie bez przyjmowania granulek), a minimalna wielkość posiłku została ustalona na trzy granulki na posiłek w tym pakiecie oprogramowania.
  10. Wpisz 45 w polu zatytułowanym "Rozmiar granulki (mg)". Jeśli dana osoba chce użyć myszy, wprowadź 20 w tym oknie.
  11. W przypadku szczurów dodaj 45 mg granulek karmy dla gryzoni do zasobnika dozownika karmnika.
    Uwaga: w przypadku myszy dodaj 20 mg granulek karmy dla gryzoni do zasobnika karmy.
  12. W sekcji "Faza" okna Eksperyment wpisz termin Dzień w polu "Nazwa", a w polu "# godzin" wpisz 24 (Rysunek 1B).
    Uwaga: poniżej sekcji "Faza" znajdują się dwa duże otwarte pola. Pierwsze duże otwarte pole zostanie wypełnione tekstem wprowadzonym w poprzednich polach "Faza" i "Nazwa".
  13. Następne duże otwarte pole będzie miało nagłówek "Faza dnia" Wpisz w polu zatytułowanym "Nazwa" słowo Światło i wpisz w polu zatytułowanym "Procent" liczbę 60,
    Uwaga: ten wprowadzony tekst wypełni duże pole poniżej.
  14. Następnie wpisz w polu zatytułowanym "Nazwa" słowo Ciemny i wpisz w polu zatytułowanym "Procent" liczbę 40. Uwaga: przy tych wpisach 60% dnia zostanie przypisane do fazy jasnej, a 40% do fazy ciemnej. Gdy oprogramowanie obliczy wzorce posiłków, informacje te zostaną wykorzystane. Są to ustawienia typowe dla samic zwierząt jeżdżących na rowerze, które są trzymane w cyklu 14:10 światło/ciemność.
  15. Wybierz przycisk "Ustaw wszystkie pola w ten sposób". Zapisz te informacje, a następnie naciśnij OK.
  16. Pojawi się ekran "Start Boxes", wybierz podajniki do aktywacji i naciśnij OK (Rysunek 1C).
  17. Następnie pojawią się okna Animal Monitor Run-Time z danymi dotyczącymi wzorca posiłków (Rysunek 1D).
    Uwaga: monitoruj i zapisuj "# wydanych granulek" z tego okna, aby określić aktualny stan zdrowia szczura. Zdrowy samiec szczura o wadze około 300 g zazwyczaj zjada od 300 do 800 45 mg granulek dziennie.
  18. Codziennie generowane i automatycznie zapisywane są pliki, które mają rozszerzenie . Rozszerzenie CSV. Otwórz te pliki, aby pobrać dane dotyczące wzorców posiłków, takie jak spożycie pokarmu, numer posiłku, czas trwania posiłku, rozmiar posiłku lub odstęp między posiłkami. Interwały dla tych wzorców posiłków można obliczyć dla całego dnia lub dla fazy dnia, takiej jak faza ciemna i jasna. Jak wspomniano powyżej, ustawienia dotyczą cyklu 14:10 światło/ciemność. Surowe dane dotyczące tego, kiedy każda granulka została usunięta z koryta, są również rejestrowane jako surowe. Plik CSV.
    Uwaga: W starszych wersjach oprogramowania minimalna wielkość posiłku wynosząca 3 granulki nie jest używana w obliczeniach do generowania . Plik CSV. Ponadto, aby uzyskać średni czas trwania posiłku przy użyciu starszego oprogramowania, należy odjąć 10 minut od wartości w kolumnie Średni czas trwania posiłku w pliku . Plik CSV.
    Gdy oprogramowanie działa, operator może ręcznie wybrać opcję menu rozwijanego pliku i codziennie wybierać opcję "zapisz surowe dane". Spowoduje to zapisanie surowych danych przez okres 24 godzin, a nie przez cały eksperyment. Te surowe dane mogą być przetwarzane przez alternatywne oprogramowanie według uznania użytkownika.
    Uwaga: w przedstawionych wynikach użyliśmy alternatywnego oprogramowania, aby uwzględnić minimalną wielkość posiłku wynoszącą 3 granulki.

2. Test czasu trwania posiłku

  1. Umieść pojedyncze szczury w komorach wyciszających dźwięk wyposażonych w komputerowo aktywowane podajniki peletów z wiązką światła.
