Artykuł metodologiczny

Procedura mająca na celu zbadanie wpływu długotrwałego ograniczenia pokarmowego na poszukiwanie heroiny u szczurów abstynentów

10.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50751

⸱

11 listopada 2013

 ,  , 
1Department of Psychology, Center for Studies in Behavioural Neurobiology/Groupe de Recherche en Neurobiologie Comportementale, Concordia University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisana jest procedura, która pozwala na demonstrację solidnego wspomagania poszukiwania narkotyków u szczurów z ograniczeniami żywieniowymi. Po szkoleniu w zakresie samodzielnego podawania heroiny, szczury przechodzą przez okres abstynencji w środowisku wolnym od narkotyków, podczas którego są łagodnie ograniczane w jedzeniu. Poszukiwanie narkotyków jest następnie testowane w środowisku związanym z narkotykami.

Streszczenie

U ludzi uzależnionych od narkotyków, narażenie na sygnały lub środowiska związane z narkotykami, które wcześniej były związane z zażywaniem narkotyków, może wywołać nawroty podczas abstynencji. Co więcej, różne wyzwania środowiskowe mogą nasilać ten efekt, a także zwiększać bieżące przyjmowanie leków.

Procedura, którą tutaj opisujemy, podkreśla wpływ powszechnego wyzwania środowiskowego, ograniczenia żywieniowego, na głód narkotykowy, który jest wyrażony jako zwiększenie poszukiwania narkotyków u szczurów abstynentów.

Szczurom wszczepia się przewlekle dożylne cewniki dożylne, a następnie szkoli się je do naciskania dźwigni dla dożylnej heroiny przez okres 10-12 dni. Po fazie samodzielnego podawania heroiny szczury są usuwane z komór kondycjonowania instrumentalnego i umieszczane w placówce opieki nad zwierzętami przez okres co najmniej 14 dni. Podczas gdy jedna grupa jest utrzymywana w nieograniczonym dostępie do żywności (grupa nasycona), druga grupa (grupa FDR) jest narażona na łagodny reżim restrykcji żywieniowych, który powoduje, że ich masa ciała utrzymuje się na poziomie 90% ich nieograniczonej masy ciała. W 14 dniu od ograniczenia żywienia szczury są przenoszone z powrotem do środowiska treningu narkotykowego i przeprowadza się test na poszukiwanie narkotyków w warunkach wyginięcia (tj. naciśnięcia dźwigni nie powodują dostarczenia heroiny).

Przedstawiona tutaj procedura skutkuje bardzo silnym wzrostem poszukiwania heroiny w dniu testu u szczurów z ograniczonym dostępem do żywności. Ponadto, w porównaniu z manipulacjami związanymi z ostrą deprywacją żywności, które stosowaliśmy wcześniej, obecna procedura jest bardziej klinicznie istotnym modelem wpływu ograniczenia kalorii na poszukiwanie narkotyków. Co więcej, może to być bliższe kondycji ludzkiej, ponieważ szczury nie muszą przechodzić przez fazę treningu wymierania przed testem na poszukiwanie narkotyków, który jest integralnym elementem popularnej procedury przywracania.

Wprowadzenie

Jedną z głównych trudności w leczeniu uzależnienia od narkotyków jest wysoki wskaźnik nawrotów, nawet po długich okresach abstynencji1,2. Badania przeprowadzone na osobach uzależnionych wykazały krytyczny wpływ wyzwań środowiskowych, takich jak narażenie na dyskretne sygnały lub środowiska związane z narkotykami3 oraz stresujące wydarzenia życiowe4 , do nawrotu choroby. Częstym wyzwaniem środowiskowym, które, jak stwierdzono, ma wpływ na przyjmowanie i głód narkotyków, jest przewlekłe ograniczanie jedzenia. Na przykład doniesiono, że przewlekłe ograniczenie kalorii wiąże się ze zwiększonym paleniem papierosów5.  Co więcej, nasilenie diety (ograniczenie kalorii) jest dodatnio skorelowane ze zwiększonym rozpowszechnieniem zażywania narkotyków u młodych kobiet6. Jednak mechanizmy leżące u podstaw mózgu nie są w pełni poznane.

