Innowacyjna metoda kwantyfikacji egzosomów i pomiaru wielkości

Dokładna funkcja krążących egzosomów pozostawała nieznana przez długi okres czasu. Nawet teraz pełny mechanizm ścieżki egzosomów nie jest w pełni poznany. Ponieważ egzosomy przenoszą antygeny, białka i RNA (mRNA i miRNA), które wiążą je z komórką rodzicielską, z której pochodzą, ich funkcja jako przekaźników sygnalizacji komórka-komórka została głównie potraktowana priorytetowo.

W literaturze opisano wiele różnych metod izolacji i ilościowego wykrywania egzosomów ^1,2. Nie osiągnięto jednak konsensusu w sprawie "standardu złota". Tymczasem większość naukowców zajmujących się badaniami nad egzosomami zgadza się, że spójna metoda izolacji jest wysoce uzasadniona w celu osiągnięcia wyższego stopnia porównywalności między różnymi raportami i badaniami.

Sortowanie komórek aktywowane fluorescencją (FACS) jest najpowszechniejszym i najbardziej rozpowszechnionym narzędziem do analizy egzosomów ³. FACS ma tę zaletę, że dzięki znakowaniu fluorescencyjnemu można porównać komórki o różnym pochodzeniu w jednym kroku. Główną wadą FACS jest to, że metoda ta nie jest wystarczająco czuła, aby zidentyfikować cząstki mniejsze niż 0,5 μm ⁴, podczas gdy egzosomy mają na ogół średnicę od 30 do 120 nm ⁵, a nawet mniej, aby zmierzyć ich rozmiar.

Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM) i transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM) to inne narzędzia do analizy wielkości cząstek i morfologii egzosomów. Jednak zarówno SEM, jak i TEM mają tę wadę, że przygotowanie próbek jest czasochłonne, obie metody obejmują pracochłonne etapy i każda z nich wiąże się z pewnym ryzykiem powstania artefaktów. Żadna z tych metod nie jest odpowiednia dla dużej przepustowości próbki i charakterystyki kilku tysięcy pojedynczych cząstek w jednej próbce. Ponadto trudno jest przeprowadzić analizę ilościową w codziennej praktyce klinicznej, w której próbki często muszą być analizowane jednocześnie lub przynajmniej w bardzo krótkim czasie. Techniki nowej generacji pozwalają nam teraz analizować egzosomy bez wcześniejszych intensywnych prac przygotowawczych (np. środowiskowego SEM). Te nowoczesne techniki są nadal raczej niewygodne do analizowania zawiesin o dużej objętości zawierających egzosomy w celu określenia ich średniej liczby i rozkładu wielkości ⁶.

Inną bardzo czułą metodą wizualizacji i analizy egzosomów jest analiza śledzenia nanocząstek (NTA). Metoda ta wykorzystuje dwie różne zasady fizyki. Po pierwsze, cząstki są wykrywane przez światło rozproszone, gdy są naświetlane wiązką laserową. Drugie zjawisko znane jest jako ruch Browna, zgodnie z którym dyfuzja różnych cząstek w ciekłej zawiesinie jest odwrotnie proporcjonalna do ich wielkości. W tym drugim przypadku ruch zależy również od temperatury i lepkości cieczy. Jednak wskaźnik ten jest bezpośrednio związany z wielkością cząstek i jest używany przez NTA. Za pomocą analizy opartej na oprogramowaniu rejestrowane są cyfrowe obrazy światła rozproszonego od pojedynczych cząstek. Wykresy rozproszonych plam świetlnych i ich prędkości ruchu dostarczają danych, które ułatwiają określenie całkowitej liczby cząstek i rozkładu wielkości. Technika ta jest szczególnie skuteczna w analizie cząstek o średniej średnicy mniejszej niż 100 nm.

