Artykuł metodologiczny

Test pojedynczej muchy na zachowania żerowe u Drosophila

DOI:

10.3791/50801

⸱

4 listopada 2013

 ,  ,  ,  ,  , 
1Neurobiology Section, Division of Biological Sciences, University of California-San Diego, 2Department of Neuroscience, Columbia University, 3Dart NeuroScience, 4School of Dental Medicine, University of Pennsylvania

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule wideo opisujemy zautomatyzowany test do pomiaru wpływu głodu lub sytości na zależne od węchu zachowanie związane z poszukiwaniem pokarmu u dorosłej muszki owocowej Drosophila melanogaster.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dla wielu zwierząt, głód sprzyja zmianom w systemie węchowym w sposób, który ułatwia poszukiwanie odpowiednich źródeł pożywienia. W tym artykule wideo opisujemy zautomatyzowany test do pomiaru wpływu głodu lub sytości na zależne od węchu zachowanie związane z poszukiwaniem pożywienia u dorosłej muszki owocowej Drosophila melanogaster. W szczelnym pudełku oświetlonym czerwonym światłem, które jest niewidoczne dla muszek owocowych, kamera połączona z niestandardowym oprogramowaniem do akwizycji danych monitoruje pozycję sześciu much jednocześnie. Każda mucha jest ograniczona do chodzenia po indywidualnych arenach, w których środku unosi się zapach jedzenia. Areny testowe spoczywają na porowatej podłodze, która zapobiega gromadzeniu się zapachów. Opóźnienie w zlokalizowaniu źródła zapachu, metryka, która odzwierciedla wrażliwość węchową w różnych stanach fizjologicznych, jest określana przez analizę oprogramowania. W tym miejscu omawiamy krytyczną mechanikę działania tego paradygmatu behawioralnego i omawiamy konkretne kwestie dotyczące obciążenia muchami, zanieczyszczenia zapachem, temperatury testu, jakości danych i analizy statystycznej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stany głodu sprzyjają dwóm typom zachowań pożądawczych: poszukiwaniu jedzenia i konsumpcji jedzenia1. Ten prosty test behawioralny jest przydatny do badania zachowań chemotaktycznych związanych z żerowaniem2,3. W szczególności śledzi pozycję lotu, prędkość chodzenia i opóźnienie, aby zlokalizować cel zapachu jedzenia. Opóźnienie w znajdowaniu pokarmu służy jako miara do pomiaru zmian czułości systemu wykrywania zapachów muchy po zmianach w jej wewnętrznym stanie pożądawczym. Ręczna wersja tego testu była wcześniej używana do wykazania, że sygnalizacja receptora GABA-B jest ważna dla zachowania lokalizacji zapachu u dorosłych much3. Obecna zautomatyzowana wersja testu odegrała zasadniczą rolę w badaniu, w jaki sposób krótka sygnalizacja neuropeptydu-F (sNPF) zmienia mapę węchową u Drosophila i wpływa na zachowania apetytywne2.

Testowanie odbywa się w ciemnym pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze i wilgotności. Cyfrowe kamery wideo umieszczone nad przezroczystymi akrylowymi płytami testowymi śledzą muchy podświetlane oświetleniem LED o długości fali 660 nm. Informacje z kamery są przetwarzane w czasie rzeczywistym przez komputer umieszczony obok obszaru testowego. Używamy oprogramowania do akwizycji danych do rejestrowania i zapisywania współrzędnych pozycji lotów w okresie testowym.

W tym paradygmacie, obiekt jest wypuszczany na arenę, która zawiera zapach jedzenia w centrum; obiekt zapachu tworzy gradient zapachu jedzenia w arenie, który wywołuje zachowanie związane z poszukiwaniem jedzenia w locie. Podobny protokół poszukiwania zapachów został zastosowany do badania chemosensacji u pojedynczych larw Drosophila 7. Podczas gdy inne testy behawioralne, takie jak czteropolowy olfaktometr4,5 lub t-maze6, oceniają awersję do zapachów lub zachowania związane z przyciąganiem, ten paradygmat najlepiej nadaje się do oceny wrażliwości węchowej i zachowań chemotaksji.

Kilka kluczowych zalet towarzyszy temu testowi. Po pierwsze, pozwala na szybkie pozyskiwanie dużych zbiorów danych, ponieważ gromadzenie i analiza danych są w większości zautomatyzowane. Po drugie, test ten izoluje i mierzy zachowanie pojedynczych much, eliminując w ten sposób społeczne sygnały węchowe, które mogą wpływać na ich zachowanie. Po trzecie, prostota protokołu i prosty projekt eksperymentalny sprawiają, że test jest wydajny i łatwy do nauczenia innych.

