Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego: obserwacje w mysich sercach

13.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51064

⸱

24 stycznia 2014

 ,  ,  , 
1Magdi Yacoub Institute, Imperial College London, 2National Heart and Lung Institute, Imperial College London, 3Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

W tym artykule

Podsumowanie

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego w mysich modelach chorób sercowo-naczyniowych, takich jak nadciśnienie czy zawał mięśnia sercowego, jest szeroko stosowane do testowania potencjału terapeutycznego różnych typów komórek w badaniach regeneracyjnych. Dlatego szczegółowy opis i przejrzysta wizualizacja tego zabiegu chirurgicznego pomogą określić ograniczenia i zalety analiz terapeutycznych komórek sercowo-naczyniowych u małych gryzoni

.

Streszczenie

Poprzednie badania wykazały, że dostarczanie komórek sprzyja poprawie funkcji serca poprzez uwalnianie cytokin i czynników, które zwiększają rewaskularyzację tkanki serca i przeżywalność komórek. Ponadto dalsze obserwacje wykazały, że określone komórki macierzyste, takie jak komórki macierzyste serca, mezenchymalne komórki macierzyste i kardiosfery, mają zdolność integrowania się w otaczającym mięśniu sercowym poprzez różnicowanie się w kardiomiocyty, komórki mięśni gładkich i komórki śródbłonka.

Tutaj prezentujemy materiały i metody niezawodnego dostarczania komórek niekurczliwych do ściany lewej komory myszy z niedoborem odporności. Najważniejsze etapy tej procedury mikrochirurgicznej obejmują znieczulenie i wstrzyknięcie środka przeciwbólowego, intubację dotchawiczą, nacięcie w celu otwarcia klatki piersiowej i odsłonięcia serca oraz dostarczenie komórek za pomocą sterylnej igły o rozmiarze 30 i precyzyjnej strzykawki mikrolitrowej.

Przetwarzanie tkanek polegające na pobraniu serca, osadzaniu, cięciu i barwieniu histologicznym wykazało, że wstrzyknięcie komórek do mięśnia sercowego spowodowało niewielkie uszkodzenie w obszarze nasierdzia, jak również w ścianie komory. Niekurczliwe komórki zostały zatrzymane w ścianie mięśnia sercowego myszy z obniżoną odpornością i były otoczone warstwą tkanki zwłóknieniowej, prawdopodobnie w celu ochrony przed ciśnieniem serca i obciążeniem mechanicznym.

Wprowadzenie

Różne protokoły dostarczania komórek zostały przetestowane na mysich i szczurzych modelach chorób sercowo-naczyniowych w celu przełożenia skuteczności, skuteczności i bezpieczeństwa tej eksperymentalnej procedury na ludzi. W sercach małych gryzoni najbardziej wykonalną metodą dostarczania komórek do mięśnia sercowego jest1,2, podczas gdy w sercu szczura można również zastosować infuzję komórek wewnątrzwieńcowych antegrade3 iwstecz 4. Obie metody mają swoje ograniczenia i zalety. Dostarczanie komórek drogą wewnątrzwieńcową ma teoretyczną przewagę nad bezpośrednim wstrzyknięciem domięśniowym w promowaniu globalnego rozprzestrzeniania się komórek3, ale wiąże się również z ryzykiem wywołania zatorowości wieńcowej3,5. Ograniczenia w dostarczaniu do mięśnia sercowego są związane z urazami mechanicznymi, ostrymi stanami zapalnymi i uszkodzeniem mięśnia sercowego6,7. U ludzi komórki do naprawy serca są dostarczane przez wstrzyknięcie do mięśnia sercowego przez wsierdzia lub chirurgiczne przejście nasierdziowe lub drogą dotętniczą8. Wstrzyknięcie drogą przeznaczyniową jest odpowiednie dla pacjentów z ostrym zawałem i reperfundowanym mięśniem sercowym, ale może nie być możliwe w przypadku całkowitej niedrożności lub słabego przepływu w naczyniach dotkniętych chorobąterytorium 9. Bezpośrednie wstrzyknięcie do ściany komory za pomocą wstrzyknięcia przezwsierdziowego lub przeszysierdziowego jest technicznie wykonalne w zależności od stanu zdrowia pacjenta. Rzeczywiście, wykazano, że technika ta jest bezpieczna10,11, chociaż w przypadku wstrzyknięcia przezepikardziowego konieczna jest operacja na otwartej klatce piersiowej, a w przypadku dostępu przezśródwsierdziowego wymagane jest mapowanie elektrofizjologiczne dla każdego pacjenta w celu różnicowania miejsc żywotnego niedokrwiennego lub bliznowatego mięśnia sercowego9.