Pomiary wielkości i stężenia są wykonywane za pomocą mikroskopu do analizy wideo ruchu Browna i elektroforezy ZetaView. Jest to półautomatyczny przyrząd do analizy nanocząstek na biurku dla próbek cieczy (zwany dalej przyrządem do śledzenia cząstek). Składa się z analizatora śledzenia cząstek, a także laptopa z oprogramowaniem służącym do analizy danych. Heterogeniczne próbki biologiczne są tak samo odpowiednie dla tej metody, jak bardziej jednorodne zawiesiny cząstek nieorganicznych. Laserowy mikroskop rozpraszający z kamerą wideo służy do wykrywania cząstek i obserwacji ich ruchu. Podczas gdy oś mikroskopu jest pozioma i skupiona w kanale komórkowym wypełnionym zawiesiną zawierającą egzosomy, wiązka lasera jest zorientowana pionowo. Cząstki napromieniowane laserem rozpraszają światło, które jest rejestrowane pod kątem 90° przez cyfrową kamerę wideo za pomocą mikroskopu (ryc. 1). Natężenie rozproszonego światła pozwala na obserwację cząstek o średnicy większej niż 60 nm. W takim ustawieniu jasność cząstki nie jest jedynym wskaźnikiem wielkości cząstki. Gdy nie stosuje się pola elektrycznego, ruch cząstek odbywa się tylko zgodnie z ruchem Browna i może służyć jako wskaźnik do obliczania wielkości cząstek. Jednak instrument jest również w stanie przyłożyć pole elektryczne do kanału komórkowego. Po poddaniu działaniu tego pola potencjał, biegunowość i poziom ładunku jonowego zawieszonych egzosomów stają się kolejnymi determinantami kierunku ich ruchu. Prędkość i kierunek skutkują histogramem ruchliwości elektroforetycznej.

Znalezienie optymalnej metody analizy izolowanych egzosomów to jeden problem, innym problemem jest skuteczna izolacja egzosomów z różnych mediów, takich jak krew, wodobrzusze, mocz, mleko, płyn owodniowy lub pożywka komórkowa. Do tej pory opisano różne metody, które opierają się na ultrawirowaniu ¹, przemysłowych odczynnikach do separacji (takich jak Exoquick) ⁷, kulkach magnetycznych do antygenu z zastosowaniem separacji ⁸ lub etapach ultrafiltracji ⁹.

W tym protokole demonstrujemy cały proces izolacji egzosomów za pomocą ultrawirowania i pokazujemy, jak analizować powstały egzosom zawierający zawiesinę za pomocą narzędzia do śledzenia cząstek. Przedstawiono szczegółowe rozważania dotyczące analizy egzosomów pochodzących z ludzkiego osocza lub pożywki do hodowli komórkowych.

UWAGA: Eksperymenty przedstawione w tej pracy zostały zatwierdzone przez instytucjonalną radę etyczną Uniwersytetu w Düsseldorfie.

1. Przygotowanie egzosomów

1. Zebrać pełną krew do 3 probówek z cytrynianem przez nakłucie dożylne (łącznie 9 ml). Wlej krew do 15 ml probówki Falcon.
2. Odwirować próbkę o masie 1 500 x g przez 20 minut w temperaturze 4 °C w celu rozpoczęcia oddzielania komórek od osocza. Przenieść supernatant do nowej probówki sokoła o pojemności 15 ml.
3. Odwirować próbkę o masie 2 800 x g przez 20 minut w temperaturze 4 °C w celu usunięcia wszystkich komórek z osocza (osocze bezkomórkowe; Dobra Organizacja Rybołówstwa). Przenieść CFP do probówek ultrawirówek, po 1 ml na probówkę.
4. Wirować przy 100 000 x g przez 90 minut w temperaturze 4 °C w celu wyczerpania egzosomów. Usunąć 900 μl supernatantu. Ponownie zawiesić osad w pozostałych 100 μl w probówce do ultrawirowania. Dodać 900 μl PBS.
5. Ponownie odwirować przy 100 000 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Usunąć 900 μl supernatantu. Ponownie zawiesić osad z pozostałymi 100 μl.
6. Przenieść 5-20 μl zawiesiny do 40 ml wody destylowanej. Przefiltruj zawiesinę przez filtr 450 nm, aby oddzielić egzosomy od większych cząstek. Użyj tej końcowej zawiesiny do pomiaru cząstek.