Ponadto, ten test może być wykorzystany do dalszego badania obwodów neuronowych leżących u podstaw zachowań związanych z poszukiwaniem pożywienia, łącząc go z obszernym zestawem narzędzi genetycznych dostępnych dla Drosophila melanogaster8. Ukierunkowaną ekspresję transgenów, które wyciszają lub pobudzają neurony, można osiągnąć za pomocą narzędzi takich jak system GAL4-UAS, a także transgeny UAS-shibirets1, UAS-tetanus-toxin i UAS-TrpA1(B)9-12.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Zbieranie much i głód

  1. Hoduj eksperymentalne muchy w kontrolowanych warunkach temperatury i wilgotności (np. 21 °C, 50-60% wilgotności względnej) w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności.
  2. Zbierz samice much w dniu zaniku i umieść je, wraz z 4-5 samcami, w nowych fiolkach z pokarmem (maksymalnie 30 na fiolkę). Wiek leci 2-5 dni.
  3. Przygotuj komory na głód much.
    1. Wepchnij pojedynczą chusteczkę (4.8 x 8.4 cala) na dno pustej plastikowej fiolki. Całkowicie namocz tkankę wodą destylowaną. Użyj przedmiotu, aby docisnąć tkankę i delikatnie wyciśnij nadmiar wody.
    2. Odwrócić fiolkę, aby usunąć nadmiar wody. Powinno być wystarczająco dużo wody, aby muchy były nawodnione, a komora głodowa wilgotna, ale nie wystarczająca, aby utopić muchy.
  4. Przenieś muchy z fiolki z jedzeniem do komory głodowej i zatkaj fiolkę na około 18-24 godziny przed rozpoczęciem eksperymentu. Przechowywać fiolki w kontrolowanych warunkach temperatury i wilgotności przez noc, aż do rozpoczęcia eksperymentu następnego dnia.

2. Przygotowanie zapachu żywności

  1. Przygotować 1% roztwór agarozy, dodając 0,1 g agarozy o niskiej temperaturze topnienia do 10 ml wody destylowanej w szklanej kolbie. Podgrzej roztwór agarozy w kuchence mikrofalowej, aż zacznie wrzeć, ale na długo przed wykipieniem.
    1. Zatrzymaj kuchenkę mikrofalową i raz zakręć kolbą. Powtórz ten krok jeszcze dwa razy, aż agaroza całkowicie się rozpuści. Utrzymywać roztwór agarozy w stanie ciekłym, utrzymując kolbę w cieple na płycie grzejnej ustawionej na 50 °C.
  2. Dodaj 990 μl 1% roztworu agarozy i 10 μl octu jabłkowego do 1,5 ml probówki Eppendorf, aby uzyskać 1% roztwór octu jabłkowego. Zmieszać roztwór do momentu wymieszania i umieścić w inkubatorze do suchej kąpieli nastawionym na 50 °C.

3. Pomieszczenie testowe i konfiguracja komory zachowania

  1. Ustaw pomieszczenie testowe na żądane warunki (np. temperaturę i wilgotność).
  2. Włącz panel LED ( 660 nm).
  3. Opłucz sita i płytki testowe gorącą wodą i podgrzej je w suszarce, aż cała wilgoć wyparuje. Ostudzić sita i płytki do temperatury pokojowej przed rozpoczęciem eksperymentów.
  4. Umieść płytkie naczynie na płycie dyfuzora i napełnij je wodą, aby zwiększyć lokalną wilgotność i zamaskować wodę w kropli agarozy.
  5. Umieść sitka nad naczyniem na wodę.

4. Ładowanie muchy na płytkach testowych

Diagramy ze specyfikacjami płytek testowych można znaleźć w sekcji Pliki uzupełniające. Płytka testowa wykonana jest z przezroczystego akrylu i składa się z 6 aren testowych. Prosty suwak zawiera komory przetrzymujące, które umożliwiają ładowanie muchy, tymczasowe zabezpieczenie i jednoczesne wypuszczenie 6 much do odpowiednich komór na początku eksperymentu. Krzyżyk wytrawiony na środku każdej areny w płytce wskazuje, gdzie należy pipetować substancje zapachowe.

