Artykuł metodologiczny

Technika badania zbiorowisk stawonogów i mikroorganizmów w tkankach drzew

DOI:

10.3791/50793

⸱

16 listopada 2014

 ,  ,  ,  , 
1School of Forestry, Northern Arizona University, 2Acoustic Ecology Institute

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udostępniamy technikę zachowania nienaruszonego łyka drzewnego i przygotowania go do obserwacji. Tworzymy aparat zwany kanapką łyka, który pozwala na wprowadzenie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów zasiedlających tkanki łyka.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tkanki łyka sosnowego są siedliskiem wielu tysięcy organizmów. Stawonogi i drobnoustroje wykorzystują tkanki łyka i kambium do poszukiwania partnerów, składania jaj, wychowywania młodych, karmienia lub ukrywania się przed naturalnymi wrogami lub trudnymi warunkami środowiskowymi poza drzewem. Organizmy, które utrzymują się w siedlisku łyka, są trudne do zaobserwowania, biorąc pod uwagę ich lokalizację pod korą. Zapewniamy technikę konserwacji nienaruszonego łyka i przygotowania go do eksperymentów z bezkręgowcami i mikroorganizmami. Aparat nazywa się "kanapką z łyka" i pozwala na wprowadzanie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów. Technika ta pozwoliła na lepsze zrozumienie zachowań żywieniowych, cech historii życia, rozmnażania, rozwoju i interakcji organizmów w łyku drzewnym. Mocne strony tej techniki obejmują użycie niedrogich materiałów, zmienność wielkości kanapki, elastyczność w ponownym otwieraniu kanapki lub wprowadzaniu wielu organizmów przez wywiercone otwory oraz zachowanie i utrzymanie integralności łyka. Kanapka z łykiem jest doskonałym narzędziem edukacyjnym do odkryć naukowych zarówno na kursach naukowych K-12, jak i w uniwersyteckich laboratoriach badawczych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łyko i tkanki kory drzew iglastych są domem dla tysięcy organizmów. Floeofagia, żywienie się tkankami łyka wewnętrznej kory, jest zwyczajem zwykle kojarzonym z kornikami, świdrami i kilkoma innymi taksonami bezkręgowców i drobnoustrojów żyjących na drzewach. 23 Korniki (Coleoptera: Curculionidae) rozwijają się i żyją w łyku, z wyjątkiem krótkich okresów, kiedy dorosłe osobniki poszukują nowych drzew żywicielskich. 31 Korniki były szeroko badane ze względu na ich wpływ ekonomiczny na drzewa18,19, ale bezpośrednie obserwacje behawioralne owadów w materiałach drzewnych były ograniczone. 4 Ponadto galerie zbudowane przez korniki stają się siedliskiem dla niezliczonych gatunków. 11 Materiał ływkowy zasiewa ogromna liczba grzybów30,bakterii3, roztoczy10,21 i nicieni16,19 wraz z innymi drapieżnymi i pasożytniczymi stawonogami22,24. Przedstawione tutaj techniki pozwalają na bezpośrednią obserwację korników, roztoczy i świdrowców, które zwykle żyją w środowiskach podkorowych. Niewielkie zmiany w protokole można wprowadzić w celu zbadania grzybów i bakterii.

Korniki i związane z nimi organizmy w tkankach drzew były badane za pomocą "kanapki z łykiem". Wczesne zastosowanie tej techniki można znaleźć w literaturze sięgającej 1933 roku, kiedy to była ona używana do obserwacji larw chrząszcza daglezji (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Kanapka z łykiem przeszła wiele pochodnych, gdy dostępne stały się różne materiały. Pierwotnie urządzenie to składało się z kawałka łyka umieszczonego między dwiema płytami szkła, ściśniętymi ze sobą elastycznymi taśmami. 2 Później do budowy kanapki użyto zacisków, taśmy, kleju, plastiku i innych materiałów. 13,14,15,17,26,28 Opisany tutaj protokół oferuje ulepszenia w stosunku do niektórych poprzednich projektów. Na przykład w przeszłości badane gatunki były wprowadzane z boku kanapki, między talerze ze szkła lub tworzywa sztucznego. Ograniczyło to budowę galerii do jednego kierunku. Zastosowanie otworów wejściowych w górnej płycie pozwala gatunkom testowym na większą swobodę w inicjowaniu naturalnej budowy galerii. Kolejną zaletą prezentowanego protokołu jest jego uproszczona konstrukcja, którą można łatwo zbudować przy użyciu niewielu narzędzi. Zastosowanie kanapki z łykiem pozwoliło na bezpośrednie obserwacje zachowań żywieniowych, rozmnażania, rozwoju i interakcji organizmów, które w innym przypadku nie byłyby możliwe. 1,5, 22 Ta metoda jest również doskonałym narzędziem do programów edukacyjnych i naukowych K-12 oraz wyświetlaczy.