2. Procedura uruchamiania przyrządu do śledzenia cząstek

1. Uruchom program, klikając dwukrotnie ikonę oprogramowania. Kliknij różne zakładki oprogramowania ("Sprawdzanie komórek", "Pomiar", "Analiza"), aby przełączać się między nimi w całym protokole.
2. Postępuj zgodnie z instrukcjami wyświetlanymi na ekranie, aby automatycznie wdrożyć procedurę uruchamiania. Zaznacz pola wyboru zarówno dla kontroli jakości komórki, jak i automatycznego wyrównywania.
   UWAGA: Każdy z tych kroków można powtórzyć osobno, jeśli to konieczne, naciskając przycisk (A) lub (B) na karcie "sprawdzanie komórek".
3. Otwórz otwór wlotowy i wylotowy przyrządu NTA i wstrzyknij 10 ml wody destylowanej za pomocą strzykawki do kanału komórkowego przez port wlotowy. Zamknij port wylotowy, gdy wstrzykiwana jest ostatnia ilość wody. Umieść zlewkę pod portem wylotowym, aby zebrać roztwór odpadowy. Upewnij się, że cela pomiarowa jest wolna od pęcherzyków powietrza i nie wtłaczaj pęcherzyków powietrza do systemu. Natychmiast zamknij port wlotowy.
4. Przeprowadź kontrolę jakości ogniw, klikając "OK". Oprogramowanie wyświetli wyniki jakości ogniw po kilku sekundach.
5. Jeśli jakiekolwiek cząstki są nadal wizualizowane na ekranie podglądu na żywo oprogramowania lub jeśli wynik kontroli jakości jest tylko dobry lub słaby, powtarzaj krok 2.3, aż pozostałe cząstki zostaną usunięte z celi pomiarowej. Powtórz również krok 2.3 po każdym pomiarze, aby uniknąć gromadzenia się cząstek. Jeśli powtórzenie wstrzyknięcia wody destylowanej i sprawdzenia komórek nie daje "dobrego" wyniku, przejdź do 2.9.
6. Przygotować zawiesinę kontrolną zawierającą jednorodne cząstki polistyrenu o wielkości 200 nm, które zostaną użyte do wyrównania ognisk lasera i mikroskopu. Dodać jedną kroplę koncentratu zawiesiny, dostarczonego przez producenta przyrządu, do 500 ml wody destylowanej, aby uzyskać wymagane stężenie, tak aby na ekranie w podglądzie na żywo wyświetlanych było 600 ± 100 cząstek.
7. Wstrzyknąć zawiesinę wystroju do przyrządu NTA zgodnie z opisem w kroku 2.3. Naciśnij "OK", aby rozpocząć automatyczne wyrównywanie, zautomatyzowaną procedurę, dzięki której system automatycznie znajdzie optymalną pozycję dwóch ognisk.
8. Gdy pojawi się monit informujący, że system jest teraz gotowy do eksperymentów, kliknij OK, aby rozpocząć pomiar.
9. Od czasu do czasu należy ręcznie czyścić kanał komórkowy między eksperymentami, przepłukując komórkę 30% roztworem etanolu. Wyczyść kanał za każdym razem, gdy oprogramowanie wyświetla automatyczny raport o błędach.

