Artykuł metodologiczny

Dwufotonowe obrazowanie wapnia u myszy poruszających się w środowisku rzeczywistości wirtualnej

DOI:

10.3791/50885

⸱

20 lutego 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Friedrich Miescher Institute for Biomedical Research, 2Max Planck Institute of Neurobiology, 3Department of Biosystems Science and Engineering, ETH Zurich

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy procedury eksperymentalne związane z dwufotonowym obrazowaniem kory myszy podczas zachowania w środowisku wirtualnej rzeczywistości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich latach obrazowanie dwufotonowe stało się nieocenionym narzędziem w neurobiologii, ponieważ pozwala na przewlekły pomiar aktywności genetycznie zidentyfikowanych komórek podczas zachowania1-6. W tym miejscu opisujemy metody wykonywania obrazowania dwufotonowego w korze myszy, podczas gdy zwierzę porusza się w środowisku rzeczywistości wirtualnej. Skupiamy się na aspektach procedur eksperymentalnych, które są kluczowe dla obrazowania zachowującego się zwierzęcia w jasno oświetlonym środowisku wirtualnym. Kluczowe problemy, które pojawiają się w tej eksperymentalnej konfiguracji, którą tutaj omawiamy, to: minimalizacja artefaktów związanych z ruchem mózgu, minimalizacja wycieku światła z systemu projekcji rzeczywistości wirtualnej oraz minimalizacja uszkodzeń tkanek wywołanych laserem. Dostarczamy również przykładowe oprogramowanie do sterowania środowiskiem wirtualnej rzeczywistości i śledzenia uczniów. Dzięki tym procedurom i zasobom powinno być możliwe przekształcenie konwencjonalnego mikroskopu dwufotonowego do użytku u zachowujących się myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dwufotonowe obrazowanie wskaźników wapnia (genetycznie kodowanych jak GCaMP57 lub R-GECO8, lub syntetycznych barwników, takich jak OGB lub Fluo4) okazało się potężną metodą pomiaru aktywności neuronalnej u zachowujących się myszy1-6. Umożliwia jednoczesny pomiar aktywności setek komórek z rozdzielczością zbliżoną do pojedynczego potencjału czynnościowego, do około 800 μm poniżej powierzchni mózgu9,10. Co więcej, za pomocą genetycznie kodowanych wskaźników wapnia (GECI) aktywność neuronalna może być mierzona przewlekle5,11,12 oraz w genetycznie zdefiniowanych typach komórek13. Razem metody te zapewniają pewien stopień rozdzielczości czasowej i przestrzennej, który otwiera wiele nowych możliwości w badaniu obliczeń neuronalnych in vivo.

Interwencja chirurgiczna jest konieczna, aby ujawnić i oznaczyć mózg myszy do obrazowania. Komórki są zazwyczaj transfekowane za pomocą rekombinowanego systemu wirusa związanego z adenowirusem (AAV) do dostarczania GECI, a okno czaszkowe jest wszczepiane w miejsce wstrzyknięcia, aby uzyskać optyczny dostęp do mózgu. Następnie do czaszki mocuje się pręt na głowę w celu unieruchomienia głowy pod mikroskopem dwufotonowym. Zaprojektowanie i wdrożenie tych kroków ma kluczowe znaczenie, ponieważ większość problemów z obrazowaniem w stanie czuwania wynika z niestabilności preparatu. Idealnie byłoby, gdyby opisana tutaj procedura pozwalała na przewlekłe obrazowanie przez okres do kilku miesięcy po operacji.

Aby umożliwić wizualne sterowanie zachowaniem podczas obrazowania dwufotonowego, mysz z głową umieszczoną na podtrzymywanej przez powietrze sferycznej bieżni, której może używać do poruszania się w środowisku wirtualnej rzeczywistości. Poruszanie się myszy na bieżni jest sprzężone z ruchem w środowisku wirtualnym, które jest wyświetlane na toroidalnym ekranie otaczającym mysz14,15. Zmienne behawioralne, takie jak lokomocja, bodziec wzrokowy i pozycja źrenicy, mogą być rejestrowane6.

