Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

12.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/50956

⸱

6 lutego 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Psychology, University of Guelph

W tym artykule

Podsumowanie

Obecne badanie ocenia nowatorską procedurę oceny wzmacniających efektów smacznych roztworów u szczurów laboratoryjnych: samodzielne podawanie wewnątrzustne. W tym celu mierzono reakcję instrumentalną (tj. naciskanie dźwignią) na wewnątrzustne wlewy słodkich roztworów o różnych stężeniach na podstawie ciągłych i progresywnych harmonogramów współczynników wzmocnienia.

Streszczenie

Ten artykuł opisuje nowatorską metodę badania bio-behawioralnych podstaw uzależnienia od jedzenia. Metoda ta łączy w sobie chirurgiczny komponent reaktywności smaku z behawioralnymi aspektami instrumentalnego samodzielnego podawania leków. W bardzo krótkim znieczuleniu ogólnym szczurom wszczepia się kaniulę wewnątrzustną (IO), która umożliwia podawanie roztworów testowych bezpośrednio do jamy ustnej. Zwierzęta są następnie testowane w komorach do samodzielnego podawania, w których mogą naciskać dźwignię, aby otrzymać infuzje IO roztworów testowych. Samodzielne podawanie IO ma kilka zalet w porównaniu z procedurami eksperymentalnymi, które polegają na piciu roztworu z dziobka lub instrumentu reagującego na stałe granulki lub roztwory dostarczane w pojemniku. Tutaj pokazujemy, że samodzielne podawanie IO może być wykorzystane do badania samodzielnego podawania syropu kukurydzianego o wysokiej zawartości fruktozy (HFCS). Szczury zostały najpierw przetestowane pod kątem samodzielnego podawania według harmonogramu progresywnego współczynnika (PR), który ocenia maksymalną ilość zachowań instrumentalnych, które zostaną wyemitowane dla różnych stężeń HFCS (tj. 8%, 25% i 50%). Po tym teście szczury samodzielnie podawały te stężenia w ciągłym schemacie wzmacniania (tj. jeden wlew na każde naciśnięcie dźwigni) przez 10 kolejnych dni (1 sesja/dzień; każda trwała 3 godziny), a następnie zostały ponownie przetestowane zgodnie z harmonogramem PR. Zgodnie z harmonogramem ciągłego wzmacniania, szczury przyjmowały mniej infuzji o wyższych stężeniach, chociaż najniższe stężenie HFCS (8%) utrzymywało bardziej zróżnicowane samodzielne podawanie. Ponadto testy PR wykazały, że 8% miało niższą wartość wzmocnienia niż 25% i 50%. Wyniki te wskazują, że samodzielne zarządzanie IO może być wykorzystane do badania nabywania i utrzymywania odpowiedzi na słodkie rozwiązania. Wrażliwość odpowiedzi instrumentalnej na różnice w stężeniu i harmonogramie wzmacniania sprawia, że samodzielne podawanie IO jest idealną procedurą do badania neurobiologii dobrowolnego spożywania słodyczy.

Wprowadzenie

Badanie neurobiologicznych i behawioralnych podstaw uzależnienia od jedzenia opiera się na obserwacjach, że, podobnie jak w przypadku narkotyków, nadmierne spożycie smacznych pokarmów sprzyja uzależnieniu behawioralnemu1-4 i wywołuje zmiany w obwodach nagrody w mózgu zarówno u ludzi5-6, jak i u zwierząt laboratoryjnych7-8. Jednak, chociaż istnieje kilka protokołów i procedur do badania uzależniających właściwości narkotyków stosowanych u szczurów laboratoryjnych, dostosowanie tych metod do oceny "uzależniających" zachowań wywołanych przez jedzenie stanowi wyjątkowe wyzwanie. Celem niniejszego badania było zastosowanie zasad instrumentalnego dożylnego (IV) podawania leków do badania instrumentalnego samodzielnego podawania słodkich roztworów dostarczanych w infuzji wewnątrzustnej (IO). Użytym słodyczem był syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozy (HFCS), ponieważ, choć kontrowersyjny, istnieją dowody na to, że HFCS może być powiązany ze współczesną epidemią otyłości9-12.

