Artykuł metodologiczny

Charakterystyka mikrożeli glikolu polietylenowego tworzonych przez wytrącanie jest kontrolowana przez masę cząsteczkową reagentów

11.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51002

⸱

23 grudnia 2013

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, The University of Akron, 2Saint Vincent Saint Mary's High School

W tym artykule

Podsumowanie

Ta praca opisuje tworzenie mikrożeli z poli(glikolu etylenowego) (PEG) poprzez fotopolimeryzowaną reakcję wytrącania. Zwiększenie masy cząsteczkowej PEG zwiększyło średnicę mikrożelu i współczynnik pęcznienia. Badane są proste adaptacje do reakcji wytrącania mikrożelu PEG pod kątem przyszłych zastosowań mikrożeli jako nośników leków i rusztowań inżynierii tkankowej.

Streszczenie

Ta praca opisuje tworzenie mikrożeli z poli(glikolu etylenowego) (PEG) poprzez fotopolimeryzowaną reakcję wytrącania. Reakcje wytrącania mają kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi technikami wytwarzania mikrosfer. W przeciwieństwie do technik emulsji, zawiesiny i dyspersji, mikrożele powstające w wyniku wytrącania mają jednolity kształt i wielkość, tj. niski wskaźnik polidyspersyjności, bez użycia rozpuszczalników organicznych lub stabilizatorów. Łagodne warunki reakcji wytrącania, konfigurowalne właściwości mikrożeli i niska lepkość do iniekcji sprawiają, że mają one zastosowanie do celów in vivo. W przeciwieństwie do innych technik wytwarzania, charakterystykę mikrożelu można modyfikować poprzez zmianę wyjściowej masy cząsteczkowej polimeru. Zwiększenie wyjściowej masy cząsteczkowej PEG zwiększyło średnicę mikrożelu i współczynnik pęcznienia. Sugerowane są dalsze modyfikacje, takie jak kapsułkowanie cząsteczek podczas sieciowania mikrożelu. Badane są proste adaptacje mikrożeli do modułów budulcowych PEG pod kątem przyszłych zastosowań mikrożeli jako nośników leków i rusztowań inżynierii tkankowej.

Wprowadzenie

Z definicji, mikrożele to hydrożele o dowolnym kształcie o równoważnej średnicy około 0,1-100μm1. Ze względu na swój rozmiar i właściwości, mikrożele polimerowe stanowią wszechstronne narzędzie do rozwoju systemów dostarczania leków i inżynierii tkankowej. Podczas gdy hydrożele luzem są szeroko stosowane jako rusztowania inżynierii tkankowej i pojazdy do dostarczania leków z dużym powodzeniem2-4, niedawne przejście na kontrolę rusztowań w mikroskali stwarza wyjątkową okazję do wykorzystania mikrożeli jako materiałów bazowych do budowy rusztowań. Ponadto mikrożele mają wysoki stosunek powierzchni do objętości w interakcjach komórkowych, a w roztworze mają niską lepkość, co czyni je idealnymi do wstrzykiwań. Wreszcie, mikrożele mogą być formowane przy użyciu wielu polimerów różnymi metodami w zależności od pożądanych właściwości mikrożelu, dzięki czemu można je w dużym stopniu dostosować do różnych zastosowań.