Ze względu na praktyczne i etyczne względy związane z badaniami na ludziach, opracowano modele zwierzęce w celu zidentyfikowania odpowiednich mechanizmów neuronalnych. Wcześniej zastosowaliśmy procedurę przywracania7,8 w celu wykazania wznowienia poszukiwania wygaszonego leku u szczurów, które są narażone na ostrą (24-48 godzin) deprywację pokarmową9,10. Integralną częścią procedury przywrócenia do pracy jest jednak okres wygaśnięcia, który nie jest powszechną cechą leczenia uzależnień od narkotyków11 (zob. jednak Epstein i wsp.12 w celu wyczerpującego omówienia ważności procedury przywrócenia do pracy). Co więcej, w szczególnym przypadku manipulacji dietetycznych u ludzi wykazano, że tylko przewlekłe ograniczenie żywności, ale nie ostra deprywacja żywnościowa, skutecznie zwiększa przyjmowanie narkotyków5,13.

W związku z tym zasugerowaliśmy "procedurę abstynencką"14, która pozwala na badanie wpływu chronicznego ograniczania jedzenia na poszukiwanie narkotyków. Korzystając z tej procedury, wykazaliśmy ostatnio znaczne zwiększenie poszukiwania heroiny u szczurów abstynentów po ekspozycji na 14 dni łagodnego ograniczenia pokarmowego15.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Zwierzęta

Wszystkie szczury są traktowane zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami, a zgoda na wszystkie procedury eksperymentalne została udzielona przez Komitet Etyki Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu Concordia.

  1. Uzyskaj szczury w ilości 275-300 g (samce) lub 225-250 g (samice). Szczury domowe w parach aż do operacji w standardowych plastikowych klatkach zawierających ściółkę z kolb kukurydzy i rozdrobniony papier.
  2. Utrzymuj szczury w odwróconym cyklu światło-ciemność (światło wyłącza się o 9:30).
  3. Upewnij się, że jedzenie i woda są dostępne ad libitum, z wyjątkiem okresu abstynencji. Używamy zwykłej karmy dla szczurów (20,9% białka, 67,2% węglowodanów i 11,8% tłuszczu).

2. Cewniki i łączniki

  1. Wykonaj cewniki luzem i używaj w razie potrzeby przez długi czas po sterylizacji w autoklawie.
  2. Pokrój rurkę Silastic na kawałki o długości 12 cm.
    1. Użyj wykałaczki, aby umieścić małą kroplę silikonu wokół cewnika, 3 cm od końcówki.
    2. Pozostaw silikon do wyschnięcia na 24 godziny, a następnie autoklaw i przechowuj cewniki.
  3. Zegnij długą rurkę kaniuli "5-up", która będzie służyć jako łącznik, pod kątem prostym do plastikowego cokołu, a następnie autoklaw i przechowywanie.
  4. Zmontuj aseptycznie cewniki w dniu operacji, przesuwając "długą" stronę rurki Silastic nad wygiętą metalową rurką kaniuli "5-up", mniej więcej w połowie wysokości do plastikowego cokołu.
    1. Podłącz probówkę "5-up" za pomocą rurki Tygon i igły 22 G do strzykawki o pojemności 1 ml wypełnionej sterylnym roztworem soli fizjologicznej.
    2. Przepłukać sól fizjologiczną przez cewnik, aby zapewnić niezakłócony przepływ.