Co ważne, w badaniach nad terapią komórkową wybór najlepszej komórki do przeszczepu jest nadal badany. Analizy krótkoterminowe (4 tygodnie) wykazały, że wstrzyknięcie komórek macierzystych serca zdefiniowanych jako komórki populacji kardiosfery12 lub komórki populacji bocznej ze szpiku kostnego13 spowodowało poprawę czynności serca w mysich modelach zawału mięśnia sercowego14 iszczurów 15 poprzez zmniejszenie rozmiaru blizny i śmierci komórek. Stwierdzono, że allogeniczny przeszczep kardiosfery w modelu zawału mięśnia sercowego szczura bez immunosupresji jest bezpieczny, wspomaga regenerację serca i poprawia czynność serca poprzez stymulację endogennych mechanizmów naprawczych15. Wykazano, że dorosłe komórki progenitorowe Lin-/c-kit+ w sercu są samoodnawiające się, klonogeniczne i multipotencjalne in vitro i in vivo, a po wstrzyknięciu do niedokrwionego serca szczura odtwarzały duże części uszkodzonej ściany mięśnia sercowego16 i miały zdolność do tworzenia przewodzących i średniej wielkości tętnic wieńcowych17. Te obiecujące dane stały się podstawą badań klinicznych fazy I i II na ludziach: wstrzyknięcie autologicznych i allogenicznych mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC)18, kardiosfer19 lub komórek macierzystych serca c-Kit dodatnich (CSC)20 w niedokrwionych ludzkich sercach wykazało korzystny wpływ na czynność serca w badaniach długoterminowych. Niemniej jednak szeroko zakrojona długoterminowa obserwacja i retrospektywna metaanaliza wykazały, że terapia komórkami macierzystymi przynosi znaczące korzyści niektórym pacjentom, ale nie innym, z szeregiem nieprzewidywalnych wyników21. Możliwe, że te ograniczenia będą wymagały zaprojektowania konkretnych protokołów dostarczania komórek dla każdej osoby i każdej choroby.

W modelach mysich i szczurzych, długoterminowe badania wykazały, że wstrzyknięcie komórek nie poprawiło dalej funkcji serca (12 miesięcy). Rzeczywiście, przeszczepy ludzkich kardiomiocytów pochodzących z embrionalnych komórek macierzystych (hESC-CM) zostały w dużej mierze wyizolowane z mięśnia sercowego gospodarza przez warstwę tkanki zwłóknieniowej22,23. Podobne wyniki zaobserwowano po domięśniowym przeszczepie mioblastów szkieletowych do serca myszy z zawałem24. Co więcej, długoterminowa zdolność allogenicznych MSCs do zachowania funkcji w sercu po zawale została ograniczona przez przejście ze stanu immunouprzywilejowanego do immunogennego po różnicowaniu25.

Biorąc pod uwagę wyzwania i perspektywy opisane powyżej, pokazujemy tutaj, jak dostarczyć komórki za pomocą iniekcji domięśniowej u myszy. Obserwujemy, że komórki pozbawione właściwości kurczliwych kardiomiocytów nie są połączone z mięśniem sercowym gospodarza i tworzą spójną masę z cienką barierą zwłóknieniową. Chociaż w niektórych przypadkach wynik ten może być korzystny, poniższa analiza może być przydatna do zrozumienia, w jaki sposób wszczepienie komórek może być modulowane w celu wytworzenia funkcjonalnie połączonych struktur mięśnia sercowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie badania na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z międzynarodowymi (Dyrektywa 2010/63/UE Parlamentu Europejskiego) i krajowymi (brytyjskie Ministerstwo Spraw Wewnętrznych, ustawa z 1986 r.). Opisane tutaj procedury są częścią naszego planu pracy w ramach brytyjskich organów licencyjnych i nie zostały podjęte w celu nagrywania.