    Uwaga: w tych jednostkach podajnika znajdują się butelki z podziałką i pojemniki na odpady, w których umieszcza się arkusz grubego papieru chłonnego. W zasobniku karmnika można dodać 45 mg granulek karmy dla gryzoni lub 20 mg granulek karmy dla gryzoni dla myszy. Granulki chow są dozowane do koryta w kształcie litery V, a na dnie tego koryta znajduje się promień światła. Granulka wrzucona do koryta zostanie wykryta przez przerwanie tej wiązki światła. Gdy szczur usunie tę pastylkę z koryta podajnika, wiązka światła jest przywracana, co sygnalizuje komputerowi, aby upuścił kolejną pastylkę. Przywrócenie wiązki foto powoduje również, że komputer rejestruje datę i godzinę oraz na bieżąco zlicza wydane granulki. Ta liczba granulek jest następnie analizowana w celu określenia spożycia pokarmu, liczby posiłków, czasu trwania posiłku, wielkości posiłku lub odstępu między posiłkami w dowolnej części dnia za pomocą oprogramowania Med Assoc. Inc. Znowu surowy . Plik danych CSV może być analizowany przez zewnętrzne oprogramowanie39,40,49-51.
  2. Zapisać całkowitą liczbę zjedzonych granulek, ilość spożytej wody i wagę zwierząt, aby określić ogólny stan zdrowia szczurów podczas eksperymentu.
  3. Płucz butelki z wodą i codziennie napełniaj je świeżą wodą, a w razie potrzeby dodawaj karmę do leja podajnika.
  4. Codziennie wyrzucaj miskę na odpady i gruby papier chłonny pod klatkę i codziennie wydmuchuj kurz z ruchomej części podajnika za pomocą powietrza pod wysokim ciśnieniem.
    Uwaga: wymagane jest stosowanie środków ochrony osobistej (np. fartuchów, rękawiczek, masek i masek).
  5. Po zakończeniu eksperymentu usuń podłogi, pojemniki na śmieci i butelki z wodą i umyj te elementy. Elektronikę zasilającą należy również wyjąć z klatki, myć ręcznie lub w zmywarce.

3. Indukcja zapalenia stawów skroniowo-żuchwowych

  1. Umieść zwierzęta w karmnikach co najmniej 4 dni przed eksperymentem.
    Uwaga: dane te zostaną przedstawione jako dni poprzedzające, aby uzyskać podstawowe zachowanie żywieniowe. Następnie zwierzęta są wyjmowane z karmnika w celu leczenia. Jednym z rodzajów leczenia było wywołanie artretycznego stawu skroniowo-żuchwowego. W tym modelu szczurom wstrzykuje się pełny adiuwant Freunda (CFA) o godzinie 08:00 (tj. na początku fazy świetlnej) po znieczuleniu szczurów izofluranem (5% przepływu).
  2. Wstrzyknąć 250 mg CFA w 50 l obustronnie w przestrzeń okołostawową każdego stawu skroniowo-żuchwowego.
    Uwaga: w przykładzie (ryc. 2) 250 mg CFA w 50 litrach wstrzyknięto do każdego stawu skroniowo-żuchwowego, ale dawki tak niskie, jak 10 mg w objętościach tak małych jak 15 μl, są skuteczne w krótszych okresach czasu52.
