Method Article

Procedura opracowywania wielogłębokościowych, okrągłych, śródbłonkowych mikrokanałów o przekroju międzybłonkowym na chipie

DOI:

10.3791/50771

⸱

October 21st, 2013

 ,  ,  , 
1Lane Department of Computer Science and Electrical Engineering, West Virginia University, 2Department of Cell Biology and Neuroscience, University of California at Riverside

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Platforma mikrokanałów na chipie została opracowana przez połączenie techniki fotorezystu fotolitografii rozpływowej, miękkiej litografii i mikrofluidyki. Platforma mikrokanalizacyjna naśladuje trójwymiarową (3D) geometrię mikronaczyń in vivo, działa w kontrolowanym ciągłym przepływie perfuzyjnym, umożliwia wysokiej jakości obrazowanie w czasie rzeczywistym i może być stosowana do badań mikronaczyniowych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wysiłki skupione zostały na opracowaniu testów in vitro do badania mikronaczyń, ponieważ badania na zwierzętach in vivo są bardziej czasochłonne, kosztowne, a obserwacja i kwantyfikacja są bardzo trudne. Jednak konwencjonalne testy mikronaczyń in vitro mają ograniczenia, jeśli chodzi o przedstawianie mikronaczyń in vivo w odniesieniu do geometrii trójwymiarowej (3D) i zapewniania ciągłego przepływu płynu. Wykorzystując kombinację fotolitograficznej techniki fotorezystu rozpływowego, miękkiej litografii i mikrofluidyki, opracowaliśmy wielogłębokościowo-kołowe, śródbłonkowe mikrokanały na chipie, które naśladują geometrię 3D mikronaczyń in vivo i działają pod kontrolowanym ciągłym przepływem perfuzyjnym. Dodatni fotorezystor rozpływowy został użyty do wytworzenia formy wzorcowej z półkolistą siecią mikrokanałów o przekroju poprzecznym. Poprzez wyrównanie i połączenie dwóch mikrokanalików polidimetylosiloksanu (PDMS) replikowanych z formy wzorcowej, stworzono cylindryczną sieć mikrokanałów. Średnice mikrokanalików mogą być dobrze kontrolowane. Ponadto pierwotne ludzkie komórki śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC) wysiane wewnątrz chipa wykazały, że komórki wyściełały wewnętrzną powierzchnię mikrokanałów pod kontrolowaną perfuzją trwającą przez okres od 4 dni do 2 tygodni.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikronaczynia, jako część systemu krążenia, pośredniczą w interakcjach między krwią a tkankami, wspierają aktywność metaboliczną, definiują mikrośrodowisko tkanek i odgrywają kluczową rolę w wielu stanach zdrowotnych i patologicznych. Rekapitulacja funkcjonalnych mikronaczyń in vitro może stanowić platformę do badania złożonych zjawisk naczyniowych. Jednak konwencjonalne testy mikronaczyń in vitro, takie jak testy migracji komórek śródbłonka, testy tworzenia rurki śródbłonka oraz testy pierścienia aortalnego u szczurów i myszy, nie są w stanie odtworzyć mikronaczyń in vivo w odniesieniu do geometrii trójwymiarowej (3D) i ciągłej kontroli przepływu1-8. Badania mikronaczyń krwionośnych z wykorzystaniem modeli zwierzęcych i testów in vivo, takich jak test angiogenezy rogówki, test angiogenezy błony kosmówkowo-omoczniowej piskląt i test czopa Matrigel, są bardziej czasochłonne, kosztowne, stanowią wyzwanie w odniesieniu do obserwacji i kwantyfikacji oraz wiążą się z kwestiami etycznymi1, 9-13.

Postępy w mikroprodukcji i technologiach chipów mikroprzepływowych umożliwiły różnorodne wglądy w nauki biomedyczne, jednocześnie ograniczając wysokie koszty eksperymentalne i zawiłości związane z badaniami na zwierzętach i in vivo 14, takie jak łatwo i ściśle kontrolowane warunki biologiczne i dynamiczne środowiska płynowe, które nie byłyby możliwe przy użyciu konwencjonalnych technik makroskalowych.