3. Operacja cewnikowania dożylnego

  1. Daj szczurom tydzień na aklimatyzację w placówce opieki nad zwierzętami (ACF) przed operacją. Nie należy wykonywać operacji na szczurach o masie ciała mniejszej niż 300-325 g (samce) lub 250-275 g (samice).
  2. Przed zabiegiem należy zważyć i znieczulić szczury mieszaniną ketaminy i ksylazyny (90/13 mg/kg; i.p.).
    1. Ogolić się, a następnie oczyścić głowę i obszar na prawym ramieniu (blisko podstawy szyi) alkoholem i peelingiem chirurgicznym.
    2. Wstrzyknij penicylinę (450 000 j.m./szczura, s.c.) w celu ochrony przed infekcją i 2 ml soli fizjologicznej (s.c.) w celu nawodnienia. Nałóż żel łzowy na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu wywołanemu znieczuleniem.
  3. Umieść szczura na jego brzuchu i wykonaj nacięcie za pomocą skalpela na czubku głowy, między oczami i doogonowo w kierunku uszu szczura.
  4. Połóż szczura na plecach z przedramionami przyklejonymi do powierzchni. Podnieś skórę w miejscu nacięcia, po prostu rostralnie do obojczyka, za pomocą kleszczy i wykonaj 1 cm podłużne cięcie małymi nożyczkami.
  5. Za pomocą dwóch prostych kleszczy oddziel tłuszcz i inne tkanki, aż zewnętrzna żyła szyjna zostanie odsłonięta.
  6. Wepchnij końcówki prostych kleszczy pod żyłę, aby podnieść i oddzielić żyłę od otaczającej tkanki. Ostrożnie oczyść żyłę z przylegającej tkanki, a następnie włóż zakrzywione kleszcze pod żyłę, aby była uniesiona i lekko rozciągnięta.
  7. Wykonaj małe nacięcie w kształcie litery V na górnej powierzchni żyły za pomocą małych nożyczek sprężynowych.
    1. Przytrzymaj nacięcie otwarte za pomocą rozszerzacza naczyń i wsuń "krótką", 3-centymetrową końcówkę cewnika do żyły w kierunku serca, aż kropla silikonu znajdzie się w miejscu nacięcia.
    2. Przywiąż cewnik do żyły za pomocą 3 szwów: jednego jak najdalej ogonowego, jednego tylko rostralnego do kropli silikonowej, a trzeciego tak daleko rostralnego, jak to możliwe.
    3. Przepuść sól fizjologiczną przez cewnik po każdym szyciu, aby upewnić się, że pozostaje on niezakłócony i że szwy nie są zbyt ciasne.
  8. Usuń taśmę wokół ramion i połóż szczura brzuszną stroną do dołu.
    1. Włóż hemostat przez ogonową stronę nacięcia głowy i dociśnij, aby oddzielić skórę od leżącej pod nią tkanki, aby utworzyć podskórną "kieszonkę".
    2. Sprowadzić hemostat pod skórą w kierunku otworu na ramionach, w którym wprowadzono cewnik.
    3. Przebij się przez tkankę łączną za pomocą hemostatu i mocno zaciśnij cewnik w najbardziej rostralnym punkcie, poniżej podstawy "5-up".
  9. Odłącz "5-up" i przeciągnij długi koniec cewnika pod skórę i wyjdź z nacięcia znajdującego się na czubku głowy szczura.
    1. Użyj nożyczek, aby przeciąć cewnik poniżej miejsca, w którym hemostat był zaciśnięty i ponownie przymocuj długi koniec "5-up".
    2. Przeciągnij cewnik wzdłuż metalowego trzonka "5-up" aż do plastikowego cokołu. Przepuść sól fizjologiczną, aby zapewnić swobodny przepływ.
  10. Połóż szczura na plecach i zszyj tylko nacięcie w pobliżu obojczyka. Nacięcie głowy powinno pozostać otwarte.
  11. Umieść szczura w aparacie stereotaktycznym. Odciągnij skórę w miejscu nacięcia na czubku głowy za pomocą zacisków buldoga oraz oczyść i osusz powierzchnię czaszki.
  12. Użyj wiertła ręcznego, aby wywiercić od czterech do pięciu otworów w czaszce i włóż maszynowe do otworów, aby działały jako rusztowanie dla nasadki głowy.
    1. Umieść łącznik "5-up" między i wsuń nadmiar długości cewnika do podskórnej "kieszonki" wykonanej wcześniej za pomocą hemostatu.
  13. Użyj cementu dentystycznego, aby przymocować "5-up" do górnej części czaszki. Usuń szczura z aparatu stereotaktycznego po całkowitym wysuszeniu cementu.
  14. Zapewnij szczurowi opiekę pooperacyjną, która składa się z ketoprofenu (lek przeciwbólowy; 5 mg/kg mc. s.c.) i 2 ml soli fizjologicznej (s.c.). Podawaj ketoprofen przez dodatkowe 2 dni po operacji, aby pomóc w leczeniu bólu.
  15. Począwszy od 48 godzin po operacji, codziennie przepłukuj szczury mieszaniną heparyny i gentamycyny w sterylnym roztworze soli fizjologicznej (7,5 IU + 12 μg; 0,2 - 0,3 ml) przez cały okres rekonwalescencji ~ 2 dni i przez fazę samodzielnego podawania heroiny.