3. Pomiar próbki

1. Przepłukać kanał wodą destylowaną przed każdym pomiarem próbki (zgodnie z opisem w kroku 2.3).
2. Wstrzyknąć zawiesinę egzosomu (przygotowaną w sekcji 1) do kanału, jak opisano w kroku 2.3.
3. W razie potrzeby dostosuj następujące główne parametry w oprogramowaniu:
   1. czułość. Aby znaleźć optymalny zakres czułości, kliknij przycisk "Liczba cząstek w funkcji czułości", aby wyświetlić krzywą mierzonych cząstek na ekran dla różnych poziomów czułości. Wybierz poziom czułości przed maksymalnym nachyleniem krzywej. Wyższy poziom czułości pozwala na wizualizację większej liczby małych cząstek, ale także zwiększa problemy związane z szumem tła.
   2. Minimalna jasność. Wybierz początkową jasność 20 do pomiaru egzosomu, aby użyć tej funkcji jako filtra. Dostosuj ten parametr do góry, aby wyeliminować cząstki silnie rozpraszające światło. Zmniejsz go, aby wzmocnić słabo rozpraszające artefakty. W razie potrzeby zmieniaj jasność w trakcie eksperymentu.
      UWAGA: Cząstki, które zbyt silnie rozpraszają światło, nakładają się na siebie i mogą zostać omyłkowo wyłączone z analizy.
   3. Minimalny i maksymalny rozmiar. Ustaw filtr cyfrowy, aby wyeliminować szum pikseli i niepożądane rozproszenie spowodowane zbyt dużymi cząstkami, regulując minimalny i maksymalny rozmiar. Użyj zakresu od 10 do 500 pikseli do pomiaru egzosomów.
   4. okiennica. Dostosuj czas otwarcia aparatu na 1/300 sek.
4. Parametry odczytu na żywo:
   1. Przełączaj się między trybem widoku cyfrowego i analogowego w dowolnym momencie, klikając przycisk "Obraz na żywo".
   2. Przez cały czas trwania eksperymentu monitoruj pasek intensywności rozpraszania, który wyświetla stan nasycenia próbki jako wskaźnik oznaczony kolorem. Nie analizuj egzosomów, jeśli pasek rozpraszania jest czerwony. W takim przypadku należy dodatkowo rozcieńczyć próbkę, aby uniknąć tego zjawiska. Jeśli warunki eksperymentalne uniemożliwiają manipulowanie zawiesiną próbki, należy zmniejszyć czułość lub zwiększyć jasność w ustawieniach oprogramowania, aby poprawić wyniki pomiarów.
      UWAGA: Gdy analizowane są próbki o bardzo wysokim stężeniu cząstek, rozproszenie połączy pojedyncze cząstki i zostaną one policzone jako jedna cząstka.
   3. Zwróć uwagę na liczbę cząstek zliczonych w polu widzenia z wyświetlacza.
5. Kliknij zakładkę "Pomiar".
6. Wybierz ustawienia w tablicy "opcje uruchamiania".
   1. Przed każdą akwizycją wybierz opcję "sprawdź ruch", aby powtórzyć test dryfu cząstek. Wykonaj test co najmniej raz przed rozpoczęciem całej analizy. Jeśli dryft jest większy niż 20 μm/s, należy odczekać przed kontynuowaniem pomiaru, aby próbka przestała płynąć.
   2. Wybierz liczbę eksperymentów (5) i opóźnienie czasowe między nimi (0).
   3. W razie potrzeby przeprowadzić "kontrolę wyrywkową". Ten test jest częścią automatycznego wyrównywania w procedurze uruchamiania i może być następnie powtórzony w razie potrzeby.
7. Na koniec kliknij przycisk "uruchom pobieranie wideo". W nowym oknie zdefiniuj liczbę cykli (15) oraz liczbę pozycji pomiarowych (11).
   UWAGA: Głowicę laserową i mikroskop można przesuwać, aby analizować liczbę cząstek w 11 różnych pozycjach. W zależności od zapotrzebowania na eksperyment zdecyduj, czy eksperyment powinien być przeprowadzony na jednej pozycji, czy na różnych pozycjach.
   1. Potwierdź minimalny czas, przez jaki cząstka musi być śledzona, aby została policzona jako pojedyncza cząstka, ustawiając rozdzielczość wideo (niską). Niższa rozdzielczość skutkuje krótszym czasem śledzenia.
   2. Wybierz nazwę pliku i kliknij "OK", aby rozpocząć pomiar.

4. Interpretacja wyników

1. Wyświetl następujące wyniki i parametry wyświetlane po pomiarze w zakładce "wyniki": (1) całkowita liczba śledzonych cząstek, (2) średnia liczba cząstek na pozycję oraz (3) stężenie cząstek.
   1. Proszę zapoznać się z tabelą średnich wyników dla liczbowego stosunku wielkości cząstek (średnicy, powierzchni i objętości) do procentowej liczby cząstek, a także wartości różnicowania średniego i standardowego.
   2. Tabeli analizy wartości szczytowych należy użyć, jeżeli w analizie graficznej występuje więcej niż jeden pik. Poniższa tabela przedstawia rozkład cząstek, które są mniejsze niż pierwszy lub odpowiednio drugi pik.
2. Wyświetl wykres obliczony po pomiarze, aby zobaczyć rozkład cząstek według wielkości. Użyj ikon w trybie wyświetlania i nad wykresem, aby zmienić ustawienia.