  1. Włóż suwaki do akrylowej płytki testowej.
  2. Delikatnie wsuń aspirator do fiolki obok bawełnianej zatyczki i pozwól około 6 muchom wejść do aspirator.it bardzo ważne jest, aby obchodzić się z nimi tak delikatnie, jak to możliwe. Można wykorzystać fototaktyczne zachowanie muchy, aby skłonić muchy do czołgania się w kierunku aspiratora, kierując otwór fiolki w stronę słabego źródła światła. W razie potrzeby można również zastosować delikatne ssanie, aby zassać około 6 samic much.
  3. Włóż końcówkę aspiratora do pierwszego otworu płytki testowej. Pozwól, aby pojedyncza mucha przeszła do komórki trzymającej i delikatnie przesuń suwak do przodu, aby załadować muchę do następnego otworu. Kontynuuj, aż muchy zajmą wszystkie 6 komórek podtrzymujących płytkę.
  4. Odpipetować 5 μl 1% octu jabłkowego i roztworu agarozy bezpośrednio na środek krzyża nitkowego po wewnętrznej stronie płytki testowej.

5. Ustawianie płytki testowej

  1. Aby wyśrodkować płytkę testową, otwórz plik o nazwie "Pozycjonowanie Tool.vi". "LabVIEW VI for Positioning Tool. vi można znaleźć w sekcji Pliki uzupełniające. Uruchom plik, klikając białą strzałkę w lewym górnym rogu ekranu.
  2. Umieść płytkę testową na górze sita w taki sposób, aby otwór areny był skierowany w stronę podłogi sita, a cel zapachu znajdował się na suficie płyty. Dopasuj krzyżyk nitkowy wytrawiony z tyłu płytki testowej do krzyżyka na ekranie monitora.
  3. Po zakończeniu wyrównywania przerwij wykonywanie, klikając czerwoną kropkę znajdującą się w pobliżu lewego górnego rogu monitora.

6. Zapisz pozycję lotu podczas eksperymentu

  1. Aby śledzić i rejestrować współrzędne muchy podczas każdej próby wyszukiwania żywności, otwórz plik oprogramowania do akwizycji "Fly Tracking--Six Zones.vi". VI LabVIEW dla "Fly Tracking--Six Zones.vi" można znaleźć w sekcji Pliki uzupełniające. Uruchom plik, klikając białą strzałkę w lewym górnym rogu monitora.
  2. Przypisz plikowi nazwę i kliknij "OK".
  3. Przesuń suwaki w komorach testowych, aby wypuścić muchy na areny testowe. Uważaj, aby nie przesuwać komór testowych, ponieważ doprowadzi to do nieprawidłowego wyrównania ze współrzędnymi oprogramowania analitycznego.
  4. Kliknij "Start" (rozpocznie się nagrywanie) i upewnij się, że jedynym źródłem światła w komorze testowej jest panel LED 660 nm.
  5. Po zakończeniu próby wyjmij sito i komorę behawioralną. Zdejmij płytkę testową z sita i usuń muchy, zanurzając płytkę w lodzie. Delikatnie wyczyść płytkę gorącą wodą i usuń wszelkie zanieczyszczenia agarozy. Umieść płytki testowe w suszarce w celu usunięcia wilgoci.
  6. Przewietrzyć obszar testowy, włączając mały wentylator na około 2 minuty. Wyłącz wentylator i załaduj następną grupę much na następną płytkę testową.

7. Analiza danych za pomocą niestandardowego oprogramowania

"Analiza danych do śledzenia lotów - Sześć stref" można znaleźć w sekcji Pliki uzupełniające. Podczas akwizycji danych oprogramowanie do akwizycji rejestruje indywidualne współrzędne pozycji lotu dla każdego punktu czasowego w pliku tekstowym. Pojedyncza kamera cyfrowa umieszczona nad płytkami testowymi rejestruje obrazy z częstotliwością odświeżania 0,5 Hz. Program do analizy "Data Analysis for Fly Tracking-Six Zones" wydobywa informacje z tego pliku tekstowego, aby a) obliczyć średnią prędkość, b) określić punkt czasowy, w którym mucha pomyślnie zlokalizowała źródło zapachu, oraz c) zbudować okna graficzne, które pozwalają użytkownikowi zobaczyć: lokalizację lotu, odległość muchy od źródła zapachu w czasie i średnią prędkość lotu w czasie. Formatuje również dane w celu łatwego eksportu do programu do arkuszy kalkulacyjnych. W tym makrze opóźnienie wyszukiwania żywności jest definiowane jako punkt czasowy, w którym muchy spędzają co najmniej 5 sekund w promieniu 5 mm od środka areny.

