Mikrochirurgiczne tętniaki ściany bocznej u szczurów powstają w wyniku zespolenia przeszczepu aorty z boku do końca. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy szczegóły anatomiczne i chirurgiczne, aby pomyślnie stworzyć eksperymentalnego tętniaka workowatego.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Eksperymentalne modele tętniaków workowatych są niezbędne do testowania nowych opcji i urządzeń do leczenia chirurgicznego i wewnątrznaczyniowego, zanim zostaną wprowadzone do praktyki klinicznej. Ponadto potrzebne są modele eksperymentalne, aby wyjaśnić złożoną biologię tętniaka prowadzącą do pęknięcia tętniaków workowych.
Kilka różnych rodzajów eksperymentalnych modeli tętniaków workowatych zostało ustalonych u różnych gatunków. Wiele z nich wymaga jednak specjalnych umiejętności, drogiego sprzętu lub specjalnego środowiska, co ogranicza ich powszechne stosowanie. Prosty, solidny i niedrogi model eksperymentalny jest potrzebny jako ustandaryzowane narzędzie, które może być używane w ustandaryzowany sposób w różnych instytucjach.
Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej szczura łączy w sobie możliwość studiowania zarówno nowych strategii leczenia wewnątrznaczyniowego, jak i molekularnych podstaw biologii tętniaków w ustandaryzowany i niedrogi sposób. Standaryzowane przeszczepy pod względem kształtu, rozmiaru i geometrii są pobierane z zstępującej aorty piersiowej szczura dawcy, a następnie przeszczepiane szczurowi syngennemu biorcy. Tętniaki są zszywane od końca do boku za pomocą ciągłych lub przerywanych szwów nylonowych 9-0 do aorty podnerkowej brzusznej.
Przedstawiamy instrukcje proceduralne krok po kroku, informacje o niezbędnym sprzęcie oraz omawiamy ważne szczegóły anatomiczne i chirurgiczne dla udanego mikrochirurgicznego stworzenia tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej u szczura.
Wprowadzenie
Pęknięcie tętniaka tętnicy mózgowej powoduje zagrażający życiu krwotok prowadzący do udaru, trwałego uszkodzenia neurologicznego lub śmierci. Pęknięciu można zapobiec poprzez mikrochirurgiczne przycinanie lub wewnątrznaczyniową niedrożność tętniaka. Leczenie zapobiegające wzrostowi i pęknięciu tętniaka nie zostało jeszcze ustalone.
Eksperymentalne modele tętniaków workowych są potrzebne do badania biologii tętniaków tętnic oraz do testowania nowych urządzeń i strategii terapeutycznych. W tym celu opracowano i opublikowano kilka różnych modeli u różnych gatunków1. Większe modele tętniaków u świń, psów i królików są korzystnie wykorzystywane do testowania innowacji wewnątrznaczyniowych w złożonej architekturze tętniaka1,2. Z drugiej strony modele tętniaków myszy pozwalają na testowanie pytań badawczych u genetycznie zmodyfikowanych gatunków3,4 i ułatwiają wyjaśnienie biologii tętniaka na poziomie komórkowym i molekularnym znacznie lepiej niżwiększe gatunki1. Chociaż wewnątrznaczyniowe zastosowanie urządzenia przezszyjnego i transbiodrowego jest ograniczone do większych szczurów (>400-500 g) i stentów mniejszych niż 2,0 mm i 1,5 mm o średnicy5,6, stenty można również umieszczać poprzez bezpośrednie wprowadzenie do segmentu aorty brzusznej, w którym znajdują się eksperymentalne tętniaki. Wcześniejsze prace z wykorzystaniem szczurzego mikrochirurgicznego modelu tętniaka ściany bocznej aorty brzusznej wykazały jego wykonalność w testowaniu nowych urządzeń zatorowych i jego zastosowanie w badaniu molekularnych podstaw biologii tętniaka3,7.