Tradycyjnie, napary IO są dostarczane w celu zbadania smakowitości smakowitych w eksperymentach z reaktywnością smaku13. Krótko mówiąc, kaniula IO jest chirurgicznie wszczepiana w policzek szczurów, a wlewy IO różnych roztworów są dostarczane pasywnie14. Celem jest zbadanie reakcji ustno-twarzowych zwierząt na degustacje. Jednak kaniule IO były również przewlekle wszczepiane do podniebienia szczurów w celu ustalenia, czy nauczą się naciskać dźwignię do samodzielnego podawania roztworów bezpośrednio do jamy ustnej; stąd termin IO samowstrzyknięcie15-17. W obecnym badaniu opisujemy procedurę, która wykorzystuje drobną operację i która umożliwia długoterminowe testowanie samodzielnego podawania instrumentów. Procedura ta ma kilka istotnych zalet w porównaniu z tradycyjnymi procedurami, które polegają na piciu roztworu z dziobka (a) lub reakcji instrumentalnej na stałe granulki (b) lub reakcji operacyjnej na krople płynu dostarczonego do pojemnika (c).

W porównaniu do (a), samodzielne podawanie IO obejmuje reakcję instrumentalną (tj. naciśnięcie dźwigni) i dlatego możliwe jest modyfikowanie harmonogramu regulującego związek między wymaganiami dotyczącymi odpowiedzi a dostarczaniem infuzji IO. Na przykład, stosując harmonogram progresywnego współczynnika (PR), w którym odpowiedzi wymagane do kolejnych infuzji rosną wykładniczo w ciągu sesji18, można ocenić, jak bardzo zwierzę "chce" następnego wlewu19. Ten ważny aspekt zachowania "poszukiwawczego" nie może być oceniony, gdy zwierzęta piją roztwór z dziobka, chybaże zastosuje się specjalne urządzenie, które kontroluje dostarczanie płynów i monitoruje reakcje. Co więcej, samodzielne zarządzanie IO zapewnia środek do porównywania zachowań motywowanych różnymi bodźcami wzmacniającymi. Oznacza to, że możliwe jest porównanie reakcji instrumentalnej podtrzymywanej przez słodycze i inne środki wzmacniające, takie jak narkotyki nadużywane, w tak zwanych "badaniach substytucyjnych".

W porównaniu do (b), samodzielne podawanie IO pozwala na testowanie dowolnego stężenia i objętości dowolnego rozpuszczalnego w wodzie dodatku do żywności. Ma to kluczowe znaczenie dla badania zachowań motywowanych słodyczami, takimi jak HFCS, ponieważ, zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, nie ma dostępnych na rynku stałych granulek fruktozy lub kombinacji fruktozy i glukozy w różnych proporcjach, które byłyby odpowiednie dla komór operacyjnych. Również znaczenie kontrolowania i manipulowania stosunkami stężenia/objętości jest obowiązkowe w eksperymentach, w których spożycie może być modulowane zarówno przez wartość kaloryczną roztworu (prowadzącą do sytości specyficznej dla składnika odżywczego), jak i przez to, ile tego roztworu można spożyć w danym okresie czasu (tj. sytości)21. Samodzielne zarządzanie IO skraca również opóźnienie między reakcją instrumentalną a dostarczeniem głównego wzmacniacza, czynnika, który odgrywa ważną rolę w nabywaniu i utrzymywaniu zachowania instrumentalnego16,22-23.

Ostatecznie, w porównaniu do (c), samodzielne podawanie IO pozwala na dostarczanie pasywnych infuzji IO kontrolowanych ilości roztworu testowego, co umożliwia zmierzenie reakcji ustno-twarzowych "lubienia" (obiektywna reakcja hedoniczna, taka jak wystające strony języka24-25) i czy te reakcje zmieniają się podczas samodzielnego podawania IO. Co więcej, możliwość podawania pasywnych wlewów IO ma istotne zastosowania w badaniu nawrotów do poszukiwania pożywienia. Oznacza to, że w badaniach nad samodzielnym podawaniem leków dożylnie, po okresach wygaszania, prime-dawki leku (tj. podanie małej dawki leku26) mogą "przywrócić" odpowiedź27-28. W związku z tym, zdolność do dostarczania infuzji IO bez żadnego działania ze strony zwierzęcia może być wykorzystana do badania przywrócenia "pokarmu", a także potencjalnego przywrócenia krzyżowego między pokarmem a narkotykami nadużywania.