1. Przygotowanie komórek

Ten protokół opisuje przygotowanie specyficznej linii komórkowej (Ludzka Nerka Embrionalna, komórki HEK293) do celów demonstracyjnych. Protokoły specyficzne dla komórek muszą być stosowane do wzrostu i ostatecznie różnicowania pluripotencjalnych lub dorosłych komórek macierzystych w określone linie komórkowe.

  1. Hoduj komórki w pożywce DMEM (wysoka glukoza, 4,500 mg / L) zawierającej 1% pirogronianu sodu, 2 mM glutaminy, 1% antybiotyku Pen/Strep i 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS). Jedna 10-centymetrowa płytka powinna być zwykle podzielona w stosunku 1:3 i uzupełniana świeżą pożywką co dwa dni.
  2. Łagodnie traktuj komórki trypsyną 1x i ponownie zawieś w pożywce DMEM, jak opisano w 1:1.
  3. Policz komórki w komorze hemocytometru i zbierz 3 x 106 komórek do osobnej probówki.
  4. Wirować w obrotowym wirniku kubełkowym o masie 100 g przez 5 minut.
  5. Odrzucić supernatant i przemyć osad komórkowy sterylnym buforem fosforanowym 2x.
  6. Zawiesić w PBS 1x w stężeniu 106/50 ul do wstrzyknięcia do lewej komory myszy ze zubożoną odpornością.

2. Warunki przedoperacyjne

  1. Utrzymuj myszy z obniżoną odpornością (NOD. CB17-Prkdscid/JHliHSD) ze sterylnymi granulkami żywności i wodą w izolatorze o kontrolowanej temperaturze (22 °C; Tabela 1) przed każdym zabiegiem.
  2. Wykonaj operację myszy z obniżoną odpornością pod kapturem z przepływem laminarnym. Oczyść obszar roboczy 70% etanolem i autoklawowymi narzędziami chirurgicznymi (kleszcze i nożyczki).
  3. Włącz poduszki grzewcze na czas operacji i rekonwalescencji. Poduszki grzewcze są ważne, aby blokować spadek temperatury ciała występujący podczas i po operacji.
  4. Umieść czystą i autoklawowaną klatkę na podkładce grzewczej do odzysku.
  5. Przenieś myszy w ich oryginalnych klatkach z izolatora do sali operacyjnej do sterylnej autoklawizowanej torby.
  6. Zważyć mysz i w zależności od masy ciała wstrzyknąć podskórnie (s.c.) roztwór zawierający medetomidynę i chlorowodorek ketaminy rozcieńczony w 0,9% sterylnym roztworze soli fizjologicznej w celu znieczulenia myszy, a także rozluźnienia mięśni (medetomidyna 1 mg/kg; chlorowodorek ketaminy 75 mg/kg).
  7. Wyjmij mysz z klatki po pełnym znieczuleniu (w ciągu 1-2 minut, bez odruchu szczypania palców u nóg po stymulacji)
  8. Nałóż krem do depilacji po lewej stronie klatki piersiowej i okolicy gardła. Po upływie odpowiedniego czasu (około 2-5 minut) zetrzyj luźne włoski chusteczką nasączoną wodą.
  9. Umieść mysz na panelu operacyjnym w pozycji leżącej. Z punktu widzenia chirurga pozycja jest pionowa, ogon w dół i głowa do góry.
  10. Roztwór przeciwbólowy w stężeniu 0,1-0,2 μg/g rozcieńczony w sterylnym roztworze soli fizjologicznej (buprenorfina) wstrzyknąć podskórnie w kończynę tylną i pokryć ogolone miejsce aseptycznym roztworem jodu powidonu za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką.
  11. Ustaw ostroskop (obiektyw 2,5x) na obszarze gardła.