Tutaj prezentujemy podejście do konstruowania śródbłonkowego mikrokanału na chipie, który naśladuje geometrię 3D mikronaczyń in vivo i działa pod kontrolowanym ciągłym przepływem perfuzyjnym, wykorzystując kombinację fotolitografii reflowalnej techniki fotorezystu, miękkiej litografii i mikrofluidyki.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Fotolitografia Wytwarzanie formy wzorcowej fotorezystu

Poniższy protokół pokazuje proces wytwarzania mikrokanałów o średnicach 30-60 μm. Aby uzyskać mikrokanalik o mniejszej średnicy (mniej niż 30 μm), potrzebna jest pojedyncza powłoka spinowa fotorezystu.

  1. Fotorezystor rozpływowy przenieść z lodówki w temperaturze 4 °C do pomieszczenia czystego na 24 godziny przed użyciem i pozostawić do ogrzania do temperatury pokojowej.
  2. Oczyść wafel silikonowy i piecz go przez godzinę w temperaturze 150 °C, aby mógł się odwodnić. Odwodnienie wspomoże przyczepność fotorezystu do podłoża silikonowego.
  3. Powlekaj wirowo pierwszą warstwę fotorezystu, korzystając z następującego przepisu:
krok Czas (sekundy) Prędkość obrotowa (obr./min) przyspieszenie 1 cyfra arabska 300 szt. najwyższy cyfra arabska 10 0 3 3 300 szt. najwyższy 4 60 Rozdział 600 szt. najwyższy 5 10 500 szt. najwyższy 6 10 600 szt. najwyższy
  1. Następnie piecz wafelek na płycie grzejnej o temperaturze 110 °C przez 90 sekund. Po miękkim upieczeniu grubość fotorezystu wyniesie 20-30 μm.
  2. Odwiruj drugą warstwę fotorezystu zgodnie z tą samą recepturą, która została użyta dla pierwszej warstwy.
  3. Ponownie upiecz wafelek na miękko, umieszczając go na płycie grzejnej o temperaturze 110 °C na 90 sekund. Po tym miękkim pieczeniu grubość fotorezystu wyniesie 40-60 μm.
  4. Generuj pozytywne wzorce wzorcowe, wystawiając fotorezystor na działanie światła UV o dawce ekspozycji 14 500 mJ/cm2 przez maskę filmową.
  5. Rozcieńczyć wywoływacz wodą dejonizowaną (DI) (1:2 (v/v)). Kilkakrotnie opłucz wafel w roztworze, aż wzór zostanie w pełni rozwinięty. Następnie umyj wafel wodą DI i wysusz go za pomocą gazowego azotu.
  6. Rozpływ: Umieść wafel na płycie grzejnej o temperaturze 120 °C na 4 minuty i przykryj szklaną szalką Petriego, aby zapobiec odparowaniu rozpuszczalnika. Wyjmij wafel z płyty grzejnej i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Grubość fotorezystu po rozpływku wyniesie 50-60 μm.

2. Miękka litografia Produkcja sieci mikrokanałowej PDMS

  1. Przygotować roztwór polidimetylosiloksanu (PDMS) w stosunku wagowym 10:1 (baza:utwardzacz) i dokładnie wymieszać za pomocą planetarnego mieszalnika odśrodkowego.
  2. Odlej roztwór PDMS na rozpływową formę wzorcową fotorezystu. Umieść odlewany PDMS w eksykatorze na 15 minut w celu odgazowania. W razie potrzeby użyj azotu, aby usunąć wszelkie pozostałe pęcherzyki.
  3. Piecz PDMS w piekarniku w temperaturze 60 °C przez 3 godziny, aby mógł się utwardzić. Następnie usuń utwardzoną warstwę PDMS z formy wzorcowej.
  4. Użyj zaostrzonego dziurkacza, aby utworzyć otwory wlotowe/wylotowe, wykrawając otwory w sieci kanałów. Oczyść powierzchnię PDMS za pomocą gazowego azotu.
  5. Potraktuj dwie warstwy PDMS plazmą tlenową przez 30 sekund wewnątrz myjki plazmowej pod ciśnieniem roboczym 4,5 x 10-2 Torr i natężeniem przepływu tlenu 3,5 stopy3/min. Następnie ręcznie wyrównaj powierzchnie PDMS pod mikroskopem optycznym. W razie potrzeby użyj kropli wody, aby lepiej kontrolować wyrównanie.
  6. Piecz urządzenie w piekarniku w temperaturze 60 °C przez 30 minut, aby uzyskać trwałe połączenie.