Techniki produkcji mikrożeli obejmują polimeryzację zawiesinowy, emulsyjną, dyspersyjną lub strąceniową. Polimeryzacja emulsyjna i zawiesinowa zazwyczaj wymaga rozpuszczalników organicznych i środków powierzchniowo czynnych lub stabilizatorów do tworzenia mikrożeli. Ze względu na charakter tych metod uzyskuje się wysoce zdyspersyjny rozkład wielkości cząstek5. Reakcje dyspersji i wytrącania powodują, że cząstki mają niższą polidyspersję6; Jednak cząstki powstałe w wyniku polimeryzacji dyspersyjnej nadal wymagają stosowania środków stabilizujących6. Wyjątkowość mikrożeli powstających w reakcjach wytrącania polega na tym, że tworzą cząstki o jednolitej wielkości i kształcie bez użycia stabilizatorów czy środków powierzchniowo czynnych. Tworzenie mikrożelu uzyskuje się podczas wzrostu fazy łańcuchów polimerowych oddzielonej od fazy ciągłej przez entalpic lub entropię7. Polimeryzacja wytrącająca zachodzi często w wysokich temperaturach, które można obniżyć za pomocą soli kosmotroficznych, które zmniejszają rozpuszczalność polimeru w rozpuszczalniku8. Praca ta koncentruje się na mikrożelach utworzonych z poli(glikolu etylenowego) (PEG) w wyniku fotopolimeryzowanej reakcji wytrącania w biologicznie zgodnych warunkach, z wariacjami zmieniającymi właściwości mikrożelu i kapsułkującymi cząsteczki do zastosowań związanych z dostarczaniem leków.

Poprzednie badania nad hydrożelami PEG pokazują, że warunki polimeryzacji mają duży wpływ na właściwości fizyczne i mechaniczne hydrożeli, a mianowicie na zawartość wody w hydrożelu i moduł ściskania3,9. Te usieciowane materiały są interesujące, ponieważ związek między właściwościami strukturalnymi i fizycznymi opisanymi przez Flory10 może być wykorzystany do dostosowania usieciowanego hydrożelu do konkretnych zastosowań. Zasady te są podobne w przypadku mikrożeli. Stwierdzono, że mikrożele PEG formowane przez wytrącanie mają potencjał dla medycyny regeneracyjnej11, jednak konieczne były dalsze badania właściwości mikrożeli, aby poszerzyć ich repertuar do przyszłych zastosowań biomedycznych. W niniejszym raporcie opisano procedurę wytwarzania mikrożeli w wyniku reakcji wytrącania i zmiany cech, takich jak średnica mikrocząstek, wskaźnik polidyspersyjności (PDI), gęstość i pęcznienie, które byłyby ważne dla dalszego rozwoju tych materiałów do dostarczania leków lub medycyny regeneracyjnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie roztworów do użycia w produkcji mikrożeli

  1. Przed rozpoczęciem reakcji wytrącania należy sporządzić niezbędne roztwory i ogrzać je do temperatury 37 °C. Wymagane roztwory obejmują 0,5% fotoinicjator, 1,5 M Na2SO4, roztwór buforowy, 200 mg/ml roztworu diakrylowanu PEG (PEG-DA) i 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Uwaga: Akrylować wszystkie prekursory PEG zgodnie z opublikowanymi metodami i przechowywać w temperaturze -20 °C w temperaturze -20 °C pod argonem do czasu użycia12.
  2. Odważyć fotoinicjator i rozpuścić w dejonizowanym (DI)H2Odo uzyskania 0,5% (w/v)% roztworu. Ważne jest, aby chronić roztwór przed ekspozycją na światło UV.
    1. Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować przez filtr 0,22 μm. Roztwór ten można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 4 °C w ciemności. Uwaga: Skróć czas mieszania do około 1 godziny, podgrzewając roztwór do 40 °C podczas mieszania.
  3. W przypadku 1x PBS dodać 1 tabletkę PBS do 1 L DI H2O i przefiltrować przez filtr 0,22 μm. PBS można przygotować z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  4. Odmierzyć 39,4 ml roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, pH = 7,4) i dodać 612 μl trietanoloaminy (TEOA) i 260 μl 6 M kwasu solnego (HCl). Uwaga: TEOA jest bardzo lepki; przed pipetowaniem podgrzej TEOA do temperatury 37 °C.
    1. Dostosuj pH buforu tak, aby wynosiło około 7,7 i przefiltruj przez filtr 0,22 μm (końcowe pH ~ 7,8). Roztwór buforowy można skalować, sporządzać z wyprzedzeniem i przechowywać w temperaturze 37 °C.
  5. Roztwór PEG-DA należy przygotować za każdym razem przed rozpoczęciem reakcji; zaobserwowano zmniejszoną reaktywność, jeśli roztwór był przechowywany. Odważyć PEG-DA i dodać bufor PBS/TEOA/HCl do końcowego stężenia 200 mg/ml. Uwaga: Bufor należy dodawać powoli, aby dokładnie kontrolować stężenie PEG, ponieważ PEG pęcznieje w roztworze.
    Uwaga: To rozwiązanie jest wysoce konfigurowalne. Opcje dostosowywania mikrożeli obejmują: zmianę początkowej masy cząsteczkowej PEG w celu zmiany właściwości mikrożelu, użycie degradowalnego prekursora PEG do wytworzenia degradowalnych mikrożeli, sterylne filtrowanie wszystkich roztworów dla biologicznie sterylnych mikrożeli, zakończenie procesu tworzenia w okapie z przepływem laminarnym i wreszcie dodanie grup funkcyjnych do powierzchni poprzez włączenie ich do roztworu PEG.
  6. Odważyć Na2SO4 i rozpuścić w DIH2O do uzyskania 1,5 M roztworu. Aby uzyskać najlepsze wyniki, roztwór siarczanu sodu należy również przygotować tuż przed rozpoczęciem reakcji.
    1. Podgrzej i wiruj roztwór, aż Na2SO4 całkowicie się rozpuści. W razie potrzeby przefiltrować przez filtr 0,22 μm.