Opisujemy procedury związane z przewlekłym obrazowaniem dwufotonowym u myszy eksplorujących środowisko wirtualnej rzeczywistości. Kluczowymi punktami, o których mowa, są: redukcja artefaktów ruchu, redukcja wycieku światła, maksymalizacja liczby jednocześnie nagrywanych komórek oraz minimalizacja uszkodzeń fotograficznych. Podajemy również szczegółowe informacje na temat konfiguracji bieżni pneumatycznej, śledzenia uczniów i środowiska rzeczywistości wirtualnej. Opisane tutaj procedury mogą być wykorzystane do obrazowania fluorescencyjnie znakowanych populacji komórek u myszy z unieruchomioną głową w potencjalnie szerokiej gamie paradygmatów behawioralnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Departamentu Weterynaryjnego Kantonu Bazylea-Miasto.

1. Konfiguracja sprzętu i oprogramowania

  1. Konfiguracja dwufotonowego mikroskopu skaningowego:
    1. Użyj impulsowego lasera na podczerwień jako źródła oświetlenia (szerokość impulsu <120 fs).
    2. Użyj głowicy skanującej składającej się ze skanera rezonansowego 8 lub 12 kHz i standardowego galwanometru. nuta: Umożliwia to częstotliwość odświeżania 40 lub 60 Hz przy rozdzielczości 750 x 400 pikseli. Wysoka liczba klatek na sekundę ma kluczowe znaczenie dla zminimalizowania zniekształceń obrazu wywołanych ruchem mózgu. Co więcej, szybkie skanowanie rezonansowe skutkuje wyższą wydajnością sygnału i zmniejszafotobielenie16 i fototoksyczność.
    3. Użyj piezoelektrycznego szybkiego krokowca Z, aby sekwencyjnie rejestrować obrazy z przeplotem czasowym na wielu głębokościach. nuta: Jest to opcjonalne i służy do zwiększenia wydajności danych kosztem liczby klatek na sekundę.
    4. Użyj mechanicznego wykrawacza, aby zmniejszyć ekspozycję lasera na tkankę. Dostosuj szerokość zaślepiacza w zależności od amplitudy skanera rezonansowego. nuta: Ze względu na sinusoidalny charakter ścieżki skanowania skanera rezonansowego, wiązka laserowa porusza się stosunkowo wolno w punktach realizacji skanowania. Aby zapobiec uszkodzeniu tkanki w tych punktach zwrotnych, w których ekspozycja lasera jest największa, do płaszczyzny ogniskowej między skanem a soczewkami rurki wprowadza się mechaniczny wygaszacz, który zatrzymuje wiązkę laserową.
    5. Do akwizycji danych należy użyć szybkiego digitizera (800 MHz) w połączeniu z programowalną matrycą bramek (FPGA). nuta: Górnoprzepustowy układ FPGA filtruje i dzieli sygnał PMT na piksele. Połączenie filtra górnoprzepustowego w FPGA i skutecznego filtra dolnoprzepustowego we wzmacniaczu PMT daje w efekcie filtr pasmowo-przepustowy wyśrodkowany mniej więcej wokół częstotliwości powtarzania lasera (80 MHz). Przykładowy kod FPGA jest dostarczany jako uzupełnienie.
  2. Konfiguracja bieżni wspomaganej powietrzem w oparciu o projekt Dombeck i współpracowników2
    1. Podłącz uchwyt kulowy do przewodu doprowadzającego powietrze za pomocą rurki doprowadzającej powietrze o średnicy wewnętrznej co najmniej 10 mm. Zmaksymalizuj przekrój wlotu powietrza do uchwytu kulowego i umieść wystarczającą ilość rurki między głównym dopływem powietrza a uchwytem kulowym. nuta: Zwiększony przekrój i zwiększona długość przewodu doprowadzającego powietrze zmniejsza generowanie hałasu.