IO samodzielne podawanie słodkich roztworów jest również lepsze niż samodzielne podawanie dożylne i dożołądkowe. W rzeczywistości, chociaż dożylne wlewy fruktozy zarówno u ludzi, jak i zwierząt laboratoryjnych wywołują konsekwencje fizjologiczne podobne do tych obserwowanych po spożyciu doustnym29-31, jest to kiepski model tego, jak słodycze są normalnie spożywane (tj. doustnie). Co więcej, sygnały smakowe wytwarzane przez przeżuwanie dostarczają ważnych informacji o smakowitości pokarmu, a gdy ten etap procesu trawienia zostanie pominięty, rozwój zachowań nieprzystosowawczych, takich jak przejadanie się, jest zmniejszony32-33.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Opieka nad zwierzętami i ich trzymanie

Wszystkie eksperymenty są zatwierdzane przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph i są przeprowadzane zgodnie z zaleceniami Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami. Obecne badanie obejmuje 22 dorosłe samce szczurów Sprague-Dawley (Charles River, QC) o wadze 200-225 g na początku eksperymentu.

  1. Szczury domowe pojedyncze i utrzymuj je w odwróconym cyklu światła/ciemności (7:00 rano OFF - 7:00 PM ON) z dostępem ad libitum do pożywienia i wody, chyba że wskazano inaczej lub podczas testów behawioralnych, które mają miejsce podczas aktywnego cyklu.
  2. Przyzwyczaj szczury do pomieszczenia kolonijnego i obchodzenia się z ludźmi, ważąc je codziennie przez tydzień przed operacją.

2. Chirurgia kaniulacji wewnątrzustnej: materiały i procedury

Chirurgia wewnątrzustna (IO) i materiały opisane są w Limebeer et al.14

  1. Aby skonstruować kaniulę IO, należy przyciąć kawałek rurki z tworzywa sztucznego z polietylenu o długości około 130 mm (średnica wewnętrzna 0,86 mm i średnica zewnętrzna 1,27 mm).
  2. Rurka, która ma być zamocowana w jamie ustnej, wymaga końcówki z kołnierzem (o średnicy ~5 mm). Utwórz ten kołnierzowy koniec, podgrzewając koniec rurki za pomocą lutownicy przez 2-5 sekund, a następnie natychmiast spłaszcz rozgrzaną krawędź rurki do płaskiej powierzchni. Wytnij krążek z siatki chirurgicznej (o średnicy około 6-7 mm, aby pasował do średnicy kołnierzowego końca kaniuli) i nawlecz go na długość rurki, aż dysk oprze się o tylną część kołnierzowego końca kaniuli IO.
  3. Dla każdej kaniuli IO wytnij jeden dodatkowy krążek siatki chirurgicznej (o średnicy 8 mm) i trzy kwadraty elastycznej opaski (6 mm x 6 mm; patrz rysunek 1).
  4. Sterylizuj kaniulę IO, krążki z siatki chirurgicznej i elastyczne kwadraty w roztworze antybakteryjnym przez co najmniej 24 godziny przed zabiegiem.
  5. Przed zabiegiem należy autoklawować wszystkie narzędzia chirurgiczne i zdezynfekować pole operacyjne. Pomiędzy operacjami używaj sterylizatora ze szklanymi kulkami do sterylizacji narzędzi i noś siatkę na włosy, rękawiczki nitrylowe i maski chirurgiczne, aby utrzymać warunki aseptyki.

Analgezja i znieczulenie

  1. Na około 30 minut przed zabiegiem należy podać podskórnie (SC) wstrzyknięcie antybiotyku Depocillin (0,33 mg/kg) i leku przeciwbólowego Meloxicam (5 mg/kg mc. podskórnie).
  2. Wywołać znieczulenie ogólne za pomocą izofluranu (4% indukcji i 3% leczenia podtrzymującego).
  3. Gdy szczury przestaną reagować na szczypanie palców u nóg i przed wykonaniem jakichkolwiek nacięć, użyj wacika z bawełnianą końcówką, aby podać miejscowy środek znieczulający wzdłuż wewnętrznej lewej strony policzka szczurów, gdzie ma zostać wszczepiona kaniula, i wstrzyknij znieczulenie miejscowe, takie jak HCl lidokainy, w miejsce nacięcia igły do biopsji (podstawa szyi) i czapki głowy (skóra głowy).
  4. Nałóż smarującą maść do oczu na oba oczy przed rozpoczęciem zabiegu.