Wiele z obecnie publikowanych eksperymentalnych modeli tętniaków workowatych wymaga drogiego sprzętu, specjalnych warunków (np. sterylnych sal operacyjnych z możliwością fluoroskopii), kompetencji w zakresie radiologii interwencyjnej lub użycia drogich gatunków. Wymogi te ograniczają powszechne stosowanie tych modeli i prowadzą do stosowania różnych modeli w różnych laboratoriach, co utrudnia, jeśli nie uniemożliwia, porównywanie danych i metaanalizę. Prosty, solidny i niedrogi model eksperymentalny jest potrzebny jako ustandaryzowane narzędzie, które może być używane w ustandaryzowany sposób w różnych laboratoriach w celu uzyskania porównywalnych wyników z różnych instytucji. W tym celu stworzyliśmy model tętniaka workowatego tętnicy tętniczej ze ścianą boczną aorty szczura.
Celem tego raportu jest przedstawienie krok po kroku instrukcji proceduralnych, informacji o niezbędnym sprzęcie oraz omówienie ważnych cech anatomicznych i chirurgicznych dla skutecznego mikrochirurgicznego tworzenia tętniaków ściany bocznej aorty brzusznej u szczura.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
UWAGA: Samce szczurów rasy Wistar (średnia masa ciała: 356 ± 44 g; 10-14 tygodni) były trzymane w pomieszczeniu dla zwierząt w temperaturze 22-24 °C i dwunastogodzinnym cyklu światła/ciemności z bezpłatnym dostępem do diety granulowanej, zwykłej wody z kranu, a także otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z wytycznymi instytucji. Eksperymenty zostały ocenione i zatwierdzone przez Komitet ds. Dobrostanu Zwierząt na Uniwersytecie w Helsinkach w Finlandii.
UWAGA: W poniższej demonstracji nasza metoda chirurgiczna jest następująca: Znieczulić szczura poprzez podskórne wstrzyknięcie chlorowodorku medetomidyny (0,5 mg/kg) i dootrzewnowe wstrzyknięcie chlorowodorku ketaminy (50 mg/kg). Przetestuj brak odruchu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że szczur jest w pełni znieczulony. Nałóż maść na oczy, przytnij miejsce operacji i oczyść skórę odpowiednim środkiem dezynfekującym, na przykład chlorheksydyną, w alkoholu lub wodzie. Umyć ręce, założyć odzież ochronną, nakrycie głowy i maskę na twarz oraz sterylne rękawiczki chirurgiczne. Mieć pomoc asystenta chirurgicznego w utrzymaniu aseptycznych warunków chirurgicznych i udokumentować charakterystykę chirurgiczną (wymienioną w Tabeli 1). Monitoruj głębokość znieczulenia co 15 minut podczas operacji, śledząc częstość oddechów, częstość akcji serca i reakcję na szkodliwą stymulację (test szczypania palców). Podskórne wstrzyknięcie buprenorfiny (0,03 mg/kg) podawano w celu znieczulenia pooperacyjnego i w razie potrzeby powtarzano co 12 godzin.
1. Sprzęt, materiały eksploatacyjne i pozycjonowanie
- Utrzymuj salę operacyjną dla małych zwierząt cicho, aseptycznie i utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 23 +/- 3 °C. Do przeprowadzenia eksperymentalnej operacji tętniaka niezbędny jest następujący minimalny sprzęt:
- Użyj stołowego mikroskopu chirurgicznego, najlepiej wyposażonego w oscyloskop pomocniczy i kamerę mikroskopu cyfrowego. Używaj nieporowatej powierzchni operacyjnej wielokrotnego użytku i nadającej się do czyszczenia powierzchni instrumentu, aby chronić stół laboratoryjny.
- Przygotuj materiały eksploatacyjne, takie jak środki do dezynfekcji skóry, sól fizjologiczna, mniejsze i większe waciki z gazy oraz materiał do szycia, w tym mikroszwy 9-0, szew niewchłanialny 5-0 i szew wchłanialny 3-0.
- Używaj następujących standardowych narzędzi chirurgicznych: nożyczek chirurgicznych, kleszczyków do tkanek, rozsiewacza tkanek miękkich lub retraktora samozabezpieczającego oraz dwóch zacisków chirurgicznych Mosquito.
- Użyj podstawowego zestawu narzędzi mikrochirurgicznych, który zawiera: zakrzywiony uchwyt na mikroigłę, jeden zakrzywiony i dwa proste mikrokleszcze oraz proste lub zakrzywione mikronożyczki.