    2. Umieść kulkę z pianki polistyrenowej (o średnicy 20 cm) w specjalnie zaprojektowanym i wydrukowanym w 3D uchwycie na kulki.
    3. Jeśli paradygmat behawioralny wymaga tylko poruszania się do przodu (i do tyłu), ogranicz ruch piłki do osi poziomej (skoku), wbijając szpilkę (np. igłę podskórną 19 G) z boku piłki. nuta: Zazwyczaj zwierzęta znacznie szybciej przystosowują się do konfiguracji w tym paradygmacie zmniejszonej rotacji.
    4. Śledź ruch piłki za pomocą jednej lub dwóch optycznych myszy komputerowych w celu wykrycia ruchu wokół odpowiednio dwóch lub wszystkich trzech osi. nuta: Myszy komputerowe powinny w idealnym przypadku działać z diodą podczerwieni, aby jak najmniejsze zakłócenia w obrazowaniu.
  3. Konfiguracja środowiska rzeczywistości wirtualnej
    1. Przygotuj środowisko wirtualnej rzeczywistości. nuta: Jako uzupełnienie dostarczane jest przykładowe środowisko oparte na Panda3D, darmowym silniku gry. Obiekty środowiska wirtualnego są generowane za pomocą Wings3D, narzędzia do modelowania 3D o otwartym kodzie źródłowym. Przykładowy program odczytuje informacje o położeniu na karcie akwizycji danych i przekształca je w ruch w środowisku wirtualnym. Kod wykonuje również transformację nieliniową niezbędną do rzutowania środowiska na ekran toroidalny. Szczegółowa budowa ekranu toroidalnego została opisana w innym miejscu14,17.
    2. Użyj projektorów LED lub ekranów komputerowych z podświetleniem LED do wyświetlania środowiska wirtualnego. Zintegruj obwód bramkowania w celu szybkiego migotania diod LED podczas obrazowania. nuta: Nieodłącznym problemem w obrazowaniu dwufotonowym podczas stymulacji wzrokowej jest wyciek światła pochodzący z systemu stymulacji wzrokowej, który można zredukować poprzez osłonę obiektywu. Jednak wyciek światła z systemu stymulacji wizualnej może być całkowicie wyeliminowany poprzez synchronizację strumienia świetlnego projektora z punktami zwrotnymi skanera rezonansowego (gdy dane nie są pozyskiwane), tak jak ma to miejsce w przypadku aren LED używanych do stymulacji wzrokowej podczas obrazowania u Drosophila18. Powoduje to efektywną, szybką zmianę stymulacji wzrokowej i akwizycji danych (patrz rysunek 2). Częstotliwość migotania (24 kHz) jest o rzędy wielkości wyższa od progu fuzji migotania, powyżej którego migotanie nie jest już odczuwalne przez zwierzę. Schemat obwodu elektronicznego tej modyfikacji komercyjnego projektora LED pokazano na rysunku 3.
  4. Śledzenie źrenic
    1. Użyj kamery wideo opartej na CMOS (30 kl./s) do śledzenia pozycji źrenicy. Upewnij się, że kamera nie zawiera filtra blokującego podczerwień. nuta: Źrenica jest widoczna z wysokim kontrastem podczas nagrań ze względu na rozproszone światło z dwufotonowego lasera wzbudzającego wychodzącego przez oko. Położenie i średnica źrenicy są uzyskiwane w czasie rzeczywistym za pomocą specjalnie zaprogramowanego oprogramowania opartego na projekcie Sakatani i Isa19.