Zabiegi chirurgiczne

  1. Ogol kępkę włosów o wymiarach 10 mm x 10 mm u nasady szyi. Użyj sterylnych gaz do wymazania i oczyszczenia ogolonego obszaru w następującej kolejności: mydło antybakteryjne, alkohol izopropylowy 70% i Betadine.
  2. Włóż igłę ze stali nierdzewnej 15 G u podstawy szyi i przesuwaj ją podskórnie wokół ucha do lewego policzka. Umieścić końcówkę igły i przeciągnąć ją przez policzek za pierwszym zębem trzonowym wewnątrz jamy ustnej.
  3. Przełóż kaniulę IO przez końcówkę igły wystającą z jamy ustnej, a następnie wyjmij igłę, pozostawiając tylko kaniulę IO.
  4. Nawlecz jeden krążek z siatki chirurgicznej, a następnie trzy kwadratowe elastyczne krążki na zewnętrzną część kaniuli IO i przyciągnij je do odsłoniętej skóry z tyłu szyi, aby ją ustabilizować.
  5. Przepłucz kaniulę IO antybakteryjnym płynem do płukania jamy ustnej
  6. Przed rozpoczęciem operacji zmodyfikuj nylonową (długość 28 mm; 4 mm końcówka; 8 mm), aby usunąć jej i wyciąć rowek o średnicy 2 mm wzdłuż długości gwintu (patrz ryc. 2).
  7. Ogol pasek włosów o wymiarach 10 mm x 20 mm wzdłuż linii środkowej głowy. Użyj sterylnych gaz do wymazania i oczyszczenia ogolonego obszaru w następującej kolejności: mydło antybakteryjne, alkohol izopropylowy 70% i Betadine.
  8. Za pomocą skalpela chirurgicznego wykonaj nacięcie o długości 20 mm wzdłuż szwu strzałkowego. Użyj wiertarki ręcznej, aby zrobić 4 otwory (po 2 z każdej strony szwu) i użyj ręcznego śrubokręta, aby przymocować cztery jubilerskie do czaszki.
  9. Umieść pośrodku czterech jubilerskich tak, aby rowek był skierowany w stronę tylnej części zwierzęcia. Zamontuj do czaszki szczura, budując nasadkę z cementu dentystycznego (użyj wystarczającej ilości cementu dentystycznego, aby pokryć powierzchnię jubilerskich). Poczekaj, aż cement dentystyczny wyschnie przed usunięciem zwierzęcia z pola operacyjnego i zakończ znieczulenie.

Monitorowanie i opieka pooperacyjna

  1. Szczury należy indywidualnie umieszczać w klatkach bezpośrednio po operacji i ściśle monitorować przez 24 godziny.
  2. Podać drugie wstrzyknięcie leku przeciwbólowego Meloksykam 24 godziny po operacji i przepłukać kaniulę IO antybakteryjnym płynem do płukania jamy ustnej raz dziennie przez trzy dni.

Daj szczurom 3-5 dni na powrót do zdrowia po operacji przed rozpoczęciem eksperymentu.

3. Procedury samodzielnego administrowania IO

Aparatura

Do samodzielnego administrowania używane są komory kondycjonujące z pleksiglasu, a każda komora jest zamknięta w większym pudełku ze sklejki tłumiącej dźwięk. Każda komora kondycjonowania instrumentalnego posiada oświetlenie domowe (28 V) i dwie wysuwane dźwignie (aktywną i nieaktywną) umieszczone po przeciwnych stronach komory, 8 cm nad podłogą. Aktywna dźwignia jest podłączona do pompy infuzyjnej umieszczonej na zewnątrz komory dźwiękochłonnej, a białe światło (28 W) znajduje się 3 cm nad nią, aby służyć jako światło stymulujące w połączeniu z podawaniem wlewów IO. Nieaktywna dźwignia służy do kontrolowania podstawowego, niewzmocnionego zachowania instrumentu; Naciśnięcie tej dźwigni nie ma żadnych konsekwencji, ale wszystkie naciśnięcia są rejestrowane.

Jedzenie

  1. Zapewnij szczurom standardową karmę dla szczurów (3,1 kcal/g) w ich domowej klatce.
  2. Rozcieńczyć syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozy (formuła 55%) do trzech różnych stężeń (8% = 0,026 kcal/80 μl naparu; 25% = 0,08 kcal/80 μl naparu; 50% = 0,17 kcal/80 μl naparu) za pomocą wody z odwróconej osmozy. Stężenia te są wybierane, ponieważ każde z nich wytwarza lepkość, która jest odpowiednia do dostarczania szybkich (2,5 s) infuzji IO, biorąc pod uwagę aparaturę doświadczalną (tj. średnicę strzykawek i rurek).

Deprywacja żywności

Aby ułatwić samodzielne zarządzanie IO, ale promować normalny wzrost, szczury są cyklicznie poddawane okresom pozbawienia jedzenia i dostępu ad libitum do standardowej karmy dla szczurów.