3. Uprawa HUVEC i siew w chipie

  1. Hodowla HUVEC z pożywką hodowlaną z L-glutaminą uzupełnioną 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS). W eksperymencie wykorzystano pasaże od 2 do 5.
  2. Gdy HUVEC zbliżą się, policz komórki i zbierz je, najpierw przepłukując komórki buforowanym roztworem soli fizjologicznej HEPES, A NASTĘPNIE potraktuj komórki trypsyną/EDTA i inkubuj przez 2-6 minut w temperaturze 37 °C. Po zakończeniu trypsynizacji zneutralizuj trypsynę/EDTA roztworem neutralizującym trypsynę. Odwirować i zawiesić komórki w pożywce hodowlanej z 8% dekstranem, aby je zebrać. Dekstran zastosowano w celu zwiększenia lepkości podłoża, aby pomóc w lepszym wysiewaniu i przyczepianiu komórek.
  3. Traktuj urządzenie plazmą tlenową przez 5 minut przy ciśnieniu roboczym 4.5 x 10-2 Torr i natężeniu przepływu tlenu 3.5 ft3/min. Następnie załaduj urządzenie wodą DI i poddaj je działaniu światła UV przez 8 godzin w laminarnym kapturze bezpieczeństwa biologicznego w celu sterylizacji.
  4. Na dzień przed przygotowaniem komórek umyj urządzenie 1x solą fizjologiczną buforowaną fosforanem (1x PBS), a następnie pokryj fibronektyną (100 μg/ml, rozcieńczoną 1x PBS) i inkubuj w lodówce w temperaturze 4 °C przez noc.
  5. Po pokryciu fibronektyną umyj urządzenie 1x PBS, a następnie załaduj pożywką hodowlaną. Inkubować urządzenie w temperaturze 37 °C przez 15 minut.
  6. Załaduj komórki HUVEC do 8% pożywki hodowlanej dekstranu o stężeniu komórek 3-4 x 106 komórek/ml. Umieść kroplę komórek o wielkości 20 μl na jednym wlocie urządzenia i przechyl ją, aby wprowadzić komórki do kanału mikroprzepływowego. Po 15-20 minutach komórki zaczną przyczepiać się do bocznych ścianek kanałów. Obracaj urządzenie co 15 minut, aby uzyskać bardziej równomierny rozkład komórek. W razie potrzeby można wykonać dodatkowe obciążenie.

4. Długoterminowa konfiguracja perfuzji

Po 5-6 godzinach statycznej hodowli, dołączone HUVEC zaczną się w pełni rozprzestrzeniać. Ustawić perfuzję za pomocą zdalnie sterowanego systemu pompy strzykawkowej o stałym przepływie 10 μl/h. Perfuzję można dostosować w celu uzyskania wyższego natężenia przepływu i może trwać od 4 dni do 2 tygodni.

5. Barwienie komórek i charakterystyka mikroskopowa

  1. Gdy komórki osiągną zbieg wewnątrz urządzenia, najpierw umyj urządzenie 1x PBS, aby dokładnie usunąć pożywkę. Następnie załaduj urządzenie czerwonym barwnikiem rozcieńczonym rozcieńczalnikiem (4 μl-1 ml). Załaduj barwnik podobnie jak w przypadku procedury ładowania komórek. Inkubuj urządzenie w ciemności przez 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie umyj urządzenie pożywką hodowlaną, aby zatrzymać barwienie. Długa inkubacja barwnika może powodować toksyczność komórkową i dysadhezję.
  2. Załaduj urządzenie niebieskim barwnikiem rozcieńczonym 1x PBS (2 krople na ml). Inkubować w ciemności przez 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie dokładnie umyć urządzenie 1x PBS.
  3. Zbadaj barwienie komórek pod odwróconym mikroskopem optycznym. Jeśli barwienie było dobre, załaduj mikrokanaliki środkiem utrwalającym (3,5% paraformaldehydu rozcieńczonego 1x PBS), a następnie zanurz urządzenie w podłożu utrwalającym i całkowicie przykryj folią aluminiową. Przechowuj urządzenie w lodówce w temperaturze 4 °C, aby zapobiec wysychaniu i fotowybielaniu. Stałe urządzenie jest teraz gotowe do obrazowania konfokalnego, które można wykonać za pomocą laserowego skaningowego mikroskopu konfokalnego.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nasze podejście do tworzenia sieci mikrokanałów o dużej głębokości naśladuje skomplikowane geometrie 3D mikronaczyń in vivo, w których mikrokanały mają zaokrąglone przekroje15. Dodatkowo, średnice macierzystych kanałów rozgałęziających się i kanałów potomnych są w przybliżeniu zgodne z prawem Murraya dotyczącym utrzymywania przepływu płynu na wymaganym poziomie, tak aby ogólna rezystancja kanału była niska, a prędkości przepływu były bardziej równomierne w całej sieci16-18. Procesy i wyniki...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Mistrzowska produkcja form