  3. Wstrzyknąć szczurom kontrolnym staw skroniowo-żuchwowy 50 l 0,9% soli fizjologicznej. Uwaga: wszystkie zwierzęta były mobilne w ciągu 5 minut lub krócej po indukcji znieczulenia. W przypadku, gdy mniejsza dawka CFA jest podawana w mniejszej objętości, szczury kontrolne otrzymają tę samą objętość soli fizjologicznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Czas trwania posiłku jest behawioralnym korelatem bólu w obrębie twarzy i jamy ustnej, a pomiary czasu trwania posiłku były stosowane u zwierząt z zapaleniem stawów skroniowo-żuchwowych (TMJ) (Rycina 2) oraz z próchnicą zębów (Rycina 3). W jednym z eksperymentów szczury z zapaleniem stawów TMJ po podaniu wysokiej dawki 250 mg CFA wykazywały znaczący wzrost czasu trwania posiłku przez 19 dni (Rycina 2). Niższa dawka CFA (10 mg) wstrzyknięta do każdego stawu TMJ spowodował...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pacjenci ze stawem skroniowo-żuchwowym z bólem ustno-twarzowym zgłaszają zwiększony ból wraz ze zwiększonym czasem żucia, tak że cykl żucia wydłuża się, im dłużej dana osoba żuje45,53-56. Nasz test behawioralny pozwala na podobne testy na szczurach i myszach podczas pomiaru czasu trwania posiłku39. Niedawne nieopublikowane badanie sugerowało, że testowanie włókien von Freya miało większą czułość niż pomiary czasu trwania posiłku, wykazując znaczącą zmianę przez dłuższy czas, ale testowanie włókien v...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma nic do ujawnienia.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oprogramowanie do monitorowania zwierzątMed Assoc. IncSOF-710East Fairfield, VT
Bezpyłowe granulki precyzyjne, gryzonie, na bazie zbóż Bio-ServF0165Granulat 45 mg, 50 000/pudełko
Bezpyłowe granulki precyzyjne, gryzoń, na bazie zbóż Bio-ServFO16320 mg granulki
Kompletny adiuwant FreundaChondrex, Inc.7001Żaden rejestrator nie podaje stężenia 5 mg/ml.  Może korzystać z CFA z innych źródeł, o ile badacz konsekwentnie korzysta z tego źródła

Bibliografia

  1. Khan, A., Hargreaves, K. M. Animal models of orofacial pain. Methods Mol. Biol. 617, 93-104 (2010).
  2. Fried, K., Sessle, B. J., Devor, M. The paradox of pain from tooth pulp: low-threshold #34;algoneurons#34;. Pain. 152, 2685-2689 (2011).
  3. Vos, B. P., Strassman, A. M., Maciewicz, R. J. Behavioral evidence of trigeminal neuropathic pain following chronic constriction injury to the rat's infraorbital nerve. J. Neurosci. 14, 2708-2723 (1994).
  4. Roveroni, R. C., Parada, C. A., Cecilia, M., Veiga, F. A., Tambeli, C. H. Development of a behavioral model of TMJ pain in rats: the TMJ formalin test. Pain. 94, 185-191 (2001).
  5. Botelho, A. P., Gameiro, G. H., Tuma, C. E., Marcondes, F. K., deArruda Veiga, M. C. The effects of acute restraint stress on nociceptive responses evoked by the injection of formalin into the temporomandibular joint of female rats. Stress. 13, 269-275 (2010).
  6. Fischer, L., Arthuri, M. T., Torres-Chavez, K. E., Tambeli, C. H. Contribution of endogenous opioids to gonadal hormones-induced temporomandibular joint antinociception. Behav. Neurosci. 123, 1129-1140 (2009).
  7. Multon, S., et al. Lack of estrogen increases pain in the trigeminal formalin model: a behavioural and immunocytochemical study of transgenic ArKO mice. Pain. 114, 257-265 (2005).
  8. Nag, S., Mokha, S. S. Testosterone is essential for alpha(2)-adrenoceptor-induced antinociception in the trigeminal region of the male rat. Neurosci. Lett. 467, 48-52 (2009).
  9. Cairns, B. E., Sim, Y., Bereiter, D. A., Sessle, B. J., Hu, J. W. Influence of sex on reflex jaw muscle activity evoked from the rat temporomandibular joint. Brain Res. 957, 338-344 (2002).
  10. Schutz, T. C., Andersen, M. L., Silva, A., Tufik, S. Distinct gender-related sleep pattern in an acute model of TMJ pain. J. Dent. Res. 88, 471-476 (2009).
  11. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99, 61-69 (2002).
  12. Roveroni, R. C., Parada, C. A., Cecilia, M., Veiga, F. A., Tambeli, C. H. Development of a behavioral model of TMJ pain in rats: the TMJ formalin test. Pain. 94, 185-191 (2001).
  13. Chidiac, J. J., et al. Nociceptive behaviour induced by dental application of irritants to rat incisors: a new model for tooth inflammatory pain. Eur. J. Pain. 6, 55-67 (2002).
  14. Chudler, E. H., Byers, M. R. Behavioural responses following tooth injury in rats. Arch. Oral Biol. 50, 333-340 (2005).
  15. Suarez-Roca, H., Quintero, L., Arcaya, J. L., Maixner, W., Rao, S. G. Stress-induced muscle and cutaneous hyperalgesia: differential effect of milnacipran. Physiol. Behav. 88, 82-87 (2006).
  16. Quintero, L., et al. Repeated swim stress increases pain-induced expression of c-Fos in the rat lumbar cord. Brain Res. 965, 259-268 (2003).