4. Procedura behawioralna

Harmonogram procedury indukowanej restrykcją pokarmową augmentacji poszukiwania heroiny jest przedstawiony na rysunku 1.

  1. Komory kondycjonowania instrumentalnego.
    1. Szczury domowe pojedynczo w komorach kondycjonowania instrumentalnego zamkniętych w tłumiących dźwięk drewnianych komorach wyposażonych w wentylator.
    2. Każda komora składa się z podłogi z metalowej siatki ze stali nierdzewnej, przedniej i tylnej ściany z pleksiglasu oraz dwóch ścian bocznych z metalowymi panelami. Zamontuj dwie wysuwane dźwignie 9 cm nad podłogą prawej ściany bocznej i umieść lampkę sygnalizacyjną nad każdą dźwignią. Reagowanie na dźwignię sparowaną z lekiem (aktywną) aktywuje pompę infuzyjną, podczas gdy reagowanie na dźwignię niesparowaną z lekiem (nieaktywną) nie ma programowalnych konsekwencji.
    3. Zlokalizuj moduł toniczny (2.9 kHz) nad aktywną dźwignią i umieść czerwone światło domowe w górnej środkowej części lewej ściany bocznej.
    4. Podłącz pompę leku do cewnika za pomocą krętlika do płynu i rurki Tygon zabezpieczonej metalową sprężyną. Dodatkowo wyposaż każdą komorę w zasobnik na żywność oraz butelkę na wodę umożliwiającą nieograniczony dostęp do jedzenia i wody.
  2. Dzień przyzwyczajenia:
    1. Po powrocie do zdrowia po operacji należy przenieść szczury do komór treningowych dla operantów i pozwolić na 24-godzinny okres przyzwyczajenia.
    2. Nie podłączaj szczurów do metalowej sprężyny i nie aktywuj kompleksu cue-light/tone.
    3. Upewnij się, że aktywna dźwignia pozostaje schowana, ale upewnij się, że nieaktywna dźwignia jest wysunięta, aby pomóc w rozróżnianiu dwóch dźwigni podczas treningu.
  3. Samodzielne podawanie heroiny:
    1. Podłącz złącze 5-up do rurki Tygon i przymocuj metalową sprężynę.
    2. Pozwól szczurom na samodzielne podawanie heroiny (0,1 mg/kg/infuzja) przez 10 dni podczas trzech 3-godzinnych sesji oddzielonych 3-godzinnymi odstępami.
    3. Rozpocznij każdą sesję po nadejściu ciemnej fazy (około 9:30 rano w naszym laboratorium) od przedłużenia aktywnych i nieaktywnych dźwigni, a także oświetlenia światła domu i aktywacji kompleksu cue-light/tone na 30 sekund.
    4. Reakcje na aktywną dźwignię skutkują aktywacją pompy leku (5 sekund, 0,13 ml / infuzję) i zainicjowaniem 20-sekundowego limitu czasu, podczas którego światło w domu jest wyłączane i aktywowany jest kompleks światło/ton cue nad aktywną dźwignią (FR-1, 20 sekund limit czasu). W okresie przekroczenia limitu czasu aktywne reakcje dźwigni są rejestrowane, ale nie wzmacniane. Nieaktywne reakcje dźwigni są rejestrowane, ale nie mają programowalnych konsekwencji.
    5. Po każdej 3-godzinnej sesji aktywna dźwignia jest chowana, podczas gdy nieaktywna dźwignia pozostaje wysunięta do 1 godziny przed pierwszą sesją następnego dnia.
  4. Abstynencja i ograniczenie jedzenia:
    1. Po przeszkoleniu w zakresie samodzielnego podawania, należy usunąć szczury z komór kondycjonowania instrumentalnego i umieścić je indywidualnie w ACF, zapewniając im nieograniczony dostęp do pożywienia i wody na jeden dzień wypłukiwania leków.
    2. Podziel szczury na dwie grupy: z ograniczeniem pokarmu (FDR) lub nasycone, dobrane w zależności od masy ciała, liczby infuzji i aktywnych reakcji dźwigni w ciągu ostatnich 5 dni treningu.
    3. Po dniu wypłukiwania narkotyków usuń karmę szczurów FDR i nakarm je około 15 g karmy dla szczurów o 13:30. Dostosuj ilość pokarmu przez 14 dni abstynencji, aby utrzymać masę ciała szczurów FDR (BW) do około 90% ich własnej wyjściowej masy ciała.
  5. Test na poszukiwanie narkotyków: Rankiem w dniu 14 dnia abstynencji włóż szczury z powrotem do komór kondycjonowania instrumentalnego i przymocuj je do metalowej sprężyny. Stosuj 1-godzinną lub 3-godzinną sesję, podczas której aktywne i nieaktywne reakcje dźwigni mają takie same konsekwencje, jak w treningu samodzielnego podawania, wykluczając dostępność leku (tj. w warunkach wygaśnięcia).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Masa ciała w czasie: Typowe wyniki wykazują, że masa ciała pozostaje stabilna przez cały okres treningu samopodawania heroiny. Podczas abstynencji szczury z nieograniczonym dostępem do karmy zwiększają masę ciała, podczas gdy osobniki z ograniczeniem pokarmowym wykazują spadek masy ciała do około 90% ich własnej masy początkowej lub 75-80% masy ciała szczurów nasyconych (Rycina 2).