3. Warunki chirurgiczne

  1. nożyczkami wykonaj brzuszne nacięcie skóry w linii środkowej o długości około 0,5-1 cm nieco poniżej chrząstki sercowatej. Oddziel skórę od tkanki łącznej, aby uwidocznić gruczoły ślinowe.
  2. Podziel gruczoły ślinowe na ich naturalny podział linii środkowej, jednocześnie ciągnąc każdą część na bok za pomocą kleszcza i magnetycznego retraktora klatki piersiowej i odsłaniając tchawicę.
  3. Delikatnie pociągnij język na bok, aby odsłonić krtań. Ostrożnie wsunąć rurkę intubacyjną do tchawicy. Końcówka rurki jest widoczna przez wyświetlaną krtań i tchawicę. Co ważne, jeśli rurka znajduje się w przełyku, ale nie jest wyraźnie widoczna, to znajduje się w przełyku. Wyjmij go i zmień położenie końcówki rurki.
  4. Podłącz rurkę do urządzenia wentylacyjnego. Ustaw objętość wyrzutową na 200 μl i 150 uderzeń/min. Zabezpiecz rurkę wentylacyjną na panelu operacyjnym za pomocą taśmy.
  5. nożyczkami i kleszczami wykonaj pionowe nacięcie skóry od ogona do głowy o długości od 1 do 1,5 cm w okolicy lewej klatki piersiowej.
  6. Poluzuj skórę z warstw tkanki łącznej/mięśni oraz głównych i mniejszych mięśni piersiowych bez wykonywania nacięć.
  7. Wykonaj torakotomię między trzecim a czwartym żebrem w następujący sposób:
    1. Wykonaj perforację warstwy mięśni międzyżebrowych, szczypiąc i drapiąc małymi, zaokrąglonymi kleszkami.
    2. Po perforacji warstwy mięśni międzyżebrowych umieść zwijacz klatki piersiowej, aby maksymalnie otworzyć jamę klatki piersiowej. Górna i środkowa część lewej komory (LV) z leżącą nad nią małżowiną uszną (przedsionkiem) są teraz widoczne.
  8. Przygotuj precyzyjną strzykawkę z komórkami. Strzykawka powinna być w stanie dostarczyć ilość objętości 10 μ na każde wstrzyknięcie. Umieścić igłę 30 G na końcówce strzykawki.
  9. Przymocuj taśmą małą plastikową kaniulę (z introcan-W 20 G) do igły, pozostawiając odsłoniętą tylko 1 mm, łącznie z otwartą końcówką igły. Zapobiegnie to perforacji całej ściany lewej komory przez igłę i wstrzyknięciu komórek do jamy lewej komory.
  10. Za pomocą obiektywu 5X zwizualizuj w tym powiększeniu lewą komorę i wstrzyknij komórki do ściany lewej komory w 5 różnych miejscach (każde wstrzyknięcie dostarczy 10 ul, co daje łącznie 106 wstrzykniętych komórek). Jeśli wstrzyknięcie się powiedzie, widoczny będzie biały obszar i brak znacznego płukania wstecznego komórek (jeśli wstrzyknięcie się nie powiedzie, zwierzę zostanie wykluczone z analizy funkcjonalnej).
  11. Wyjmij zwijacz. Zamknij ścianę klatki piersiowej, otaczając dwa oddzielone żebra dwoma szwami jedwabnego szwu 6-0.
  12. Nawilż mięśnie piersiowe i skórę bawełnianą końcówką nasączoną PBS 1x i delikatnie przywróć mięśnie do pierwotnej pozycji za pomocą kleszczy.
  13. Zamknij skórę za pomocą 3-4 szwów jedwabnego szwu 6-0. Zszyj nacięcie gardła za pomocą 2-3 szwów, aby zamknąć skórę.
  14. Wstrzyknąć atipamezol (1 mg/kg stężenia końcowego) w celu odwrócenia działania znieczulającego.
  15. Gdy tylko mysz zacznie samodzielnie oddychać, wyjmij rurkę z tchawicy i połóż mysz na prawym boku. Oczekuje się, że mysz odzyska sprawność w ciągu kilku minut.
  16. Kiedy mysz zacznie się obracać i chodzić, umieść ją w ciepłej klatce regeneracyjnej (mała klatka IVC z zamkniętą filtrowaną górą) na godzinę.
  17. Pozostawić zwierzęta na noc w kontrolowanym ogrzewanym boksie (37 °C).
  18. Napełnij naczynie wodą i granulkami, aby wspomóc rekonwalescencję w ciągu pierwszych 2 dni po zabiegu.