  1. Waż szczury codziennie o godzinie 19:00 i usuwaj karmę z koryta w klatce.
  2. Następnego dnia zważ szczury o godzinie 12:00 (około 18 godzin później) i rozpocznij samodzielne podawanie IO o 13:00.
  3. Wróć szczury do ich klatek domowych o godzinie 16:00 i zapewnij ad libitum dostęp do karmy przez 3 kolejne godziny. Następnie zapisz wagę szczurów i całkowitą ilość karmy spożytej w ciągu trzech godzin. Wznów deprywację żywnościową zgodnie z opisem.

Ogólna procedura samodzielnego administrowania IO

Reakcja instrumentanta na infuzje IO HFCS jest oceniana na podstawie PR i ciągłych harmonogramów wzmacniania. Szczury są testowane w samodzielnym podawaniu IO do momentu ustabilizowania spożycia, zgodnie z definicją: 1) znacząca różnica w reagowaniu między aktywnymi i nieaktywnymi dźwigniami przez co najmniej 2 kolejne sesje; oraz 2) mniej niż 20% różnica w liczbie infuzji uzyskanych na sesję przez 2 kolejne sesje. Każda sesja rozpoczyna się po 6 godzinach w ciemnym cyklu i trwa 3 godziny. Faza akwizycji składa się z 10 kolejnych sesji samodzielnego podawania IO zgodnie z ciągłym harmonogramem wzmacniania, a szczury otrzymują pojedynczy test PR 24 godziny przed rozpoczęciem akwizycji (test PR I) i 24 godziny po ostatniej sesji akwizycji (PR Test II). W przypadku testów PR punkt przerwania (BP) definiuje się jako ostatnią infuzję otrzymaną przed ustaniem odpowiedzi na aktywną dźwignię przez co najmniej 1 godzinę18.

  1. Przeciwwaga dla szczurów na podstawie masy ciała pobranej przez trzy dni przed rozpoczęciem eksperymentu i przypisanie szczurom samodzielnego podawania jednego z trzech stężeń HFCS: 8%, 25% lub 50%.
  2. Zważ szczury o godzinie 12:00 i przenieś je z pomieszczenia kolonijnego do pokoju testowego w ich domowych klatkach. Aby usunąć jedzenie lub pościel, które mogą gromadzić się w kaniuli IO, przepompuj powietrze przez kaniulę za pomocą strzykawki o pojemności 12 ml przymocowanej igłą 16 G z 50 mm rurką polietylenową (średnica wewnętrzna 1,14 mm i średnica zewnętrzna 1,57 mm) przymocowaną do końca.
  3. W komorze operacyjnej połącz kaniulę IO z rurką Tygon (średnica wewnętrzna 0,02 mm i średnica zewnętrzna 1,53 mm) za pomocą wału zbudowanego ze zmodyfikowanej igły 20 G (usuń plastikową piastę i skośną końcówkę). Umieść dolną część rurki (tj. bliżej zwierzęcia) w rowku. Wyższa część rurki jest połączona z krętlikiem i chroniona sprężyną. Podłącz podstawę sprężyny do gwintu zamontowanej na szczura.
  4. Daj szczurom pięć minut na aklimatyzację w komorze operacyjnej, a następnie rozpocznij sesję samodzielnego podawania IO. Sesja samodzielnego administrowania IO rozpoczyna się od aktywacji światła w domu, wprowadzenia dwóch wysuwanych dźwigni i podświetlenia bodźca świetlnego nad aktywną dźwignią na 30 sekund.
  5. W przypadku testu PR I użyj harmonogramu PR opisanego przez Richardsona i Robertsa18 (eskalacja współczynnika odpowiedzi = (5e(liczba wstrzyknięcia x 0,2)) - 5).
  6. W przypadku sesji akwizycji 1-10 należy stosować ciągły harmonogram wzmacniania, w którym każde naciśnięcie aktywnej dźwigni powoduje dostarczenie 80 μl wlewu roztworu testowego w ciągu 2,5 sekundy.
  7. Aby zapewnić wystarczającą ilość czasu na spożycie, nałóż okres przerwy wynoszący 27,5 sekundy, podczas którego aktywna dźwignia jest cofana, a światło bodźca jest aktywowane (tj. szczury mogą otrzymywać wlew IO co 30 sekund). Nie należy narzucać limitu liczby infuzji, które można uzyskać w ramach każdej sesji samodzielnego podawania dożylnego.
  8. Jeśli szczur nie zareaguje na aktywną dźwignię przez 20 kolejnych minut, zalej szczura (otwórz komorę operacyjną i ułatw szczurowi jednokrotne naciśnięcie aktywnej dźwigni). Kotlij zwierzęta co 20 minut do 5 razy na sesję tylko przez pierwsze trzy dni od pozyskania.
  9. Przeprowadź drugi test PR przy użyciu parametrów opisanych w kroku 3.10.
  10. Po sesjach samodzielnego podawania IO należy usunąć szczury z komór operacyjnych, przepłukać kaniulę IO 2,0 ml wody przy użyciu tych samych materiałów, które opisano w 3.7 i przywrócić szczury do ich klatki domowej w pomieszczeniu kolonijnym.
  11. Po trzech godzinach dostępu ad libitum do karmy dla szczurów, o godzinie 19:00 szczury ważą się, usuwają pokarm z koryta i wznawiają deprywację pokarmu.