Próbka użyta do tej demonstracji pokazuje optymalne ustawienie dla pomiaru z czułością 85%, przed maksymalnym nachyleniem krzywej czułości (Rysunek 2). Jasność, wartości min/max zostały dobrane zgodnie z zaleceniami w protokole. Zmierzono stężenie 5,3 cząstki/ml x 106, przy czym średnia wielkość cząstek wynosiła 0,149 μm, większość z nich miała 0,137 μm.

Wartości otrzymane po pomiarze mogą być zapisane w raporcie w formacie pliku .pdf lub jako .txt do eksportu do bazy danych. Wykres można dostosować według preferencji, zgodnie z opisem w protokole (sekcja 4). Sekwencja wideo jest również zapisywana i może być wykorzystana do późniejszej ponownej analizy w trybie off-line. Jednak w takiej analizie off-line nie można zmienić ustawień kamery sprzed akwizycji retrospektywnie.

Aby znaleźć optymalne ustawienia parametrów dla pomiaru, opisujemy tutaj optymalizację ustawień przyrządu na przykładzie standardu rozmiaru polistyrenu 100 nm. Szczegółowo omówiono wpływ dwóch parametrów, czułości i rozmiaru minimalnego/maksymalnego na obraz wideo i rozkład wielkości cząstek. Wszystkie pozostałe parametry podsumowano w tabeli 1.

Wizualne wrażenie wpływu czułości (w zakresie od 50 do 94) na obrazy analogowe i cyfrowe jest wizualizowane na rysunku 3. Informacje ilościowe pochodzące z obrazów przedstawiono na rysunku 4, w oparciu o ustawienia w tabeli 1, Min Size = 5 i Max Size = 200. Typową zależność między liczbą wykrytych cząstek a czułością przedstawiono na rysunku 4A. Między 50 a 90 liczba wykrywanych cząstek wzrastała wraz z czułością i dramatycznie rosła dla czułości >90. Optymalny zakres czułości stwierdzono między 66 a 86 (A). Rozkłady wielkości cząstek uzyskane przy różnych ustawieniach czułości przedstawiono na rysunku 4B. Rozkłady wielkości cząstek reprezentują średnią z trzech indywidualnych pomiarów. Dla zbyt niskiej czułości (czułość = 62, czerwona krzywa) przeanalizowano tylko kilka cząstek, co skutkowało raczej słabymi statystykami. Liczba analizowanych cząstek rosła wraz z czułością i osiągnęła optimum między 70 (żółta krzywa) a 86 (krzywa tan). Dalsze zwiększanie czułości prowadzi do pogorszenia rozkładu wielkości cząstek, przy czym liczba spadających cząstek i rozkład wielkości przesuwają się w kierunku mniejszych rozmiarów (czułość = 94, niebieska krzywa). Rysunek 4C przedstawia trend średnicy x50 opartej na liczbach (50% cząstek jest mniejszych od tej średnicy) w funkcji czułości. W przedziale beżowym RSD wielkości cząstek wynosił mniej niż 8% i odpowiada optymalnemu przedziałowi w A. Czerwone obszary wskazują, że RSD > 8% w wyniku słabych statystyk (zbyt niska czułość) lub szerokich rozkładów z przesunięciem do mniejszych rozmiarów (zbyt wysoka czułość).

Ustawienia Min Size i Max Size to filtry stosowane do obrazów cyfrowych w celu usunięcia cząsteczek o rozmiarach plamek mniejszych niż Min Size i większych niż Max Size. Ze względu na zdolność do rozpraszania światła, cząstka tworzy plamkę o określonej wielkości na obrazie cyfrowym. Rozmiar plamki jest mierzony jako liczba pikseli (px). Gdy cząstka bardzo dobrze rozprasza światło (np. cząstki > długości fali 200 nm lub agregaty), rozmiar plamki jest dość duży, np. > 500 px. Rozmiar plamki jest dość mały (np. < 10 px) dla małych cząstek (np. < 20 nm) w zależności od materiału cząstek. Wielkość plamki (px) nie może być zamieniana z wielkością cząstek (nm), ponieważ nie są one identyczne i nie ma bezpośredniego związku między tymi dwiema zmiennymi. Optymalizacja Min i Max Size pozwala użytkownikowi odfiltrować niechciane obiekty, takie jak aglomeraty (Max Size) lub małe obiekty, takie jak szum tła (Min Size). Wpływ wielkości minimalnej/maksymalnej na rozkład wielkości cząstek wzorca wielkości 100 nm przedstawiono na rysunku 4D (czułość = 82). Gdy interwał jest ustawiony na małe rozmiary plamki (np. min = 1, max = 52; pomarańczowa krzywa), liczba analizowanych cząstek jest zmniejszana, a średnica x50 oparta na liczbie jest nieznacznie przesunięta w kierunku mniejszych rozmiarów. Ustawienie dla większych plamek (min = 40, max = 1,000; czerwona krzywa) powoduje szeroki rozkład wielkości cząstek przesunięty w kierunku większych rozmiarów. Aby uzyskać równą całkowitą liczbę cząstek, granice przedziałów zarówno rozkładu pomarańczowego, jak i czerwonego zostały dostosowane tak, aby pasowały do 80 cząstek. Rozkład z optymalnymi ustawieniami (min = 5, max = 200; krzywa tan) składa się z 360 cząstek.