Istnieje kilka subtelności w tworzeniu kanapki z łykiem, które są trudne do interpretacji lub nie są opisane w manuskryptach. Uważamy, że wizualny (tj. wideo) opis produkcji kanapki z łyka jest potrzebny i byłby cenny dla naukowców i edukatorów zainteresowanych badaniem organizmów floeofagowych. Nasz protokół zapewnia prosty i niedrogi sposób obserwacji stawonogów, drobnoustrojów i innych organizmów zamieszkujących tkanki łyka.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Selekcja i usuwanie łyka z drzewa

  1. Wybierz drzewo o określonych cechach. Zbieraj łyko z sosen (tj. drzew z rodzaju Pinus), ponieważ mają one charakterystyczną warstwę łyka o grubości kilku milimetrów. 18,27 Po zlokalizowaniu drzewa, które ma kilka dolnych gałęzi, sprawdź je pod kątem innych wad, takich jak ataki owadów i/lub patogenów. Alternatywnie użyj łyka z innych drzew iglastych, takich jak świerki, w kanapkach z łykiem. 9 Inne gatunki drzew mogą nadawać się do usuwania łyka, takie jak drewno liściaste.
    UWAGA: Drzewa iglaste o dużych koronach mają zazwyczaj najgrubszą tkankę łyka. Aby zmaksymalizować ilość łyka, najlepiej ciąć drzewa, które mają niewiele wad i gałęzi na pniu (pniu). Najlepiej sprawdzają się gatunki sosny, które są samoprzycinające. Łyko jest zwykle najgrubsze w okresie wegetacji i jest grubsze wyżej w pniu niż przy ziemi. Floem jest czasami trudny do usunięcia z drzew w sezonie jesiennym lub zimowym.
  2. Zetnij drzewo lub użyj niedawno ściętych kłód, aby uzyskać tkankę łyka. Wybierz kierunek spadania, który zminimalizuje uszkodzenia drzewa, a także pobliskich drzew. Odetnij gałęzie od pnia, aby umożliwić łatwiejszy dostęp do materiałów kory podczas usuwania łyka.
  3. Po ścięciu (ścięciu) drzewa, upuszczeniu go na ziemię, zacznij zeskrobywać korę z pnia ostrym ostrzem (ryc. 1A). Zeskrob obszar kory, aż do osiągnięcia warstwy łyka.
    UWAGA: Warstwa łyka jest zazwyczaj jaśniejsza (np. kremowa) i wilgotna, podczas gdy zewnętrzna kora jest bardziej sucha i ciemniejsza (ryc. 1B). Zachowaj szczególną ostrożność, aby nie zeskrobać łyka. Obszar zeskrobanej kory zależy od wielkości wymaganego kawałka (kawałków) łyka.
  4. Po usunięciu kory wytnij kontur kawałka łyka ostrym nożem. Upewnij się, że nóż tnie aż do ksylemu (rys. 2A).
  5. Aby usunąć łyko, zacznij od rogu kawałka łyka, używając palców, aby ostrożnie oderwać łyko. Użyj noża, aby pomóc w zeskrobaniu łyka z ksylemu. Kontynuuj ściąganie łyka, aż cały kawałek zostanie usunięty.
    UWAGA: Łyko zazwyczaj najłatwiej złuszcza się z drzewa latem. W przypadku łyka, które jest niezwykle trudne do usunięcia, narzędzie w kształcie szpatułki może pomóc w wysiłku.
  6. Umieść kawałek łyka natychmiast w sterylnej torbie. Aby uzyskać najlepsze wyniki, zamknij worek próżniowo (rys. 2B) lub, jeśli używasz worków strunowych, usuń całe powietrze z worka. Zwiększa to żywotność łyka. Opcjonalnie umieść wiele kawałków łyka w jednej torbie. Przechowuj łyko w hermetycznych torebkach nieco powyżej zera (od 1 do 10C), aby zachować jego świeżość.