Dane dotyczące samodzielnego administrowania są analizowane za pomocą dwuczynnikowych powtarzających się pomiarów Analizy wariancji (ANOVA). Wielokrotne porównania przy użyciu metody Studenta-Newmana-Keulsa (α=0,05) zastosowano w celu zbadania wszelkich istotnych interakcji lub głównych efektów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Nabywanie umiejętności samopodawania IO

Rysunek 3 przedstawia reagowanie operacyjne na dźwigniach aktywnych i nieaktywnych podczas samoadministracji 8%, 25% lub 50% HFCS przez 10 kolejnych sesji. Szczury nabywają umiejętność samoadministracji HFCS (IO) w ciągu pierwszych trzech sesji i utrzymują stabilne reagowanie na dźwigni aktywnej (opisane powyżej) przez resztę okresu nabywania. Widoczne są również różnice w reakcjach na dźwigni aktywnej zależne od stężenia: w porówn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecne badanie ilustruje nowatorskie podejście do oceny wzmacniających właściwości słodkich roztworów poprzez połączenie metod tradycyjnie stosowanych do badania zachowań motywowanych nadużywaniem narkotyków (samodzielne podawanie dożylne) oraz do oceny smakowitości degustatorów (reaktywność smaku poprzez wlewy wewnątrzustne). W tym celu, w bardzo krótkim znieczuleniu wywołanym izofluranem, szczurom wszczepia się kaniulę IO, która umożliwia dostarczanie roztworów testowych bezpośrednio do ust. Po powrocie do zdrowia po o...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Te badania były wspierane przez granty z Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) dla F.L oraz Canadian Graduate Scholarship (CGSD) od NSERC do AM.L.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Reodczynniki
MeloxicamBoehringer Ingelheim Canada Ltd.Z apteki Ontario Veterinary College
Prokaina Penicylina GPen Wodny, Wyeth ZdrowieZ apteki Ontario Veterinary College
Lidokaina HCl 2%Z apteki Ontario Veterinary College
Marcaine 0.5 %Z apteki Ontario Veterinary College
Maśćnawilżająca do oczuProdukt można kupić w każdej aptece
2% Lidokaina Lepka Doustna (Znieczulenie miejscowe)Pharmascience Inc.CDMV # 14705Butelka 100 ml
Isoflurane USPPharmaceutical Partners of CanadaCDMV # 108737Butelka 250 ml
Bacti-StatMerck Sante AnimaleCDMV # 6449Butelka 3,785 L
Alkohol izopropylowy (70%)Perdu PharmaFisher # MPX18404Butelka 4 L
Betadine 10%McKesson KanadaCDMV # 104826Butelka
500 mlSuper GermipheneCeva Animal HealthCDMV # 103629Butelka 454 ml
Chlorheksydene (Novadent)ZoetisCDMV # 8908Butelka 236 ml
Syrop kukurydziany o wysokiej zawartości fruktozyNatures FlavoursHFCS-55Butelka
Materiały
PE90 rurkaBecton Dickinson and CompanyVWR # CA-63019-080A100 stóp/cewkę
Rurka PE160Becton Dickinson and CompanyVWR # CA-63018-747100 stóp / cewka
Siatka polipropylenowaMałe części Inc.CMP-0297-D
LutownicaProdukt można kupić w każdym sklepie z narzędziami
#64 GumkiZszywki Artykuły biurowePozycja # 13556Produkt można kupić w każdym sklepie z artykułami biurowymi
15 G Cienkościenne igłyVWR # CABD110812 igieł / opakowanie
Elektryczna maszynka do golenia (1/2 cala szerokiego ostrza)Produkt można kupić u każdego zwierzaka sklep zaopatrzeniowy
Igły Precision Glide 20 G igły (1½ in)Becton Dickinson and CompanyFisher # 14-826D
Igły Precision Glide 16 G (1½ in)Becton Dickinson and CompanyFisher # 14-826-5D
Komory kondycjonujące InstrumentMed Associates Inc.ENV-008-CTC
Komora dźwiękochłonnaMed Associates Inc.Oprogramowanie ENV-018M
MED PC IV MedAssociates Inc.SOF-735
Pompy strzykawkoweRazel Scientific Instruments
Jednorazowy plastikowy zestaw obrotowyMed Associates Inc.PHM-115I
Rurka Microbore TygoneSaint Gobain Performance PlasticsFisher # 1417015B500 stóp / cewka
zwierząt 1 galona 3,5 cala