2. Produkcja mikrożelu

  1. Umieść 127,5 μl buforu PBS/TEOA/HCl, 10 μl 0,5% fotoinicjatora i 25 μl 200 mg/ml roztworu PEG w probówkach, w których będą tworzyć się mikrożele; zwykle 2 ml probówek do mikrowirówek.
    1. Podgrzać te rurki razem z roztworem 1,5 M Na2SO4 do temperatury 37 °C.
    2. Wymieszaj rurki podczas podgrzewania. Uwaga: Ten protokół mikrożelowy można skalować w górę.
  2. Aby zakapsułkować cząsteczki w mikrożelach, dodaj żądaną cząsteczkę (np. albuminę jaja kurzego) do buforu PBS/TEOA/HCl, fotoinicjatora i roztworu PEG. Po usieciowaniu cząsteczka zostanie uwięziona w sieci mikrożelu.
  3. Każdą reakcję mikrożelową należy wykonywać pojedynczo. Weź pierwszą probówkę i dodaj 87,5 μl 1,5 M Na2SO4.
  4. Wymieszaj probówkę pipetując 3-5 razy; alternatywnie odczekaj 30 sekund. Po wymieszaniu stężenie soli zostanie równomiernie rozprowadzone, a roztwór powinien być klarowny.
  5. Umieść rurkę pod światłem UV i usieciuj na 30 sekund. Po usieciowaniu na wierzchu roztworu powinna znajdować się mętna warstwa, która zawiera mikrożele. Patrz rysunek 1 dla schematu reakcji.
  6. Dodaj 750 μl PBS, aby po odwirowaniu uformować osad i dobrze wymieszaj.
  7. Przemyć mikrożele 5 razy, wirując przez 2 minuty przy 4 000 x g, aby utworzyć osad i wymieniając supernatant na PBS. Uwaga: Nie należy naruszać granulki mikrożelu podczas wymiany bufora, usunięcie całego supernatantu może nie być możliwe.