2. Tworzenie kanapki z łykiem

  1. Wytnij dwa równe kawałki przezroczystego akrylu, poliwęglanu lub podobnego twardego, przezroczystego materiału (np. szkła) nieco większego niż kawałek łyka (rys. 2C). Zaokrąglij krawędzie akrylu, aby zapobiec rozerwaniu narożników uszczelki Parafilm. Ten protokół wykorzystuje 1/8 cala. gruby przezroczysty akryl.
    UWAGA: Wielkość wyciętych kawałków zależy od potrzeb badanego organizmu i długości badania. Na przykład para korników zużywa 4 dm2 łyka w ciągu miesiąca, ale będzie potrzebować tylko 1 dm2, jeśli badanie odbędzie się w ciągu kilku dni.
  2. Wywierć otwór w jednym z kawałków akrylu, aby umożliwić wejście badanego organizmu (organizmów). Wielkość i liczba otworów zależy od obiektywów (rys. 2D).
  3. Przed umieszczeniem łyka między kawałkami akrylu należy wysterylizować powierzchnię akrylową (> 70% etanolem) lub, jeśli używasz nowego akrylu, usunąć folię ochronną.
  4. Umieść świeży kawałek łyka między sterylnymi kawałkami akrylu. Ustaw element akrylowy tak, aby otwór (otwory) po wewnętrznej lub zewnętrznej stronie łyka, w zależności od potrzeb. Zazwyczaj skieruj się zewnętrzną stroną łyka (stronę, na której znajdowała się kora) w kierunku otworów wejściowych.

3. Uszczelnianie kanapki z łykiem

  1. Aby stworzyć tymczasowe uszczelnienie wokół kanapki z łykiem, użyj pasków Parafilm o szerokości 2 cali naciągniętych wokół krawędzi kanapki z łykiem (ryc. 2C). Alternatywnie użyj owijki z polichlorku winylidenu, aby uszczelnić krawędzie. 6 Następnie umieść zacisk z każdej strony kanapki, aby ścisnąć akryl do łyka. Upewnij się, że cała powierzchnia jest zaciśnięta, aby zapobiec przestrzeni powietrznej między akrylem a łykiem (rys. 2C). Jeśli nie zostaną prawidłowo zaciśnięte, próbki mogą przemieszczać się między akrylem a łykiem.
  2. Aby stworzyć półtrwałe uszczelnienie, dodaj niesklejającą się żywicę epoksydową lub wazelinę wokół łyka. Upewnij się, że materiał całkowicie otacza łyko. Następnie użyj zacisków lub ze (może być konieczne wcześniejsze wywiercenie otworów), aby mocno przytrzymać akryl do łyka. Kanapki zachowują żywotność tylko przez jeden lub dwa miesiące.
  3. W zależności od zapotrzebowania badanych organizmów na tlen dodaj filtr powietrza z jednej lub kilku stron kanapki. Umożliwi to przedostawanie się powietrza do kanapki z łykiem, ale ograniczy utratę wody z łyka. Używamy prostych filtrów węglowych, które również zmniejszają ryzyko skażenia grzybiczego i bakteryjnego.
  4. W przypadku próbek do badań, które wymagają swobodnego wchodzenia i wychodzenia, zastąp jeden z kawałków akrylu drewnem lub podobnym materiałem, w który może wwiercić się owad. Jest to szczególnie ważne dla obserwacji świdrowców, ponieważ po zakończeniu ich stanu larwalnego w warstwie łyka, wwiercają się one w ksylem.
  5. Aby uniemożliwić badanym wyjście z otworów wejściowych, umieść małe szalki Petriego (lub inne przedmioty, taśmę) nad otworami, blokując ucieczkę. Ponieważ organizmy zamieszkujące te przestrzenie są przyzwyczajone do niskiego poziomu światła, może być konieczne umieszczenie kanapek w ciemnym pomieszczeniu lub pudełku lub umieszczenie nieprzezroczystego materiału na wierzchu, aby zablokować światło.