Bibliografia

  1. Avena, N. M., Bocarsly, M. E., Hoebel, B. G., Gold, M. S. Overlaps in the nosology of substance abuse and overeating: the translational implications of "food addiction". Curr. Drug Abuse Rev. 4 (3), 133-139 (2011).
  2. Ifland, J. R., Preuss, H. G., et al. Refined food addiction: a classic substance use disorder. Med. Hyp. 72, 518-526 (2009).
  3. Volkow, N., Wise, R. A. How can drug addiction help us understand obesity. Nat. Neurosci. 8 (5), 555-560 (2005).
  4. Gearhardt, A. N., Davis, C., Kuschner, R., Brownell, K. D. The addiction potential of hyperpalatable foods. Curr. Drug Abuse Rev. 4 (3), 140-145 (2011).
  5. Gearhardt, A. N., Yokum, S., Orr, P. T., Stice, E., Corbin, W. R., Brownell, K. D. Neural correlates of food addiction. Arch. Gen. Psychiatry. 68 (8), 808-816 (2011).
  6. Volkow, N. D., Wang, G., Fowler, J. S., Telang, F. Overlapping neuronal circuits in addiction and obesity: evidence of systems pathology. Philos. Trans. Royal Soc. 363, 3191-3200 (2008).
  7. Alsiö, J., Olszewski, P. K., Levine, A. S., Schiöth, H. B. Feed-forward mechanisms: addiction-like behavioral and molecular adaptations in overeating. Front. Neuroendocrinol. 33 (2), 127-139 (2012).
  8. Johnson, P. M., Kenny, P. J. Dopamine D2 receptors in addiction-like reward dysfunction and compulsive eating in obese rats. Nat. Neurosci. 13 (5), 635-644 (2010).
  9. Bray, G. A., Nielsen, S. J., Popkin, B. M. Consumption of high-fructose corn syrup in beverages may play a role in the epidemic of obesity. Am. J. Clin. Nutr. 79 (4), (2004).
  10. Forshee, R. A., Storey, M. L., et al. A critical examination of the evidence relating high fructose corn syrup and weight gain. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 47 (6), 561-582 (2007).
  11. Moeller, S. M., Fryhofer, S. A., Osbahr, A. J., Robinowitz, The effects of high fructose corn syrup. J. Am. Coll. Nutr. 28 (6), 619-626 (2009).
  12. White, J. S., Foreyt, J. P., Melanson, K. J., Angelopoulos, T. J. High fructose corn syrup: Controversies and common sense. Am. J. Lifestyle Med. 4 (6), 515-520 (2010).
  13. Grill, H. J., Norgren, R. The taste reactivity test. I. Mimetic responses to gustatory stimuli in neurologically normal rats. Brain Res. 143 (2), 263-279 (1978).
  14. Limebeer, C. L., Vemuri, V. K., et al. Inverse agonism of cannabinoid CB1 receptors potentiates LiCl-induced nausea in the conditioned gaping model in rats. Br. J. Pharmacol. 161 (2), 336-349 (2010).
  15. DeBold, R. C., Miller, N. E., Jensen, D. D. Effect of strength of drive determined by a new technique for appetitive classical conditioning of rats. J. Comp. Physiol.Psychol. 59 (1), 102-108 (1965).
  16. Panksepp, J., Trowill, J. A. Intraoral self injection: I. Effects of delay of reinforcement on resistance to extinction and implications for self-stimulation. Psychonomic Sci. 9 (7), 405-406 (1967).
  17. Panksepp, J., Trowill, J. A. Intraoral self injection: II. The simulation of self-stimulation phenomena with a conventional reward. Psychonomic Sci. 9 (7), 407-408 (1967).
  18. Richardson, N. R., Roberts, D. C. Progressive ratio schedules in drug self-administration studies in rats: a method to evaluate reinforcing efficacy. J. Neurosci. Methods. 66, 1-11 (1996).
  19. Berridge, K. C., Robinson, T. E. Parsing reward. Trends Neurosci. 26 (11), 507-501 (2003).
  20. Sclafani, A., Ackroff, K. Reinforcement value of sucrose measured by progressive ratio operant licking in the rat. Physiol. Behav. 79, 663-670 (2003).