Jedna z zasad projektowania i wytycznych dla morfometrii naczyń krwionośnych jest znana jako prawoMurraya 16, które mówi, że rozkład średnic naczyń w całej sieci jest regulowany przez minimalne uwzględnienie energii. Stwierdza również, że sześcian o średnicach naczynia rodzicielskiego w rozwidleniu jest równy sumie sześcianów średnic naczyń potomnych (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez National Science Foundation (NSF 1227359), program WVU EPSCoR finansowany przez National Science Foundation (EPS-1003907), biuro WVU ADVANCE sponsorowane przez National Science Foundation (1007978), oraz WVU PSCoR, odpowiednio. Prace związane z mikrowytwarzaniem przeprowadzono w WVU Shared Research Facilities (obiekty w pomieszczeniach czystych) oraz Microfluidic Integrative Cellular Research on Chip Laboratory (MICRoChip Lab) na Uniwersytecie Zachodniej Wirginii. Obrazowanie konfokalne wykonano w Zakładzie Obrazowania Mikroskopowego WVU.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Odczynnik/Materiał
Reflow PhotoresistAZ Electronic MaterialsAZP4620
DeveloperAZ Electronic Materials AZ400K
PDMSDow Corning CorporationSylgard 184
MCDB 131 Podłoże hodowlaneInvitrogen10372-019
NacBlue Nuclei StainingInvitrogenH1399
PKH Red StainSigmaMINI26 i PKH26GL
FibronectinGibcoPHE0023
L-GlutaminaSigmaG7513
Sól fizjologiczna buforowana fosforanemInvitrogen14040-133
HEPES Buforowany roztwór solifizjologicznej LonzaCC-5024
Trypsin/EDTAInvitrogen25300-062
Roztwór neutralizujący trypsynęLonzaCC-5002
PDMS UtwardzaczDow Corning CorporationSylgard 184
Pierwotne ludzkie komórki śródbłonka żyły pępowinowejLonzaCC-2517
Surowica bydlęcapłodu Lonza14-501F
Rozcieńczalnik CSigmaCGLDIL
Hoechst33342Invitrogen, sondy molekularneR37605
DekstranSigma95771
3,5% paraformaldehydowamikroskopia elektronowa Science15710-S
Equipment
SpinnerLaurell Technologies CorporationWS-400BZ-6NPP/ Eksykator LITE
Produkty BelArt 999320237
Mikroskop odwróconySystem
Aparat Harvarda KapturPHD Ultra
laminarny PlanetarnyThermo Scientific1300 Series A2
ThinkyARE-310
Piekarnik IsotempFisher Scientific13-246-516GAQ
Mikroskop optycznyZeissInvertoskop 40C
Środek do czyszczenia plazmyHarrick PlasmaPDC-32G
Płyta grzejnaBarnstead/Thermolyne CimarecSP131635
Laserowy skaningowy mikroskop konfokalnyZeissLSM 510
pompy strzykawkowej Nikon Eclipse Ti bezpieczeństwa biologicznego mikser odśrodkowy