4. Obserwacja organizmów w kanapce z łykiem

  1. Wprowadzić próbki do badań do otworu wejściowego kanapki z łykiem (ryc. 2D). Obserwuj próbki za pomocą mikroskopu preparacyjnego pod czerwonym lub białym światłem ustawionym na niskie ustawienie (ryc. 2E).
  2. Aby zarejestrować aktywność lub wzrost próbek w kanapce z łykiem, przymocuj kamerę lub kamerę wideo do mikroskopu. Przymocuj specjalne kamery wideo do okularu mikroskopu (rys. 2E i F). W przypadku bardzo małych organizmów, takich jak roztocza, nicienie i pseudoskorpiony, użyj kamery wideo o wysokiej rozdzielczości dołączonej do mikroskopu.
  3. Aby nagrywać dźwięki, włóż mikrofony do otworu wejściowego kanapki z łykiem lub przez bok kanapki z łykiem. Ponieważ otwór wejściowy jest mały, użyj małego mikrofonu, takiego jak elektretowy mikrofon pojemnościowy.
  4. Aby nagrywać z boku lub powierzchni kanapki z łykiem, użyj elementu piezoelektrycznego (rys. 3B). Aby odtworzyć dźwięk, użyj tego samego elementu piezoelektrycznego lub przymocuj przetwornik dotykowy (wzbudnicę) do powierzchni górnej lub dolnej części akrylu.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół opisany powyżej umożliwi badaczowi obserwację organizmów żyjących w tajemniczym środowisku pod korą drzewa. Aby zilustrować zastosowanie tej techniki, opisujemy reprezentatywne badanie z naszego laboratorium, w którym zastosowano tę technikę. 12 W tym eksperymencie kanapki z łykiem wykorzystano do obserwacji wpływu zabiegów akustycznych na wydajność reprodukcyjną, odległość tunelowania i przeżywalność korników (ryc. 2E i 2F). Bezpośrednia obserwacja chrząszczy, możliwa dzięki zastosowaniu kanapki z łykiem, ujawniła kilka interesujących odkryć. W pierwszej kolejności rejestrowaliśmy dzienne odległości drążenia tuneli, oznaczając położenie chrząszczy na akrylu markerem co 24 godziny. Proces ten ujawnił znaczące różnice w zabiegach dźwiękowych, które byłyby ukryte bez kanapki z łykiem. Następnie zaobserwowaliśmy zmniejszenie produkcji jaj przy szczególnych zabiegach dźwiękowych. Ruchomy charakter kanapki z łykiem pozwolił na przeprowadzenie obserwacji jaj pod mikroskopem preparacyjnym bez niepokojenia chrząszczy. Podczas tych obserwacji uchwyciliśmy zachowanie chrząszczy polegające na składaniu jaj za pomocą kamery o wysokiej rozdzielczości dołączonej do mikroskopu. Inne godne uwagi obserwacje obejmowały zabijanie partnerów i rozpoczynanie lotu związane z określonymi zabiegami akustycznymi. Test kanapkowy łyka miał kluczowe znaczenie dla naszych badań nad reakcjami kornika drukarza na zabiegi akustyczne. Odkrycia te, które byłyby niemożliwe do zaobserwowania pod korą drzewa, stanowią cenny wkład w opracowanie możliwości zarządzania w celu zwalczania gradacji korników.

figure-results-1
Rysunek 1. A) Narzędzia potrzebne do usunięcia kory z drzewa. Przedmioty 1 i 2 to ostrza naciągane używane do zeskrobywania kory z drzewa. Pozycje 3 (siekiera) i 4 (piła ciągniona) są przydatne do usuwania gałęzi w pobliżu obszaru golenia. B) Użycie ostrza ciągnącego do usuwania kory z drzewa. Zwróć uwagę na jasny kolor łyka pod czerwonawą korą.