  21. Houpt, K. A. Gastrointestinal factors in hunger and satiety. Neurosci. Biobehav. Rev. 6 (2), 145-164 (1982).
  22. Mazur, J. E. Effects of rate of reinforcement and rate of change on choice behaviour in transition. J. Exp. Psychol. 50 (2), 111-128 (1997).
  23. Samaha, A. N., Robinson, T. E. Why does the rapid delivery of drugs to the brain promote addiction. Trends Pharmacol. Sci. 26 (2), 82-87 (2005).
  24. Berridge, K. C., Kringelbach, M. L. Affective neuroscience of pleasure: reward in humans and animals. Psychopharmacology. 199 (3), 457-480 (2008).
  25. Kelley, A. E., Berridge, K. C. The neuroscience of natural rewards: relevance to addictive drugs. J. Neurosci. 22 (9), 3306-3311 (2002).
  26. Shaham, Y., Shalev, U., Lu, L., De Wit, H., Stewart, J. The reinstatement model of drug relapse: history, methodology and major findings. Psychopharmacology. 168 (1-2), 3-20 (2003).
  27. de Wit, H., Stewart, J. Drug reinstatement of heroin-reinforced responding in the rat. Psychopharmacology. 79 (1), 29-31 (1983).
  28. Schmidt, H. D., Anderson, S. M., Famous, K. R., Kumaresan, V., Pierce, R. C. Anatomy and pharmacology of cocaine priming-induced reinstatement of drug seeking. Eur. J. Pharmacol. 526 (1-3), 65-76 (2005).
  29. Dunnigan, M. G., Ford, J. S. A. The insulin response to intravenous fructose in relation to blood glucose levels. J. Clin. Endocrinol. Metab. 40 (4), 629-635 (1975).
  30. Crapo, P. A., Kolterman, O. G., Olefsky, J. M. Effects of oral fructose in normal, diabetic, and impaired glucose tolerance subjects. Diabetes Care. 3 (5), 575-582 (1980).
  31. Lê, K. A., Tappy, L. Metabolic effects of fructose. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 9 (4), 469-475 (2006).
  32. Scheggi, M. E., Secci, G., Marchese, M. G., De Montis, C., Gambarana, Influence of palatability on motivation to operate for caloric and non-caloric food in non food-deprived and food-deprived rats. Neuroscience. 236, (2013).
  33. Sclafani, A., Lucas, F., Ackroff, K. The importance of taste and palatability in carbohydrate-induced overeating in rats. Am. J. Physiol. 270 (6), 1197-1202 (1996).
  34. Roberts, D. C. S., Loh, E. A., Vickers, G. Self-administration of cocaine on a progressive ratio schedule in rats: dose-response relationship and effect of haloperidol pretreatment. Psychopharmacology. 97 (4), 535-538 (1989).
  35. Reilly, S. Reinforcement value of gustatory stimuli determined by progressive ratio Performance. Pharmacol. Biochem. Behav. 63 (2), 301-311 (1999).
  36. Zittel-Lazarini, A., Cador, M., Ahmed, S. H. A critical transition in cocaine self-administration: Behavioral and neurobiological implications. Psychopharmacology. 192 (3), 337-146 (2007).
  37. Stanhope, K. L., Havel, P. J. Endocrine and metabolic effects of consuming beverages sweetened with fructose, glucose, sucrose, or high fructose corn syrup Am. J. Clin. Nutr. 88 (6), 17335-17375 (2008).
  38. Deroche-Gamonet, V., Belin, B., Piazza, P. V. Evidence for addiction-like behaviour in the rat. Science. 305, 1014-1017 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Warunkowanie instrumentalnesyrop kukurydziany wysokofruktozowyprogresywny schemat proporcjiwzmocnienie ci g eimplantacja chirurgicznap ukanie kaniulinaciskanie d wignist enie roztworuschemat wzmocnie
Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.