  17. Bodnar, R. J., Kordower, J. H., Wallace, M. M., Tamir, H. Stress and morphine analgesia: alterations following p-chlorophenylalanine. Pharmacol. Biochem. Behav. 14, 645-651 (1981).
  18. Von, K. M., Dworkin, S. F., Le, R. L., Kruger, A. An epidemiologic comparison of pain complaints. Pain. 32, 173-183 (1988).
  19. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat. Methods. 7, 447-449 (2010).
  20. Yamazaki, Y., Ren, K., Shimada, M., Iwata, K. Modulation of paratrigeminal nociceptive neurons following temporomandibular joint inflammation in rats. Exp. Neurol. 214, 209-218 (2008).
  21. Liverman, C. S., Brown, J. W., Sandhir, R., McCarson, K. E., Berman, N. E. Role of the oestrogen receptors GPR30 and ERalpha in peripheral sensitization: relevance to trigeminal pain disorders in women. Cephalalgia. 29, 729-741 (2009).
  22. Liverman, C. S., et al. Oestrogen increases nociception through ERK activation in the trigeminal ganglion: evidence for a peripheral mechanism of allodynia. Cephalalgia. 29, 520-531 (2009).
  23. Mason, P., Strassman, A., Maciewicz, R. Is the jaw-opening reflex a valid model of pain. Brain Res. 357, 137-146 (1985).
  24. Rajaona, J., Dallel, R., Woda, A. Is electrical stimulation of the rat incisor an appropriate experimental nociceptive stimulus. Exp. Neurol. 93, 291-299 (1986).
  25. Sunakawa, M., Chiang, C. Y., Sessle, B. J., Hu, J. W. Jaw electromyographic activity induced by the application of algesic chemicals to the rat tooth pulp. Pain. 80, 493-501 (1999).
  26. Boucher, Y., Pollin, B., Azerad, J. Microinfusions of excitatory amino acid antagonists into the trigeminal sensory complex antagonize the jaw opening reflex in freely moving rats. Brain Res. 614, 155-163 (1993).
  27. Khan, J., et al. Bite force and pattern measurements for dental pain assessment in the rat. Neurosci. Lett. 447, 175-178 (2008).
  28. Foong, F. W., Satoh, M., Takagi, H. A newly devised reliable method for evaluating analgesic potencies of drugs on trigeminal pain. J. Pharmacol. Methods. 7, 271-278 (1982).
  29. Khan, A. A., et al. Measurement of mechanical allodynia and local anesthetic efficacy in patients with irreversible pulpitis and acute periradicular periodontitis. J. Endod. 33, 796-799 (2007).
  30. Khan, A. A., et al. The development of a diagnostic instrument for the measurement of mechanical allodynia. J. Endod. 33, 663-666 (2007).
  31. Khan, J., et al. Bite force and pattern measurements for dental pain assessment in the rat. Neurosci. Lett. 447, 175-178 (2008).
  32. Neubert, J. K., et al. Use of a novel thermal operant behavioral assay for characterization of orofacial pain sensitivity. Pain. 116, 386-395 (2005).
  33. Neubert, J. K., et al. Differentiation between capsaicin-induced allodynia and hyperalgesia using a thermal operant assay. Behav. Brain Res. 170, 308-315 (2006).
  34. Neubert, J. K., et al. Characterization of mouse orofacial pain and the effects of lesioning TRPV1-expressing neurons on operant behavior. Mol. Pain. 4, 43 (2008).
  35. Rossi, H. L., Vierck, C. J., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Characterization of cold sensitivity and thermal preference using an operant orofacial assay. Mol. Pain. 2 (37), (2006).
  36. Nolan, T. A., Hester, J., Bokrand-Donatelli, Y., Caudle, R. M., Neubert, J. K. Adaptation of a novel operant orofacial testing system to characterize both mechanical and thermal pain. Behav. Brain. Res. , (2010).
  37. Dolan, J. C., Lam, D. K., Achdjian, S. H., Schmidt, B. L. The dolognawmeter: a novel instrument and assay to quantify nociception in rodent models of orofacial pain. J. Neurosci. Methods. 187, 207-215 (2010).
  38. Kerins, C., Carlson, D., McIntosh, J., Bellinger, L. A role for cyclooxygenase II inhibitors in modulating temporomandibular joint inflammation from a meal pattern analysis perspective. J. Oral Maxillofac. Surg. 62, 989-995 (2004).