3. Rozmiar mikrożelu i polidyspersyjność

  1. Odpipetować 30 μl mikrożeli z osadu utworzonego z odwirowania w 1 ml DI H2O. Aby uzyskać najlepsze wyniki, należy sonikować roztwór mikrożelu w sonikatorze łaźni wodnej przez 1 godzinę (50-60 Hz i 1,4 A) lub energicznie mieszać, aby zawiesić mikrożele.
  2. Odpipetować 15 μl roztworu mikrożelu na czyste szkiełko podstawowe i nałożyć na wierzch szkiełko nakrywkowe #1.5. Odwróć szkiełko podstawowe i szkiełko nakrywkowe na chusteczkę laboratoryjną i dociśnij szkiełko, aby usunąć nadmiar roztworu i upewnić się, że mikrożele są w jednej warstwie.
  3. Zrób kilka zdjęć mikrożeli za pomocą obiektywu olejowego DIC 100X. Zazwyczaj wykonuje się 5 obrazów na próbkę i zaleca się 3 próbki na partię, co daje łącznie 15 obrazów. Uwaga: do tej pory nie zaobserwowano różnic między partiami.
  4. Zmierz mikrożele, aby uzyskać reprezentatywną średnicę.
  5. Oblicz PDI, korzystając z następującego równania opartego na objętości, w którym N to całkowita liczba mikrożeli, a Vi to objętość mikrożelu i.

4. Gęstość mikrożelu

  1. Przygotować roztwory dekstranu 7, 6, 5, 4, 3 i 1 (w/v)% w DIH2O, aby określić gęstość mikrożelu. Obliczono, że gęstości te wynoszą odpowiednio 1,022, 1,020, 1,018, 1,016, 1,014 i 1,010 g/cm3.
  2. Dodać 1 ml 7% roztworu dekstranu do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml.
    1. Powoli odpipetować 1 ml 6% roztworu dekstranu, aby utworzyć wyraźną warstwę na wierzchu 7% dekstranu.
    2. Odczekać 5 minut, a następnie dodać 1 ml 5% roztworu.
    3. Kontynuuj, aż wszystkie roztwory dekstranu zostaną ułożone warstwami w kolejności zmniejszającego się stężenia dekstranu.
  3. Ostrożnie ułóż mikrożele nad 1% roztworem dekstranu.
  4. Wirować gradient przez 10 minut przy 4 000 x g i temperaturze 5 °C. Pozycja mikrożelu po odwirowaniu pozwoliła na proste obliczenie gęstości13.

5. Obrzęk równowagi mikrożelu

  1. Aby zmierzyć spuchniętą masę (M, s) mikrożeli, zdefiniowaną jako masa po pęcznieniu równowagowym (48 godzin), należy najpierw przemyć mikrożele 5 razy w DI H2O i pęcznieć przez co najmniej 48 godzin w wstępnie zważonych probówkach wirówek.
  2. Odwirować mikrożele przez 10 minut przy 4 000 x g.
  3. Usunąć cały sklarowany osad i zarejestrować mokrą masę. Użyj metod filtrowania, aby upewnić się, że cały nadmiar wody został usunięty, aby uzyskać dokładniejsze wyniki.
  4. Mikrożele należy zamrozić w temperaturze -80 °C, a następnie liofilizować do stałej masy w celu uzyskania suchej masy (MD).
  5. Oblicz zawartość wody w mikrożelach według wzoru Water% = (Ms - Md) / Md x 100.
  6. Oznaczyć zawartość polimeru za pomocą Polimer% = 100 - Woda% .
  7. Wykonuj analizę statystyczną wszystkich danych za pomocą SAS z n-way ANOVA i testem post-hoc Tukeya. Różnice są zauważalne, gdy p<0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rozmiar mikrożelu zależy od warunków polimeryzacji. Rycina 2A ilustruje, w jaki sposób średnica mikrożelu zwiększa się wraz ze wzrostem początkowej masy cząsteczkowej PEG oraz czasu sieciowania. Reprezentatywne obrazy mikrożeli wykorzystanych do pomiaru rozmiaru dla różnych mas cząsteczkowych, sieciowanych przez 30 s, przedstawiono na Ryc. 2C-G. Dla PEG o masie cząsteczkowej 3 000 Da średnia średnica mikrożelu wzrosła z 1,65±0,26 do 2,20±0,54 μm wraz ze zwiększeniem czasu ekspozycji na U...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zbadano właściwości fizyczne mikrożeli PEG pod kątem zmian warunków polimeryzacji. W tej reakcji wytrącania roztwór buforowy, 20% (w/v) roztwór diakrylanu PEG (MW 3 000, 4 600 lub 6 000 Da) i fotoinicjator zmieszano i podgrzano do 37 °C. Dodanie 1,5 M Na2SO4, soli kosmotroficznej, która zwiększa interakcje między cząsteczkami wody, spowodowało chwilowe wytrącenie się PEG po jego dodaniu. Efekt ten jest bardziej widoczny w przypadku PEG8 o wyższej masie cząsteczkowej, co sugeruje, że rzecz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Finansowanie tego projektu pochodziło z nagrody NSF CBET Award 1061834. Autorzy dziękują CIBA za próbkę fotoinicjatora.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)MP Biomedyczna2810305
Trietanoloamina (TEOA)J.T. Baker9468-01Podgrzej do 37 & stopni; C przed pipetowaniem
Kwas solny (HCl)BDH AristarBDH3028
Siarczan soduJ.T. Baker3891-01
Irgacure 2959Ciba029891301PS04
Albumina jaja kurzego (OVA)Invitrogen34782
PEG 1,500Alfa AesarA16241
PEG 3,000Fluka03997-1KG
PEG 4,000Alfa AesarA16151
PEG 4,600Sigma373001-250G
PEG 6,000Fluka03394-1KG
PEG 10,000Alfa AesarB21955
Dextran 70TCID1449