Infuzje oraz reakcje na dźwignię aktywną i nieaktywną w trakcie treningu: Liczba i...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana tutaj procedura ma duże znaczenie, ponieważ: 1) pozwala na dobrowolne przyjmowanie narkotyków i kontrolę nad ich podawaniem, 2) wykorzystuje drogę podawania, która jest powszechna u osób uzależnionych, 3) odzwierciedla (stosunkowo) przedłużone okresy ekspozycji na narkotyk i abstynencji, oraz 4) unika treningu wygaszania przed testem na poszukiwanie narkotyków, który jest integralną częścią procedury przywracania, ale rzadko jest obserwowany u ludzi uzależnionych14. Ponadto procedura modeluje stan prze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Zgoda na wszystkie procedury eksperymentalne została udzielona przez Komitet Etyki Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu Concordia, zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych. FS i TD w równym stopniu przyczynili się do opracowania przedstawionej tu procedury oraz do napisania manuskryptu.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Natural Sciences & Engineering Council Discovery Program (USA: 298915), Fonds de Recherche du Quebec - Santé (CSBN) oraz Canada Research Chairs Program (US).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
NazwaFirmaNumer
Ketamina (Vetalar, 100 mg / ml)Bioniche Animal HealthOtrzymywana przez lokalnego dystrybutora
Ksylazyna (Rompun, 100 mg / ml)BayerUzyskiwana przez lokalnego dystrybutora Heroina
HClNational Institute for Drug Abuse, Research Triangle Park, NC, USA
Anafen wstrzyknięcie 1 mg / ml Fiolka/20 mlCDMV, Kanada12868
Nazwa urządzenia
katalogowyfirmy
Rurki sitastyczne (ID 0,02, OD 0,037)Fisher Scientific1118915A
Kaniule (22 G, 5 stron)Tworzywa sztuczne OneC313G-5up
Krętliki do płynów, plastikowe, 22 GLomir Biomedical, Inc.RSP1
Pompa infuzyjna o stałej prędkości (3,3 obr./min)Coulbourn InstrumentsA73-01-3.3
Klatka testowa dla szczurówCoulbourn InstrumentsH10-11R-TC
Podłoga z siatki ze stali nierdzewnejCoulbourn InstrumentsH10-11R-TC-SF
Domowy lekki szczurCoulbourn InstrumentsH11-01R
Pojedynczy jasny szczurCoulbourn InstrumentsH11-03R
Moduł toniczny 2,9 kHzCoulbourn InstrumentsH12-02R-2.9
Wysuwana dźwignia-szczurCoulbourn InstrumentsH23-17RA
tłumiące dźwiękConcordia UniversityHome made
Coulbourn InstrumentsSYS CTRL 2
Podstawa zasilania systemuCoulbourn InstrumentsH01-01
Habitest Universal LincCoulbourn InstrumentsH02-08
Płytka przyłączeniowa środowiska i LincCoulbourn InstrumentsH03-04
Graficzna notacja stanu 3Coulbourn InstrumentsGS3
katalogowy Numer GE marine silicon GE SE-1134 Rurka Tygon (ID 0,02, OD 0,060)VWR 63018-044 Ramię balansujące Coulbourn Instruments H29-01 Skrzynki Kontroler systemu 2