2. Wstrzyknięcie genetycznego wskaźnika wapnia i implantu okiennego

Wstrzyknięcie wskaźnika wapnia20 i implantacja okna czaszkowego21 są wykonywane zgodnie z wcześniejszym opisem z następującymi dodatkami:

  1. Wstrzyknąć wirusa do obszaru zainteresowania za pomocą szklanej pipety iniekcyjnej wypełnionej roztworem wirusa i podłączonej do ciśnieniowego systemu iniekcyjnego. Dostosuj ciśnienie w zależności od średnicy wewnętrznej pipety, zwykle ok. 70-140 mbar, aby wstrzyknąć około 100 nl roztworu wirusa w ciągu 1-2 minut. Należy stosować impulsy iniekcyjne o małej objętości dostarczane z niską częstotliwością (impulsy 0,05 sekundy przy 2 Hz), aby zapobiec przelaniu się wirusa wzdłuż pipety podczas wstrzykiwania. nuta: W celu monitorowania objętości wstrzyknięcia, pipetę można oznaczyć pod mikroskopem stereoskopowym na małych, równomiernie rozmieszczonych odcinkach (np. 0,5 mm). Przemieszczenie menisku między oznaczeniami można następnie wykorzystać do oszacowania wstrzykniętej objętości.
  2. Kilka tygodni po wstrzyknięciu powinno to spowodować powstanie bolusa z gęsto znakowanych komórek o średnicy około 500 μm. Skuteczność ekspresji GECI w obszarze zainteresowania zależy od wyboru kombinacji GECI i promotora, a także od zakaźnego miana i serotypu zastosowanego rekombinowanego AAV. nuta: Jako reprezentatywny przykład, wstrzyknięcie AAV2 / 1-EF1α-GCaMP5 z mianem wirusa 8 x 1012 GC / ml do pierwszorzędowej kory wzrokowej myszy powoduje zadowalającą ekspresję po około dwóch tygodniach od wstrzyknięcia (Figura 1).
  3. Pałąk na głowę nie powinien zasłaniać pola widzenia myszy, ale powinien być wystarczająco sztywny, aby umożliwić stabilne obrazowanie podczas zachowania. Zazwyczaj wymaga to dwóch punktów mocowania po obu stronach pałąka górnego (patrz rysunek 1). Aby mocno przymocować pałąk do czaszki, upewnij się, że zmaksymalizujesz i wysuszysz obszar odsłoniętej czaszki, w którym zostanie przymocowany pałąk. Dodatkowo za pomocą skalpela lub strzykawki podrap czaszkę, aby utworzyć powierzchowne rowki, zwiększając w ten sposób powierzchnię do klejenia. Przykryj kość klejem tkankowym cyjanoakrylowym przed przymocowaniem pręta do głowy cementem dentystycznym.

3. Procedura eksperymentalna

  1. Dwa do trzech tygodni po wstrzyknięciu wirusa sprawdź implant okna czaszki pod kątem jasności i ekspresji w oświetleniu epifluorescencyjnym. Wyraźnie widoczne i ostro zaznaczone granice powierzchownych naczyń krwionośnych są dobrą wskazówką, że implant okienka nadaje się do obrazowania (patrz ryc. 1).
  2. Zmierz i dostosuj moc lasera do wartości poniżej 50 mW na próbce.
  3. Włącz dopływ powietrza do bieżni sferycznej.
  4. W celu unieruchomienia głowy pod mikroskopem należy krótko znieczulić zwierzę izofluranem, aby zmniejszyć stres. Umieść zwierzę w pojemniku do znieczulenia izofluranem i poczekaj, aż zwierzę przestanie się poruszać (około 10 sekund). Usuń zwierzę i natychmiast przymocuj je głową pod mikroskopem.
  5. Ustawić system wyświetlania obrazu jak najbliżej zwierzęcia, aby nadal umożliwiać dostęp do zwierzęcia. Im mniej kontaktu wzrokowego zwierzę ma z eksperymentatorem, tym mniej będzie zestresowane zwierzę w początkowej fazie eksperymentu.
  6. Upewnij się, że implant okna czaszkowego jest wolny od kurzu i brudu. W razie potrzeby wyczyść wodą.
  7. Nałóż przezroczysty żel ultradźwiękowy jako medium zanurzeniowe między oknem czaszki a obiektywem zanurzonym w wodzie. Rozwiązuje to problemy związane z powolną degradacją obrazu spowodowaną parowaniem lub wyciekiem wody i łagodzi potrzebę montowania stożka na głowicy w celu zatrzymania wody. nuta: Przed użyciem odwirować żel, aby usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza i uważać, aby podczas nakładania żelu nie tworzyć żadnych pęcherzyków powietrza. Pęcherzyki powietrza mogą poważnie pogorszyć jakość obrazu.
  8. Owiń kawałek czarnej taśmy wokół celu i pałąka na głowę, aby osłonić światło.
  9. Przesuń arenę środowiska wirtualnego do jej ostatecznej pozycji i dostosuj kamerę wideo do śledzenia uczniów.
  10. Ustaw wykrawacz laserowy tak, aby odpowiadał amplitudzie skanowania używanej podczas eksperymentu.
  11. Rozpocznij rejestrowanie danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jakość obrazu w dwufotonowym obrazowaniu wapniowym populacji komórek oznaczonych GECI w dużej mierze zależy od jakości implantu okna czaszkowego. Dwa tygodnie po wstrzyknięciu wirusa okienko czaszkowe powinno zostać sprawdzone pod kątem jasności. Nie powinna być widoczna ziarnina ani odrost kostny (ryc. 1A). Ponadto wzór powierzchownych naczyń krwionośnych powinien pozostać niezmieniony, a granice układu krwionośnego powinny być ostro określone. W tym samym czasie można również sprawdzić ekspresję GECI. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kluczem do sukcesu behawioralnego obrazowania dwufotonowego jest stabilność preparatu na dwa sposoby:

  1. W ciągu kilku dni po implantacji okienka reakcje zapalne tkanki mogą prowadzić do zwiększenia tworzenia się ziarniny i chrząstki, co utrudni lub nawet uniemożliwi obrazowanie.
  2. Podczas eksperymentu mózg musi być wystarczająco stabilny, aby zapobiec zakłóceniu sygnału fluorescencji związanego z aktywnością neuronalną.

Aby ograniczyć do minimum zapalną odpowiedź imm...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Instytut Badań Biomedycznych im. Friedricha Mieschera, Towarzystwo Maxa Plancka oraz Human Frontiers Science Program.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szkiełka nakrywkowe (średnica = 3-5 mm)Implant okiennyMenzel
InSight DeepSee laserMikroskop Spectra-Physics
12 kHz Skaner rezonansowyMikroskop Cambridge TechnologyG1-003-30026
GalwometrMikroskop Cambridge TechnologyG6215H
DigitizerNational InstrumentsNI 5772mikroskop
FPGANational InstrumentsMikroskopPXIe 7965R
Karta akwizycyjnaMikroskop NationalInstruments PCIe 6363
Filtr emisyjny 525/50Mikroskop SemrockFF03-525/50-25
Piezoelektryczny z-driveMikroskop PhysikinstrumenteP-726.1CD
Sterownik do piezoelektrycznego napędMikroskop PhysikinstrumenteE665 LVPZT
Obiektyw 16X, 0,8NAMikroskopNikonCFI75
Wzmacniacz prąduMikroskopFemtoDHPCA-100
Tubus powielacza zdjęćMikroskopHamamatsu
Kamera USB bez filtra podczerwieniObrazowanieŹródłoDMK22BUC03śledzenie
źrenicyObiektyw 50 mmImagingSourceM5018-MPśledzenie źrenic
Pierścienie adaptera makroŚledzenie źrenicImagingSourceLAexSet
Optyczna mysz komputerowaLogitechG500śledzenie ruchu
Kula styropianowa 20 cmnp. idee-shop.de08797.00.15środowisko wirtualne
Projektor LEDSamsungSP-F10Mwirtualny środowisko
Karta akwizycyjnaNational InstrumentsNI 6009środowisko wirtualne
Silnik grywww.panda3d.orgśrodowisko wirtualne
Biblioteka Numpy dla Pythonawww.scipy.orgśrodowisko wirtualne
Scipy biblioteka dla Pythonawww.scipy.orgśrodowisko wirtualne
Sterownik NI-DAQmxNational Instrumentswww.ni.comśrodowisko wirtualne
Żel ultrasonograficznyDahlhausen5701.0342.10
Panda3D