Bibliografia

  1. McNaught, A. D., Wilkinson, A. IUPAC Compendium of Chemical Terminology (The Gold Book). 2nd edn. , Blackwell Scientific Publications. (1997).
  2. Lu, S. X., Anseth, K. S. Release behavior of high molecular weight solutes from poly(ethylene glycol)-based degradable networks. Macromolecules. 33, 2509-2515 (2000).
  3. Peppas, N. A. Hydrogels in Medicine. 1, CRC Press, Inc. (1986).
  4. West, J. L., Hubbell, J. A. Photopolymerized hydrogel materials for drug delivery applications. React. Polym. 25, 139-147 (1995).
  5. Hunkeler, D., et al. Theories and Mechanism of Phase Transitions, Heterophase Polymerizations, Homopolymerization, Addition Polymerization. Advances in Polymer Science. 112, Springer. Berlin Heidelberg, Ch. 115-133 (1994).
  6. Arshady, R. Suspension, emulsion, and dispersion polymerization: A methodological survey. Colloid Polym. Sci. 270, 717-732 (1992).
  7. Bai, F., Yang, X. L., Huang, W. Q. Synthesis of narrow or monodisperse poly(divinylbenzene) microspheres by distillation-precipitation polymerization. Macromolecules. 37, 9746-9752 (2004).
  8. Bailey, F., Callard, R. W. Some properties of poly(ethylene oxide) in aqueous solution. J. Appl. Polym. Sci. 1, 56-62 (1959).
  9. Cruise, G. M., Scharp, D. S., Hubbell, J. A. Characterization of permeability and network structure of interfacially photopolymerized poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels. Biomaterials. 19, 1287-1294 (1998).
  10. Flory, P. Principles in Polymer Chemistry. , Cornell University Press. (1953).
  11. Flake, M. M., et al. Poly (ethylene glycol) microparticles produced by precipitation polymerization in aqueous solution. Biomacromolecules. 12, 844-850 (2011).
  12. Sawhney, A. S., Pathak, C. P., Hubbell, J. A. Bioerodible hydrogels based on photopolymerized poly(ethylene glycol)-co-poly(.alpha.-hydroxy acid) diacrylate macromers. Macromolecules. 26, 581-587 (1993).
  13. Scott, R. A., Elbert, D. L., Willits, R. K. Modular poly(ethylene glycol) scaffolds provide the ability to decouple the effects of stiffness and protein concentration on PC12 cells. Acta Biomaterialia. 7, 3841-3849 (2011).
  14. Ianeselli, L., et al. Protein-Protein Interactions in Ovalbumin Solutions Studied by Small-Angle Scattering: Effect of Ionic Strength and the Chemical Nature of Cations. J. Phys. Chem. B. 114, 3776-3783 (2010).
  15. Scott, R., Marquardt, L., Willits, R. K. Characterization of poly(ethylene glycol) gels with added collagen for neural tissue engineering. J. Biomed. Mater. Res. A.. 93, 817-823 (2010).