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Adair, T. H. Angiogenesis: Integrated systems physiology: from molecule to function to disease. , 1st edition, Biota Publishing. (2011).
  2. Goodwin, A. M. In vitro assays of angiogenesis for assessment of angiogenic and anti-angiogenic agents. Microvasc. Res. 74, 172-183 (2007).
  3. Smith, E. J., Staton, C. A. Tubule formation assays. Angiogenesis assays: A critical appraisal of current techniques. , John Wiley & Sons Ltd. West Sussex, UK. 65-87 (2006).
  4. Nakatsu, M. N., Davis, J. J., Hughes, C. C. W. Optimized fibrin gel bead assay for the study of angiogenesis. J. Vis. Exp. (3), e186(2007).
  5. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab. Invest. 63, 115-122 (1990).
  6. Aplin, A. C., Fogel, E., Zorzi, P., Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis. Methods Enzymol. 443, 119-136 (2008).
  7. Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis: A quarter century of search and discovery. J. Cell. Mol. Med. 13, 4113-4136 (2009).
  8. Griffith, L. G., Swart, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 211-224 (2006).
  9. Folkman, J. History of angiogenesis. Angiogenesis: An integrative approach from science to medicine. , Springer. (2008).
  10. Auerbach, R., Lewis, R., Shinners, B., Kubai, L., Akhtar, N. Angiogenesis assays: A critical overview. Clin. Chem. 49, 32-40 (2003).
  11. Auerbach, R., Akhtar, N., Lewis, R. L., Shinners, B. L. Angiogenesis assays: Problems and pitfalls. Cancer Metastasis Rev. 19, 167-172 (2000).
  12. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int. J. Exp. Pathol. 90, 195-221 (2009).
  13. Staton, C. A., Stribbling, S. M., et al. Current methods for assaying angiogenesis in vitro and in vivo. Int. J. Exp. Pathol. 85, 233-248 (2004).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A focus on compartmentalized microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Huang, Z., Li, X., Martins-Green, M., Liu, Y. Microfabrication cylindrical microfluidic channel networks for microvascular research. Biomedical Microdevices. 14 (5), 873-883 (2012).
  16. Murray, C. D. The physiological principle of minimum work applied to the angle of branching of arteries. J. Gen. Physiol. 9 (6), 835-841 (1926).
  17. Zamir, M., Medeiros, J. A. Arterial branching in man and monkey. J. Gen. Physiol. 79, 353-360 (1982).
  18. Gafiychuk, V. V., Lubashevsky, I. A. On the principles of the vascular network branching. J. Theor. Biol. 212, 1-9 (2001).
  19. Sherman, T. F. On connecting large vessels to small. The meaning of Murray's law. J. Gen. Physiol. 78 (4), 431-453 (1981).
  20. Kamiya, A., Bukhari, R., Togawa, T. Adaptive regulation of wall shear stress optimizing vascular tree function. Bull Math Biol. 46 (1), 127-137 (1984).
  21. LaBarbera, M. Principles of design of fluid transport systems in zoology. Science. 249, 992-1000 (1990).
  22. Emerson, D. R., Cieslicki, K., Gu, X., Barber, R. W. Biomimetic design of microfluidic manifolds based on a generalized Murray's law. Lab Chip. 6, 447-454 (2006).
  23. Lu, H., Koo, L. Y., et al. Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion. Anal. Chem. 76, 5257-5264 (2004).
  24. Shevkoplyas, S. S., Gifford, S. C., Yoshida, T., Bitensky, M. W. Prototype of an in vitro model of the microcirculation. Microvasc. Res. 65, 132-136 (2003).
  25. Kaihara, S., Borenstein, J., et al. Silicon micromachining to tissue engineer branched vascular channels for liver fabrication. Tissue Eng. 6, 105-117 (2000).
  26. Fisher, A. B., Chien, S., Barakat, A. I., Nerem, R. M. Endothelial cellular response to altered shear stress. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 281 (3), L529-L533 (2001).
  27. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  28. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1 (8), 759-766 (1990).
  29. Schilling, A., Merz, R., Ossmann, C., Herzig, H. P. Surface profiles of reflow microlenses under the influence of surface tension and gravity. Opt. Eng. 39 (8), 2171-2176 (2000).
  30. Young, B., Heath, J. W. Wheater's functional histology: A text and colour atlas. , 4th edition, Churchill Livingstone. (2000).
  31. O'Neill, F. T., Sheridan, J. T. Photoresist reflow method of microlens production. Part 1: Background and experiments. Optik Int. J. Light Electron Opt. 113, 391-404 (2002).
  32. de Gennes, P. G. Wetting: statics and dynamics. Rev. Mod. Phys. 57, 827-863 (1985).