Bibliografia

  1. Jaffe, J. H. Drug addiction and drug abuse. Goodman & Gilman's the pharmacological basis of therapeutics. Gilman, A. G., Rall, T. W., Nies, A. S., Taylor, P. , Pergamon Press. New York. 522-573 (1990).
  2. O'Brien, C. P., McLellan, A. T. Myths about the treatment of addiction. Lancet. 347, 237-240 (1996).
  3. Childress, A. R., Ehrman, R., Rohsenow, D. J., Robbins, S. J., O'Brien, C. P. Classically conditioned factors in drug dependence. Substance abuse: A comprehensive textbook. Lowinson, J. W., Luiz, P., Millman, R. B., Langard, G. , Williams and Wilkins. Baltimore. 56-69 (1992).
  4. Sinha, R. How does stress increase risk of drug abuse and relapse? Psychopharmacology. 158, 343-359 (2001).
  5. Cheskin, L. J., Hess, J. M., Henningfield, J., Gorelick, D. A. Calorie restriction increases cigarette use in adult smokers. Psychopharmacology. 179, 430-436 (2005).
  6. Krahn, D., Kurth, C., Demitrack, M., Drewnowski, A. The relationship of dieting severity and bulimic behaviors to alcohol and other drug use in young women. J. Subst. Abuse. 4, 341-353 (1992).
  7. de Wit, H., Stewart, J. Reinstatement of cocaine-reinforced responding in the rat. Psychopharmacology. 75, 134-143 (1981).
  8. Shaham, Y., Shalev, U., Lu, L., De Wit, H., Stewart, J. The reinstatement model of drug relapse: history, methodology and major findings. Psychopharmacology. 168, 3-20 (2003).
  9. Shalev, U., Highfield, D., Yap, J., Shaham, Y. Stress and relapse to drug seeking in rats: studies on the generality of the effect. Psychopharmacology. 150, 337-346 (2000).
  10. Tobin, S., Newman, A. H., Quinn, T., Shalev, U. A role for dopamine D1-like receptors in acute food deprivation-induced reinstatement of heroin seeking in rats. Int. J. Neuropsychopharmacol. 12, 217-226 (2009).
  11. Katz, J. L., Higgins, S. T. The validity of the reinstatement model of craving and relapse to drug use. Psychopharmacology. 168, 21-30 (2003).
  12. Epstein, D. H., Preston, K. L., Stewart, J., Shaham, Y. Toward a model of drug relapse: an assessment of the validity of the reinstatement procedure. Psychopharmacology. 189, 1-16 (2006).
  13. Zacny, J. P., de Wit, H. The effects of a restricted feeding regimen on cigarette smoking in humans. Addict. Behav. 17, 149-157 (1992).
  14. Fuchs, R. A., Lasseter, H. C., Ramirez, D. R., Xie, X. Relapse to drug seeking following prolonged abstinence: the role of environmental stimuli. Drug Discov. Today Dis. Models. 5, 251-258 (2008).
  15. D'Cunha, T. M., Sedki, F., Macri, J., Casola, C., Shalev, U. The effects of chronic food restriction on cue-induced heroin seeking in abstinent male rats. Psychopharmacology. 225, 241-250 (2013).
  16. Caprioli, D., Celentano, M., Dubla, A., Lucantonio, F., Nencini, P., Badiani, A. Ambience and drug choice: cocaine- and heroin-taking as a function of environmental context in humans and rats. Biol. Psychiatry. 65, 893-899 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

samopodawanie heroinytest poszukiwania narkotykucewnik do ylnywarunkowanie instrumentalneokres abstynencjinaciskanie d wigniwarunki odstawiennemodel nawrotuimplantacja chirurgiczna

Powiązane artykuły