4. Analizy pooperacyjne

Dziesięć serc, którym wstrzyknięto komórki, i 10 kontrolnych, którym nie wstrzyknięto komórek, są analizowane histologicznie w następujący sposób:

  1. Przeprowadzić analizę przeszczepionych komórek 1 tydzień po wstrzyknięciu (ryc. 1 i 3).
    1. Po eutanazji przez przedawkowanie izofluranu należy wykonać perfuzję serca za pomocą 20 ml 4% paraformaldehydu (PFA) w celu utrwalenia tkanki. Odwodnić utrwaloną tkankę w rosnących procentach etanolu (od 70-100%) i zatopić w blokach parafinowych.
    2. Serca należy przeciąć w parafinie za pomocą mikrotomu o stężeniu 5 μm i wybarwić hematoksyliną i eozyną w celu analizy morfologicznej.
    3. Wizualizacja tkanki łącznej za pomocą barwienia Trichrome Massona.
    4. Przeanalizuj obrazy pod mikroskopem ze skanerem szkiełek (ryc. 1A, 2A, 3A, 3B i 3C) i zwizualizuj całe serce w widoku krótkiej osi za pomocą mikroskopu cyfrowego ze skanerem do slajdów (rysunki 1B i 1C).
  2. Po powyższych analizach należy odparafinować tkanki serca w ksylenie, ponownie uwodnić poprzez zanurzenie próbek w zmniejszającej się procentowej zawartości etanolu (od 100% do wody) i przeprowadzić proces skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) w następujący sposób:
    1. Inkubować odparafinowane bloki z 1% kwasem garbnikowym w 0,1 M buforze fosforanowym przez 1 godzinę.
    2. Odwadniać próbki w coraz większej zawartości etanolu (od 25-100%).
    3. Suche próbki z HMDS (heksametylodilazanem).
    4. Zamontuj okazy na Stubbsie za pomocą Acheson Silver Dag i pokryj je złotem-palladem.
    5. Wyświetlanie próbek w analitycznym skaningowym mikroskopie elektronowym (rysunek 2B).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wstrzyknięto komórki HEK293, które można odróżnić od komórek serca po ich odmiennej morfologii (Rysunek 1) – mają one kształt brukowca w przeciwieństwie do wydłużonych kardiomiocytów (Rysunek 1A). Komórki HEK293 wykazywały silniejszą reakcję na barwnik hematoksylinę (kolor niebieski) w porównaniu do kardiomiocytów (kolor różowy), co prawdopodobnie wynika z ich zwiększonej zawartości jądrowej (Rysunek 1A). Aby dodatkowo odróżnić wstrzyknięte komórki od tkanki gospodarza, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym manuskrypcie pokazaliśmy, jak wykonać iniekcję domięśniową komórek w mysich sercach. Jako dowód tej metodologii zastosowaliśmy komórki HEK293. Ważne jest, aby podkreślić, że komórki HEK293 nie są wykorzystywane w żadnym badaniu terapii komórkowej, a zatem wyniki tego manuskryptu nie nadają się do bezpośredniego przełożenia na podejście terapeutyczne. Jednak fakt, że komórki HEK293 nie są komórkami kurczliwymi i nie różnicują się transróżnicowo w innych typach komórek, zwraca uwagę na aspekty techniczne, takie jak w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Instytutowi Magdi Yacoub (MYI) za wsparcie analizy mikroskopowej i projektów związanych z naprawą serca, technikom i kierownikowi naszego zakładu dla zwierząt. Prace te były wspierane przez British Heart Foundation (BHF), grant projektu PG/10/019. MPS jest obsługiwany przez MYI i BHF. TP jest stypendystą BHF-Research Excellence Fellow. NR jest członkiem NH&MRC Australia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
IzolatorSystemyWymagana wycena
Podkładka grzewczaVet Tech SolutionsHE006Dla małych zwierząt
MedetomidineNational Veterinary ServiceKonieczna jest recepta weterynaryjna
Chlorowodorek ketaminyKrajowa służbaKonieczna jest recepta weterynaryjna
AtipamezolKrajowa SłużbaRecepta weterynaryjna jest konieczna
Krem do depilacjisklepy
BuprenorfinaNVSKonieczna jest recepta weterynaryjna
Mikroskop Leica MZFLIIILeica Model S6EZe stojakiem na ramię wahadłowe TS0
Hamamatsu Nanozoomer cyfrowy skaner slajdówHamamatsuRSseries
Skaningowy mikroskop elektronowyJeolJSM-6610
nożyczkiFST14084-09
MiniventHarvard Apparatus73-0043W zestawie mały adapter Y (73-0027) i kaniula intubacyjna (73-2844)
KleszczeFST11052-10
System wciąganiaFST18200-20Zestaw dla zwierząt do 200 g
30 G 12 mm; ½ calBBraunA210Drobna żółta
strzykawka mikrolitrowaESSLAB81201Zawiera również dozownik powtarzalny Hamilton PB 600-1 Nr katalogowy 83700
6-0 Szew jedwabnyEthiconW1614T
Pfi weterynaryjna Weterynaryjna komercyjne