figure-results-2
Rysunek 2. A) Usuwanie łyka po zeskrobaniu kory z drzewa. B) Świeże łyko przechowywane w zamkniętej próżniowo torbie. C) Kanapka z łykiem z zaciskami utrzymującymi razem kawałki akrylu i Parafilmem wokół krawędzi, aby zapobiec zanieczyszczeniu i wysuszeniu łyka. D) Kornik w pobliżu otworu wywierconego w akrylu. E) Za pomocą mikroskopu do obserwacji kanapki z łykiem. F) Pokaz wideo korników w kanapce z łykiem.

figure-results-3
Rysunek 3. A) Pozyskiwanie feromonów od chrząszczy w kanapce z łykiem. Powietrze jest wciągane przez rurki zawierające absorbent Super-Q. B) Nagrywanie i odtwarzanie dźwięku za pomocą przetwornika piezoelektrycznego (środek obrazu) do chrząszczy kosodrzewiny w kanapce z łykiem.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kanapka z łykiem pozwala na wprowadzenie i obserwację stawonogów, drobnoustrojów i innych małych organizmów zamieszkujących tkanki łyka. 1,7,8,9,17,18 Technika ta zaowocowała nowymi odkryciami i lepszym zrozumieniem zachowań, cech historii życia, rozwoju i interakcji organizmów w łyku drzewnym. 1,5,10 Opisany tutaj protokół kanapkowy jest hybrydą poprzednich projektów i zapewni ekonomiczną kanapkę, którą można łatwo zbudować przy użyciu minimalnej ilości sprzętu i materiałów. Kawałki szkła, akrylu lub poliwęglanu można ponownie wykorzystać, a jedynymi materiałami eksploatacyjnymi są Parafilm i łyko.

Chociaż wszystkie kroki w protokole są ważne, niektóre kroki powinny być ściśle przestrzegane, aby zapewnić najwyższy stopień sukcesu. Po pierwsze, powinno znajdować się drzewo, które ma część gałęzi wolną od pni lub stosunkowo wolną. Drzewa, które mają wiele gałęzi, są trudne do golenia i dadzą niewiele żywotnych kawałków łyka, ponieważ każda gałąź musi zostać przycięta podczas usuwania łyka. Następnie ważne jest, aby zminimalizować narażenie łyka na powietrze. Po wyjęciu szybko umieszczamy każdy kawałek łyka w torbie. Po wyjęciu od trzech do sześciu kawałków przenosi się je do worka próżniowego; Używamy falownika do uruchomienia zgrzewarki z akumulatora pojazdu w terenie. Wreszcie, odkażanie kawałków akrylu i ogólna czystość podczas wykonywania tego protokołu zmniejszy rozwój grzybów w kanapce. Jest to szczególnie ważne w przypadku dłuższych obserwacji.

Jak wspomniano powyżej, istnieją ograniczenia aparatu kanapkowego z łyka. Ponieważ warstwa łyka jest cienka, do kanapki można wprowadzić tylko małe organizmy, które zwykle pozostają w łyku. Większe owady, takie jak omacnica (tj. gatunki Buprestid, Cerambycid), mogą być wprowadzane i obserwowane na wczesnych etapach ich cyklu życiowego. Ten przedział czasowy jest zwykle ograniczony do dwóch do trzech tygodni; Po tym momencie larwy potrzebują drewna ksylemu do wwiercenia się w celu przepoczwarzenia. Natomiast w przypadku korników, zwłaszcza tych z rodzaju Ips, można zaobserwować pełny cykl życiowy - w tym krycie, wylęganie się jaj, karmienie, przepoczwarzanie i eklozję dorosłego chrząszcza. W tym momencie żywotność kanapki jest zwykle wyczerpana z powodu wysuszenia i rozwoju grzybów. 28 Ponadto aparat ten nie pozwala owadom na swobodną i naturalną kolonizację lub opuszczanie kanapki z łykiem. 27 Rozdział 27

Nasz protokół jest elastyczny pod względem rozmiaru, kształtu i rodzaju użytego łyka. Krótkie badania wymagają mniej materiału z łyka, a rozmiar kanapki można odpowiednio skalować. Wiele gatunków drzew iglastych zostało wykorzystanych jako dawcy łyka w kanapce z łykiem (np. sosna ponderosa12, daglezja2, świerk29, sosna loblolly27, sosna długolistna27). Materiały w kanapce można również zmieniać; na przykład zamiast akrylu i żywicy epoksydowej można użyć płyt szklanych lub taśmy zamiast Parafilm.