  39. Kramer, P. R., Kerins, C. A., Schneiderman, E., Bellinger, L. L. Measuring persistent temporomandibular joint nociception in rats and two mice strains. Physiol. Behav. 99, 669-678 (2010).
  40. Bellinger, L. L., et al. Capsaicin sensitive neurons role in the inflamed TMJ acute nociceptive response of female and male rats. Physiol. Behav. 90, 782-789 (2007).
  41. Kerins, C. A., Spears, R., Bellinger, L. L., Hutchins, B. The prospective use of COX-2 inhibitors for the treatment of temporomandibular joint inflammatory disorders. Int. J. Immunopathol. Pharmacol. 16, 1-9 (2003).
  42. Kramer, P. R., He, J., Puri, J., Bellinger, L. L. A Non-invasive Model for Measuring Nociception after Tooth Pulp Exposure. J. Dent. Res. 91, 883-887 (2012).
  43. Kramer, P. R., Bellinger, L. L. Reduced GABA receptor alpha6 expression in the trigeminal ganglion enhanced myofascial nociceptive response. Neuroscience. 245C, 1-11 (2013).
  44. Hansdottir, R., Bakke, M. Joint tenderness, jaw opening, chewing velocity, and bite force in patients with temporomandibular joint pain and matched healthy control subjects. J. Orofac. Pain. 18, 108-113 (2004).
  45. Bakke, M., Hansdottir, R. Mandibular function in patients with temporomandibular joint pain: a 3-year follow-up. Oral Surg. Oral Med. Oral Pathol. Oral Radiol. Endod. 106, 227-234 (2008).
  46. Pereira, L. J., Steenks, M. H., de, W. A., Speksnijder, C. M., van Der, B. A. Masticatory function in subacute TMD patients before and after treatment. J. Oral Rehabil. 36, 391-402 (2009).
  47. Sternberg, W. F., Wachterman, M. W. Ch. 7 Sex, Gender and Pain. Progress in pain research and management. Fillingim, R. B. 17, 71-88 (2000).
  48. Castonguay, T. W., Kaiser, L. L., Stern, J. S. Meal pattern analysis: artifacts, assumptions and implications. Brain Res. Bull. 17, 439-443 (1986).
  49. Kerins, C. A., et al. Specificity of meal pattern analysis as an animal model of dermining temporomandibular joint inflammation/pain. Int. J. Oral Maxiollofac. Surg. 34, 425-431 (2005).
  50. Guan, G., Kerins, C. C., Bellinger, L. L., Kramer, P. R. Estrogenic effect on swelling and monocytic receptor expression in an arthritic temporomandibular joint model. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 97, 241-250 (2005).
  51. Kramer, P. R., Bellinger, L. L. The effects of cycling levels of 17β-estradiol and progesterone on the magnitude of temporomandibular joint-induced nociception. Endocrinology. 150, 3680-3689 (2009).
  52. Kerins, C. A., Carlson, D. S., McIntosh, J. E., Bellinger, L. L. Meal pattern changes associated with temporomandibular joint inflammation/pain in rats; analgesic effects. Pharmacol. Biochem. Behav. 75, 181-189 (2003).
  53. Gavish, A., et al. Experimental chewing in myofascial pain patients. J. Orofac. Pain. 16, 22-28 (2002).
  54. Karibe, H., Goddard, G., Gear, R. W. Sex differences in masticatory muscle pain after chewing. J. Dent. Res. 82, 112-116 (2003).
  55. Stegenga, B., de Bont, L. G., Boering, G. Temporomandibular joint pain assessment. J. Orofac. Pain. 7, 23-37 (1993).
  56. Dao, T. T., Lund, J. P., Lavigne, G. J. Pain responses to experimental chewing in myofascial pain patients. J. Dent. Res. 73, 1163-1167 (1994).
  57. Guo, W., et al. Long lasting pain hypersensitivity following ligation of the tendon of the masseter muscle in rats: a model of myogenic orofacial. 6, 40 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Nocycepcja twarzowo jamowagryzoni model b luzachowanie ywieniowehiperalgezja mechanicznaanaliza wzorca posi k wb l stawu skroniowo uchwowegokomory wyg uszonekomputerowe modu y ywieniowenieinwazyjny pomiar b lu
Czas trwania posiłku jako miara ustno-twarzowych odpowiedzi nocyceptywnych u gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.