Bibliografia

  1. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  2. Taylor, D. A., et al. Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat. Med. 4, 929-933 (1998).
  3. Suzuki, K., et al. Cell transplantation for the treatment of acute myocardial infarction using vascular endothelial growth factor-expressing skeletal myoblasts. Circulation. 104, 207-212 (2001).
  4. Suzuki, K., et al. Targeted cell delivery into infarcted rat hearts by retrograde intracoronary infusion: distribution, dynamics, and influence on cardiac function. Circulation. 110, 225-230 (2004).
  5. Robinson, S. W., et al. Arterial delivery of genetically labelled skeletal myoblasts to the murine heart: long-term survival and phenotypic modification of implanted myoblasts. Cell Transplant. 5, 77-91 (1996).
  6. Muller-Ehmsen, J., et al. Survival and development of neonatal rat cardiomyocytes transplanted into adult myocardium. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 107-116 (2002).
  7. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100, 193-202 (1999).
  8. Dimmeler, S., Zeiher, A. M., Schneider, M. D. Unchain my heart: the scientific foundations of cardiac repair. J. Clin. Invest. 115, 572-583 (2005).
  9. Oettgen, P., Boyle, A. J., Schulman, S. P., Hare, J. M. Cardiac Stem Cell Therapy. Need for Optimization of Efficacy and Safety Monitoring. Circulation. 114, 353-358 (2006).
  10. Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95, 1145-1152 (2009).
  11. Rodrigo, S. F., et al. Intramyocardial injection of bone marrow mononuclear cells in chronic myocardial ischemia patients after previous placebo injection improves myocardial perfusion and anginal symptoms: an intra-patient comparison. Am. Heart J. 164, 771-778 (2012).
  12. Smith, R. R., et al. Regenerative potential of cardiosphere-derived cells expanded from percutaneous endomyocardial biopsy specimens. Circulation. 115, 896-908 (2007).
  13. Sadek, H. A., Martin, C. M., Latif, S. S., Garry, M. G., Garry, D. J. Bone-marrow-derived side population cells for myocardial regeneration. J. Cardiovasc. Transl. Res. 2, 173-181 (2009).
  14. Messina, E., et al. Isolation and expansion of adult cardiac stem cells from human and murine heart. Circ Res. 95, 911-921 (2004).
  15. Malliaras, K., et al. Safety and efficacy of allogeneic cell therapy in infarcted rats transplanted with mismatched cardiosphere-derived cells. Circulation. , 125-1100 (2012).
  16. Beltrami, A. P., et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell. 114, 763-776 (2003).
  17. Bearzi, C., et al. Identification of a coronary vascular progenitor cell in the human heart. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 15885-15890 (2009).
  18. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308, 2369-2379 (2012).
  19. Makkar, R. R., et al. Intracoronary cardiosphere-derived cells for heart regeneration after myocardial infarction (CADUCEUS): a prospective, randomised phase 1 trial. Lancet. 379, 895-904 (2012).
  20. Bolli, R., et al. Cardiac stem cells in patients with ischaemic cardiomyopathy (SCIPIO): initial results of a randomised phase 1 trial. Lancet. 378, 1847-1857 (2011).
  21. Brunt, K. R., Weisel, R. D., Li, R. K. Stem cells and regenerative medicine - future perspectives. Can. J. Physiol. Pharmacol. 90, 327-335 (2012).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nat. Biotechnol. 25, 1015-1024 (2007).
  23. van Laake, L. W., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes survive and mature in the mouse heart and transiently improve function after myocardial infarction. Stem Cell Res. 1, 9-24 (2007).
  24. Leobon, B., et al. Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardium are functionally isolated from their host. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 7808-7811 (2003).