  1. Otwórz plik oprogramowania analitycznego "Data Analysis for Fly Tracking - Six Zones". W zakładce "Windows" kliknij "Utwórz nową tabelę". Powtarzaj ten krok, aż zostanie utworzonych sześć tabel.
  2. W zakładce "Makra" kliknij "Foodfinding". Powinien pojawić się panel główny z następującymi opcjami: Otwórz plik danych surowych dla układu; Otwórz plik danych RAW dla pliku danych; Lokalizacja lotu; Odległość; Szybkość; Układ; FormatDataFile.
  3. Aby wyświetlić surowe dane bez dołączania wartości do pliku tekstowego, kliknij "Otwórz plik danych RAW dla układu". Zlokalizuj i wybierz plik danych eksperymentalnych w wyświetlonym oknie przeglądarki. Kliknij "Otwórz".
  4. Kliknij "Lokalizacja lotu", aby wyświetlić lokalizację każdej muchy na każdej z sześciu aren (na ekranie powinno pojawić się sześć wykresów X-Y przedstawiających pozycję każdej muchy w czasie).
  5. Kliknij "Odległość", aby wyświetlić odległość każdej muchy od źródła zapachu (na ekranie powinno pojawić się sześć wykresów przedstawiających odległość muchy od źródła zapachu w czasie). Linia pozioma na wysokości y = 5 mm wskazuje próg, przy którym uważa się, że mucha znajduje się przy źródle pożywienia.
  6. Kliknij "Prędkość", aby wyświetlić średnią prędkość każdej muchy podczas próby (na ekranie powinno pojawić się sześć wykresów przedstawiających prędkość muchy w czasie).
  7. Kliknij "Układ", aby wyświetlić układ ze wszystkimi wykresami lokalizacji, odległości i prędkości, a także średnią prędkością (w ciągu pierwszych 50 sekund) i opóźnieniem w znalezieniu źródła zapachu dla każdej muchy (Rysunek 1). Aby poprawnie wyświetlić układ, może być konieczne dostosowanie marginesów. Aby to zrobić, najpierw kliknij okno układu. W zakładce "Plik" kliknij "Ustawienia strony dla układu". Zresetuj marginesy do 0,2 cala i kliknij "OK". Bezpośrednio po lewej stronie każdej wykresu lokalizacji znajduje się mała tabela z nagłówkami "Prędkość" i "Opóźnienie". Wartości wprowadzone pod każdym nagłówkiem wskazują średnią prędkość w mm/s i opóźnienie wyszukiwania żywności w sekundach. Puste wpisy w obszarze Opóźnienie wskazują, że mucha nie mogła zlokalizować źródła zapachu. Opóźnienie wyszukiwania żywności definiuje się jako punkt czasowy, w którym muchy spędziły co najmniej 5 sekund w promieniu 5 mm od środka komory.
  8. Aby wydrukować układ, kliknij obszar układu (aktualizuje układ do bieżącego pliku). Kliknij "Plik", a następnie kliknij "Drukuj układ".
  9. Aby wyświetlić następny plik, po prostu kliknij "Otwórz plik danych RAW dla układu". Kliknij następny plik danych raw, który chcesz wyświetlić, i kliknij "OK". Kliknij okno Układ, aby zaktualizować okno o nowy plik danych.
  10. Ustawienia mogą zostać zapisane w pliku eksperymentu do późniejszego wykorzystania.

8. Eksport danych z oprogramowania do analizy danych do programu do arkuszy kalkulacyjnych

  1. Aby wyeksportować dane dotyczące prędkości i opóźnień dla każdego pliku, kliknij "Otwórz plik danych surowych dla pliku danych". Wybierz plik danych eksperymentalnych i kliknij "Otwórz". Pojawi się nowe okno przeglądarki.
  2. W nowym oknie przeglądarki kliknij prawym przyciskiem myszy "Nowy", a następnie kliknij "Dokument tekstowy". Nazwij nowy dokument tekstowy. Wybierz nowo nazwany plik tekstowy i kliknij "Otwórz". Spowoduje to zapisanie danych z pliku danych surowych w pliku tekstowym.
  3. Aby wyeksportować dane z innego pliku, kliknij "Otwórz plik danych surowych dla pliku danych". Kliknij inny plik i kliknij "Otwórz". Wybierz plik tekstowy z kroku 8.2). Kontynuuj ten proces dla pozostałych plików danych, które chcesz wyeksportować.
  4. Po dodaniu wszystkich żądanych plików danych do pliku tekstowego kliknij "Formatuj plik danych". Wybierz dokument tekstowy używany do przechowywania danych z poprzednich kroków i kliknij "Otwórz" (automatycznie otworzy się nowe okno).
  5. Utwórz nowy dokument tekstowy w oknie, przypisz plikowi nazwę i kliknij "Zapisz". Spowoduje to utworzenie pliku tekstowego, który zawiera nazwę pliku, średnią prędkość i opóźnienie dla każdego lotu i może być importowany do programu arkusza kalkulacyjnego.
  6. Wykresy skumulowane są konstruowane na podstawie danych dotyczących całkowitej liczby much, które osiągnęły docelowy zapach pokarmu w funkcji czasu (rysunek 3).
  7. Zestawy danych eksperymentalnych są analizowane pod kątem istotności statystycznej za pomocą testu z dla proporcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oprogramowanie do analizy danych i układ, którego przykład można zobaczyć na rysunku 1, są używane do oceny wydajności każdej muchy podczas jej 10-minutowej próby zgodnie z zestawem kryteriów analizy. Poniższe kryteria służą do określenia, czy dane z każdej muchy zostaną wykorzystane do analizy danych i mają na celu wyeliminowanie tych much, które nie są w stanie wykonać zadania wyszukiwania pożywienia z powodu urazu, choroby, stresu lub braku motywacji.