Najtrudniejszą częścią tego protokołu jest proces usuwania łyka. Drzewa obok siebie mogą różnić się tym, jak trudno jest usunąć łyko. Kiedy drzewo ma trudny łyko, cierpliwość ma kluczowe znaczenie. W takich przypadkach ostrożnie przesuń nóż między twardym ksylemem a gąbczastym łykiem. Ten proces przypomina dosłownie skórowanie drzewa.

Po opanowaniu podstawowej techniki kanapkowej, zmiany w protokole mogą pomóc w dopasowaniu do konkretnych potrzeb. Na przykład, doskonaląc techniki wymagane do usunięcia łyka, można usunąć większe kawałki i wykorzystać je do stworzenia większych kanapek. Można również dokonać przeróbek w celu dostosowania do konkretnych instrumentów, np. dodatkowych otworów do monitorowania emisji chemicznych (rys. 3A) lub nagrywania lub odtwarzania dźwięków (rys. 3B). Można wprowadzić modyfikacje, aby umożliwić półtrwałe zachowanie łyka i jego organizmów lub tymczasowe obserwacje organizmów, które później można wypuścić na wolność.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Brak zadeklarowanych konfliktów interesów

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Eli Jensenowi, Stefano Padilli i Kasey Yturralde za pomoc, a także Karen London i anonimowym recenzentom manuskryptu. Dziękujemy Jake'owi Bakerowi i Karli Torres za materiał wideo. Finansowanie zostało zapewnione R.W.H przez Szkołę Leśną NAU oraz Fundusz Inicjatyw Technologiczno-Badawczych NAU (TRIF).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ostrze ciągnącemarki Big Horn 2026511-calowe ostrze
Nóż do filetowaniaAmerican Angler305309"
ostrze PoliwęglanNexanGE-330,093 cala grubości
Parafilm MFisher ScientificS374412" szeroki
ZaciskiPony Jaw Opening3201-HT-K4" x 1"
Zgrzewarka próżniowa  i workiFoodSaverV2840; FSFSBF0742-015Odkurzacz VacLoc  worki w rolkach

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aukema, B. H., Raffa, K. F. Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae). J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).
  2. Bedard, W. D. The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle. J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).
  3. Bridges, J. R. Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles. Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).
  4. Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi. Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).
  5. Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).
  6. Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle. Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).
  7. Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae). Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).
  8. Franklin, R. T. A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).
  9. Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae). J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).
  10. Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae. Entomology. News. 120, 397-400 (2009).
  11. Hofstetter, R. W. Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle. United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).
  12. Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction). Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).
  13. Hopping, G. R. Techniques for rearing Ips. De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).
  14. Hougardy, E., Gregoire, J. -C. Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae). Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).
  15. Kaston, B. J., Riggs, D. S. Studies on the larvae of the native elm bark beetle. J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).
  16. Kinn, D. N. Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).
  17. Kinn, D. N., Miller, M. C. A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites. USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).
  18. Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).
  19. Massey, C. L. The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States. Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).
  20. Moser, J. C., Roton, L. M. Mites associated with southern pine bark beetles in. Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).
  21. Mills, N. J. The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada. Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).
  22. Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae]. Entomophaga. 20, 121-127 (1975).
  23. Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers. Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).
  24. Reeve, J. D. Predators of the southern pine beetle. Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.
  25. Reid, R. W. The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction. Can Entomol. 90, 505-509 (1958).
  26. Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates. J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).
  27. Yu, C. C., Tsao, C. H. Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae). Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).
  28. Yturralde, K. The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs. PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).
  29. Wermelinger, B., Seifert, M. Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae). Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).
  30. Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. Bark Beetles in North American Conifers. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).
  31. Wood, S. L. The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph. , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kanapka z floememobserwacja stawonog waparat z pleksiglasubadanie kornik wobserwacja nicienianaliza grzyb wnarz dzie edukacyjneprotok badawczy

Powiązane artykuły