  25. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122, 2419-2429 (2010).
  26. Reinecke, H., Poppa, V., Murry, C. E. Skeletal muscle stem cells do not transdifferentiate into cardiomyocytes after cardiac grafting. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 241-249 (2002).
  27. Springer, M. L., et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  28. Hamdi, H., et al. Cell delivery: intramyocardial injections or epicardial deposition? A head-to-head comparison. Ann. Thorac. Surg. 87, 1196-1203 (2009).
  29. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ. Res. 106, 479-494 (2008).
  30. Kehat, I., et al. Electromechanical integration of cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 22, 1282-1289 (2004).
  31. van Laake, L. W., et al. Improvement of mouse cardiac function by hESC-derived cardiomyocytes correlates with vascularity but not graft size. Stem Cell Res. 3, 106-112 (2009).
  32. Fernandes, S., et al. Autologous myoblast transplantation after myocardial infarction increases the inducibility of ventricular arrhythmias. Cardiovasc. Res. 69, 348-358 (2006).
  33. Scherschel, J. A., Soonpaa, M. H., Srour, E. F., Field, L. J., Rubart, M. Adult bone marrow-derived cells do not acquire functional attributes of cardiomyocytes when transplanted into peri-infarct myocardium. Mol. Ther. 16, 1129-1137 (2008).
  34. Wei, F., et al. Mesenchymal stem cells neither fully acquire the electrophysiological properties of mature cardiomyocytes nor promote ventricular arrhythmias in infarcted rats. Basic Res Cardiol. 107, 274 (2012).
  35. Fukushima, S., et al. Direct intramyocardial but not intracoronary injection of bone marrow cells induces ventricular arrhythmias in a rat chronic ischemic heart failure model. Circulation. 115, 2254-2261 (2007).
  36. Bartunek, J., et al. Intracoronary injection of CD133-positive enriched bone marrow progenitor cells promotes cardiac recovery after recent myocardial infarction: feasibility and safety. Circulation. 112, 178-183 (2005).
  37. Britten, M. B., et al. Infarct remodeling after intracoronary progenitor cell treatment in patients with acute myocardial infarction (TOPCARE-AMI): mechanistic insights from serial contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Circulation. 108, 2212-2218 (2003).
  38. Smits, P. C., et al. Catheter-based intramyocardial injection of autologous skeletal myoblasts as a primary treatment of ischemic heart failure: clinical experience with six-month follow-up. J. Am. Coll. Cardiol. 42, 2063-2069 (2003).
  39. Kang, H. J., et al. Effects of intracoronary infusion of peripheral blood stem-cells mobilised with granulocyte-colony stimulating factor on left ventricular systolic function and restenosis after coronary stenting in myocardial infarction: the MAGIC cell randomised clinical trial. Lancet. 363, 751-756 (2004).
  40. Fernandez-Aviles, F., et al. Experimental and clinical regenerative capability of human bone marrow cells after myocardial infarction. Circ. Res. 95, 742-748 (2004).
  41. Vulliet, P. R., Greeley, M., Halloran, S. M., MacDonald, K. A., Kittleson, M. D. Intra-coronary arterial injection of mesenchymal stromal cells and microinfarction in dogs. Lancet. 363, 783-784 (2004).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wtryskiwanie do serca myszyprocedura torakotomiiobrazowanie DPI w śledzeniu komórekbarwienie histologiczneskaningowa mikroskopia elektronowamyszy z immunodeplecjąściana lewej komorytworzenie tkanki włóknistejtechnika wstrzykiwania igłą
Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego: obserwacje w mysich sercach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.