Muchy, które są nieakt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole opisujemy krok po kroku procedurę testu zachowań związanych z wyszukiwaniem żywności. Oprócz zapachów związanych z żywnością, może być również przystosowany do badania zdolności muchy do lokalizowania innych obiektów zapachowych. Na przykład można go zastosować do badania zachowań lokalizacyjnych partnera u samców much3 . Istnieje kilka dodatkowych kwestii związanych z tym protokołem, o których wspomnimy tutaj w odniesieniu do tej procedury:

Po pierwsze, temperatura...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty badawcze dla J.W.W. z National Institute of Health (R01DK092640) i National Science Foundation (0920668).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ocet jabłkowySpectrumdostępny na rynku
Agaroza, typ VIISigma-AldrichA0701agarozy o niskiej temperaturze żelowania
niestandardowapłytkazawiera 6 aren. Każda arena ma średnicę 60 mm i 6 mm wysokości. Zobacz schematy płytek testowych, aby uzyskać szczegółowe pomiary.
Platforma LabVIEW V.8.5National Instruments776670-09dla programów: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi UWAGA: "upłynęły time.vi", "czas do file.vi" i "dwa detect.vi obiektów" są dołączonymi podprogramami, które muszą być dostępne, aby główny program do akwizycji danych "FlyTracking--Six zones.vi" mógł działać.
LabVIEW Vision 8.5
Oprogramowanie do akwizycji LabVIEW Vision 8.5
LabVIEW Vision Builder AI 3.5
Igor Pro V.6Wavemetric, Inc.platforma do makro: Analiza danych do śledzenia lotów - sześć stref
Aparat cyfrowy Basler scA1390-17fmNational Instruments779980-01UWAGA: sterownik do aparatu dostępny pod adresem Baslerweb.com
obiektyw 8 mmNational Instruments780024-01Obiektyw do aparatu cyfrowego Basler
Szlifowana szklana płyta dyfuzoraEdmund OpticsniestandardowyRozprasza światło, 25 cm x 30 cm
US Std. No. 100Fischer Scientific04-881XSito o nominalnym otwarciu 150 μ m
Opcja oświetlenia 1
LED podświetlenie 660 nm (20 cm x 20 cm)Spectra WestBL47192prostsza, ale droższa opcja oświetlenia.
Zasilacz do podświetlenia LEDSpectra West
Opcja oświetlenia 2
660 nmDiody LED SuperbrightledsRL5R1330Długość fali 660 nm (około 7 x 7 LED dla panelu 14,7 cala x 9,75 cala)
Liniowy zasilacz prądu stałegoGW InstekGPS-1830DZasilacz do panelu LED
Bezlutownicza płytka stykowaDigikey922354-NDPłytka stykowa do diod LED
akrylowa płytka testowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dethier, V. G. The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , Harvard University Press. (1976).
  2. Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search. Cell. 145, 133-144 (2011).
  3. Root, C. M., et al. A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior. Neuron. 59, 311-321 (2008).
  4. Semmelhack, J. L., Wang, J. W. Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion. Nature. 459, 218-223 (2009).
  5. Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context. J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).
  6. Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. Conditioned behavior in Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).
  7. Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila. Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).
  8. Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly. Neuron. 72, 202-230 (2011).
  9. Hamada, F. N., et al. An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila. Nature. 454, 217-220 (2008).
  10. Kitamoto, T. Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons. J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).
  11. Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects. Neuron. 14, 341-351 (1995).
  12. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Zachowania erowania Drosophilazale ne od w chu poszukiwanie pokarmuefekty g odu i syto cilatencja zapachu pokarmuniestandardowa akwizycja danychmechanika paradygmatu behawioralnegoprocedura wprowadzania muchkontrola zanieczyszcze zapachowychmetody analizy statystycznej

Powiązane artykuły