  33. Elias, H. G. An Introduction to Polymer Science. , VCH Publishers. New York. (1997).
  34. Voinov, O. V. Dynamic edge angles of wetting upon spreading of a drop over a solid surface. J. Appl. Mech. Tech. Phys. 40, 86-92 (1999).
  35. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1, 759(1990).
  36. Jay, T. R., Stern, M. B. Preshaping photoresist for refractive microlens fabrication. Opt. Eng. 33, 3552-3555 (1994).
  37. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The Study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  38. Chien, S., Li, S., Shyy, Y. J. Effects of mechanical forces on signal transduction and gene expression in endothelial cells. Hypertension. 31, 162-169 (1998).
  39. Li, Y. S., Haga, J. H., Chien, S. Molecular basis of the effects of shear stress on vascular endothelial cells. J. Biomech. 38, 1949-1971 (2005).
  40. Lee, E. J., Vunjak-Novakovic, G., Wang, Y., Niklason, L. E. A biocompatible endothelial cell delivery system for in vitro tissue engineering. Cell Transplant. 18, 731-743 (2009).
  41. Lee, E. J., Niklason, L. E. A novel flow bioreactor for in vitro microvascularization. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 1191-1200 (2010).
  42. Chau, L., Doran, M., Cooper-White, J. A novel multishear microdevice for studying cell mechanics. Lab Chip. 9, 1897-1902 (2009).
  43. Meeson, A., Palmer, M., Calfon, M., Lang, R. A relationship between apoptosis and flow during programmed capillary regression is revealed by vital analysis. Development. 122, 3929-3938 (1996).
  44. Van Royen, N. J., Piek, J., Schaper, W., Bode, C., Buschmann, I. Arteriogenesis: mechanisms and modulation of collateral artery development. J. Nucl. Cardiol. 8, 687-693 (2001).
  45. Schaper, W. Therapeutic arteriogenesis has arrived. Circulation. 104 (17), 1994-1995 (2001).
  46. Tarbell, J. M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovas. Res. 87 (2), 320-330 (2010).
  47. Potter, C. M., Lundberg, M. H., et al. Role of shear stress in endothelial cell morphology and expression of cyclooxygenase isoforms. Arterioscler. Thromb. Vasc Biol. 31, 384-391 (2011).
  48. Montesano, R. In vitro rapid organization of endothelial cells into capillary-like networks is promoted by collagen matrices. J. Cell Biol. 97, 1648-1652 (1983).
  49. Darland, D. C., D'Amore, P. A. TGF beta is required for the formation of capillary-like structures in three-dimensional cocultures of 10T1/2 and endothelial cells. Angiogenesis. 4 (1), 11-20 (2001).
  50. Lawley, T. J., Kubota, Y. Induction to morphologic differentiation of endothelial cells in culture. J. Invest. Dermatol. 93, 59S-61S (1989).
  51. Kanzawa, S., Endo, H., Shioya, N. Improved in vitro angiogenesis model by collagen density reduction and the use of type III collagen. Ann. Plast. Surg. 30, 244-251 (1993).
  52. Davis, G. E., Bayless, K. J., Mavila, A. Molecular basis of endothelial cell morphogenesis in three-dimensional extracellular matrices. Anat. Rec. 268, 252-275 (2002).
  53. Velazquez, O. C., Snyder, R., Liu, Z., Fairman, R. M., Herlyn, M. Fibroblast-dependent differentiation of human microvascular endothelial cells into capillary-like 3-dimensional networks. FASEB J. 16, 1316-1318 (2002).
  54. Donovan, D., Brown, N. J., Bishop, E. T. Comparison of three in vitro human "angiogenesis" assays with capillaries formed in vivo. Angiogenesis. 4, 113-121 (2001).
  55. Tang, D. G., Conti, C. J. Endothelial cell development, vasculogenesis, angiogenesis, and tumor neovascularization: an update. Semin. Thromb. Hemost. 30, 109-117 (2004).
  56. Takayama, S., McDonald, J. C., et al. Patterning cells and their environments using multiple laminar fluid flows in capillary networks. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 5545-5548 (1999).
  57. Cho, B. S., Schuster, T. G., et al. Passively driven integrated microfluidic system for separation of motile sperm. Anal. Chem. 75, 1671-1675 (2003).
  58. Parsa, H., Upadhyay, R., Sia, S. K. Uncovering the behaviors of individual cells within a multicellular microvascular community. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (12), 5133-5138 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microchannel FabricationPhotolithographic ReflowPDMS MoldingEndothelial Cell SeedingContinuous Perfusion FlowCircular Cross sectionMicrovascular Biomimetic SystemsHUVEC Cell CultureConfocal ImagingSyringe Pump Perfusion

Related Articles