  16. Lin, H., Kai, T., Freeman, B. D., Kalakkunnath, S., Kalika, D. S. The Effect of Cross-Linking on Gas Permeability in Cross-Linked Poly(Ethylene Glycol Diacrylate). Macromolecules. 38, 8381-8393 (2005).
  17. Mellott, M. B., Searcy, K., Pishko, M. V. Release of protein from highly cross-;linked hydrogels of poly(ethylene glycol) diacrylate fabricated by UV polymerization. Biomaterials. 22, 929-941 (2001).
  18. Bryant, S. J., Anseth, K. S., Lee, D. A., Bader, D. L. Crosslinking density influences the morphology of chondrocytes photoencapsulated in PEG hydrogels during the application of compressive strain. J. Orthop. Res. 22, 1143-1149 (2004).
  19. Padmavathi, N. C., Chatterji, P. R. Structural Characteristics and Swelling Behavior of Poly(ethylene glycol) Diacrylate Hydrogels. Macromolecules. 29, 1976-1979 (1996).
  20. Ross, A. E., Tang, M. Y., Gemeinhart, R. A. Effects of molecular weight and loading on matrix metalloproteinase-2 mediated release from poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels. AAPS J. 14, 482-490 (2012).
  21. Sun, G., Zhang, X. -Z., Chu, C. -C. Effect of the molecular weight of polyethylene glycol (PEG) on the properties of chitosan-PEG-poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Materi. Sci. Mater. Med. 19, 2865-2872 (2008).
  22. Zustiak, S. P., Leach, J. B. Characterization of Protein Release From Hydrolytically Degradable Poly(Ethylene Glycol) Hydrogels. Biotechnol. Bioeng. 108, 197-206 (2011).
  23. Ruan, G., Feng, S. S. Preparation and characterization of poly(lactic acid)-poly(ethylene glycol)-poly(lactic acid) (PLA-PEG-PLA) microspheres for controlled release of paclitaxel. Biomaterials. 24, 5037-5044 (2003).
  24. Loxley, A., Vincent, B. Equilibrium and kinetic aspects of the pH-dependent swelling of poly(2-vinylpyridine-co-styrene) microgels. Colloid Polym. Sci. 275, 1108-1114 (1997).
  25. Vivaldo-Lima, E., Wood, P. E., Hamielec, A. E., Penlidis, A. An updated review on suspension polymerization. Ind. Eng. Chem. Res. 36, 939-965 (1997).
  26. Ritger, P. L., Peppas, N. A. A simple equation for description of solute release I. Fickian and non-fickian release from non-swellable devices in the form of slabs, spheres, cylinders or discs. Journal of Controlled Release. 5, 23-36 (1987).
  27. Matsumoto, A., Kitazawa, T., Murata, J., Horikiri, Y., Yamahara, H. A novel preparation method for PLGA microspheres using non-balogenated solvents. J. Controlled Release. 129, 223-227 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

mikro ele PEGreakcja str caniafotopolimeryzacjadynamiczne rozpraszanie wiat agradient g sto ci dekstrynykontrola masy cz steczkowejrednica mikro elustopie p cznieniadostarczanie lek win ynieria tkankowa

Powiązane artykuły