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Helmchen, F., Fee, M. S., Tank, D. W., Denk, W. A Miniature Head-Mounted Two-Photon MicroscopeHigh-Resolution Brain Imaging in Freely Moving Animals. Neuron. 31 (6), 903-912 (2001).
  2. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56, 43-57 (2007).
  3. Dombeck, D. A., Harvey, C. D., Tian, L., Looger, L. L., Tank, D. W. Functional imaging of hippocampal place cells at cellular resolution during virtual navigation. Nat. Neurosci. 13 (11), 1433-1440 (2010).
  4. Harvey, C. D., Coen, P., Tank, D. W. Choice-specific sequences in parietal cortex during a virtual-navigation decision task. Nature. 484 (7395), 62-68 (2012).
  5. Huber, D., Gutnisky, D. A. Multiple dynamic representations in the motor cortex during sensorimotor learning. Nature. 484 (7395), 473-478 (2012).
  6. Keller, G. B., Bonhoeffer, T., Hübener, M. Sensorimotor mismatch signals in primary visual cortex of the behaving mouse. Neuron. 74 (5), 809-815 (2012).
  7. Akerboom, J., Chen, T. -W. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. J. Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  8. Zhao, Y., Araki, S. An expanded palette of genetically encoded Ca2+ indicators. Science. 333 (6051), 1888-1891 (2011).
  9. Mittmann, W., Wallace, D. J. Two-photon calcium imaging of evoked activity from L5 somatosensory neurons in vivo. Nat. Neurosci. 14 (8), 1089-1893 (2011).
  10. Katona, G., Szalay, G. Fast two-photon in vivo imaging with three-dimensional random-access scanning in large tissue volumes. Nat. Methods. 9 (2), 201-208 (2012).
  11. Mank, M., Santos, A. F. A genetically encoded calcium indicator for chronic in vivo two-photon imaging. Nat. Methods. 5 (9), 805-811 (2008).
  12. Margolis, D. J., Lütcke, H. Reorganization of cortical population activity imaged throughout long-term sensory deprivation. Nat. Neurosci. 15 (11), 1539-1546 (2012).
  13. Zariwala, H. A., Borghuis, B. G. A Cre-dependent GCaMP3 reporter mouse for neuronal imaging in vivo. J. Neurosci. 32 (9), 3131-3141 (2012).
  14. Harvey, C. D., Collman, F., Dombeck, D. A., Tank, D. W. Intracellular dynamics of hippocampal place cells during virtual navigation. Nature. 461 (7266), 941-946 (2009).
  15. Hölscher, C., Schnee, A., Dahmen, H., Setia, L., Mallot, H. A. Rats are able to navigate in virtual environments. J. Exp. Biol. 208, 561-5519 (2005).
  16. Borlinghaus, R. T. MRT letter: high speed scanning has the potential to increase fluorescence yield and to reduce photobleaching). Microsc. Res. Tech. 69 (9), 689-692 (2006).
  17. Reiff, D. F., Plett, J., Mank, M., Griesbeck, O., Borst, A. Virtual Reality for Mice, mousevr.blogspot.com. Nat. Neurosci. 13, 973-978 (2010).
  18. Sakatani, T., Isa, T. Quantitative analysis of spontaneous saccade-like rapid eye movements in C57BL/6 mice. Neurosci. Res. 58, 324-331 (2007).
  19. Golshani, P., Portera-Cailliau, C. In vivo 2-photon calcium imaging in layer 2/3 of mice. J. Vis. Exp. (13), (2008).
  20. Holtmaat, A., Bonhoeffer, T. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  21. Schmidt-Hieber, C., Häusser, M. Cellular mechanisms of spatial navigation in the medial entorhinal cortex. Nat. Neurosci. 16 (3), 325-331 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie dwufotonowekora mysiaokno czaszkowebie nia z poduszk powietrznprojektor LEDledzenie renicblokada laseraskaner rezonansowy

Powiązane artykuły