Przeprowadzono serię udanych eksperymentów z egzosomami wyizolowanymi przez ultrawirowanie i zmierzonymi przez NTA przy użyciu przedstawionego systemu. Uzyskane dane były bardzo spójne i potwierdziły wysoki poziom odtwarzalności. Inne metody izolacji powinny dawać podobne wyniki. Etap rozcieńczania został jednak uznany za szczególnie krytyczny, a jego wpływ na obliczoną całkowitą liczbę cząstek musi zostać ponownie oceniony

Rysunek 1. Schemat konfiguracji NTA. Oś mikroskopu / wideo i wiązka laserowa są zorientowane prostopadle do siebie, przecinając się w przekroju kanału komórkowego. Światło rozproszone przez cząstki jest wyświetlane w oknie "podglądu na żywo" oprogramowania. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2. Liczba cząstek w funkcji krzywej czułości. Krzywa liczby cząstek w funkcji czułości wyświetla cząstki w jednej pozycji w jednym momencie podczas automatycznego skanowania czułości. Ta wizualizacja graficzna służy do określenia najlepszych preferencji dla początkowych pomiarów. Wartość czułości jest wybierana przed maksymalnym nachyleniem wykresu. Należy pamiętać, że artefakty nie są eliminowane w tym eksperymencie testowym i mogą mieć wpływ na wykres. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3. Wpływ czułości na obraz analogowy i cyfrowy. Wizualizacja cząstek na ekranie podglądu na żywo jest wyświetlana dla czułości od 50 do 94 zarówno dla widoku analogowego (górny rząd), jak i cyfrowego (dolny rząd). Gdy czułość jest zbyt niska, wykrywanych jest tylko kilka cząstek (po lewej). Przy optymalnej czułości cząstki wyglądają jak pojedyncze kropki, dobrze odizolowane od siebie (środek). Przy stosunkowo wysokiej czułości cząsteczki łączą się ze sobą, co prowadzi do niskiej jakości obrazu (po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4. Wpływ ustawień czułości min i max dla kontrolnej próbki cząstek polistyrenu 100 nm. (A) Wykres czułości w funkcji wykrytej liczby cząstek; Optymalny przedział wynosi od 66 do 86, przed maksymalnym nachyleniem krzywej. (B) rozkład wielkości cząstek uzyskany przy kilku ustawieniach czułości (62–94); Wykresy dla zbyt niskiej (62) lub zbyt wysokiej (94) czułości nie uwzględniają rozkładu wielkości cząstek dla próbki kontrolnej polistyrenu o długości fali 100 nm. (C) Średnica x50 w zależności od liczby w funkcji czułości; Błąd x50 w przedziale beżowym jest mniejszy niż 8%, optymalny interwał wynosi od 66 do 86. (D) Wpływ minimalnej i maksymalnej wielkości na rozkład wielkości cząstek; Optymalne parametry (min = 5 i max = 200) pozwalają uchwycić prawidłowy rozkład dla próbki kontrolnej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tabela 1. Podsumowanie parametrów przed i po akwizycji dla ustawienia przyrządu do śledzenia cząstek.

Prace te były wspierane przez fundusze instytucjonalne Oddziału Chirurgii Sercowo-Naczyniowej Wydziału Medycznego HHU. Koszty publikacji tego badania zostały pokryte przez Particle MetrixGmbH.