- Narzędzia mikrochirurgiczne należy przechowywać w naczyniu nerkowym wypełnionym sterylną solą fizjologiczną, aby narzędzie nie kleiło się i nie było czyste podczas operacji. Miska nerkowa jest wyściełana gumową matą lub rękawicą chirurgiczną, aby zapobiec uszkodzeniu końcówek mikroinstrumentów. Upewnij się, że wszystkie materiały są sterylne, a zabieg jest wykonywany z zachowaniem aseptyki, zgodnie z aktualnymi zaleceniami dotyczącymi operacji przeżycia na zwierzętach laboratoryjnych8-10.
- Ponadto użyj aplikatora z klipsem naczyniowym i trzech atraumatycznych tymczasowych zacisków naczyniowych. Ważne jest, aby zastosowane zaciski miały niską siłę zamykania, aby zapobiec uszkodzeniu bardzo cienkiej ścianki aorty szczura. Przygotuj również linijkę z półmilimetrowymi paskami skali, małą kolorową gumową podkładką i krótką, igłą.
- Umieść szczury w pozycji leżącej, unieruchamij zarówno przednie, jak i tylne łapy taśmą chirurgiczną bez rozciągania lub uciskania skóry, a następnie zegnij ich grzbiet grubym markerem lub długopisem kauteryzacyjnym, umieszczając go pod obszarem drewna na grzbiecie. Ważne jest, aby uzyskać jak największą lordozę odcinka lędźwiowego kręgosłupa, aby poprawić ekspozycję zaotrzewnową i dostęp do aorty podnerkowej, co ułatwia zespolenie mikrochirurgiczne. To ustawienie jest zalecane do tworzenia tętniaka aorty brzusznej, ale nie jest konieczne do pobrania przeszczepu klatki piersiowej.
2. Pobieranie przeszczepów
- W znieczuleniu ogólnym otwórz klatkę piersiową (rozpocznij czas niedokrwienia przeszczepu). Zastosuj szkodliwe szczypanie palca u nogi, aby potwierdzić, że szczur nie reaguje, zanim przejdziesz do kolejnych kroków. Przeciąć środkową brzuszną ścianę brzucha, zidentyfikować przeponę tuż nad wątrobą i przeciąć tkankę łączną na dole przepony, aby umożliwić dostęp do klatki piersiowej. Dużymi nożyczkami, stroną do dołu, przetnij żebra zaledwie jeden centymetr w lewo i po prawej stronie linii środkowej klatki piersiowej i otwórz jamę piersiową. Płuca są mobilizowane po prawej stronie serca. Poświęć szczury przez przedawkowanie z dosercowym wstrzyknięciem chlorowodorku ketaminy. Pień płucny, lewa żyła podobojczykowa, lewa żyła główna czaszki i żyła azygotyczna zakłócają pobieranie bliższej części aorty piersiowej.
- Ogonowo do wydatnych żył znajduje się dobry punkt wejścia do rozpoczęcia rozwarstwienia zstępującej aorty piersiowej za pomocą mikronożyczek i mikrokleszczy.
- Prześledź aortę piersiową z powrotem od grzbietowej ściany klatki piersiowej w górę do łuku aorty poprzez delikatne cofnięcie i rozcięcie za pomocą zacisku chirurgicznego Mosquito.
- Zaciśnij, a następnie przetnij żyły nożyczkami. Utrzymuj zaciski na żyłach i używaj jako zwijacza do odsłonięcia leżącego poniżej łuku aorty.
- Umieść niewchłanialną jedwabną ligaturę 6-0 tuż nad pierwszą tętnicą międzyżebrową opuszczającą aortę.
- Przetnij aortę zstępującą tuż poniżej lewej tętnicy podobojczykowej, a następnie poniżej ligatury. Przycinanie można wykonać w celu uzyskania prostopadłej, znormalizowanej geometrii tętniaka lub w razie potrzeby, w celu uzyskania określonego kąta między osią tętniaka a aortą. Zmierz przeszczep pod względem szerokości i długości.
UWAGA: Pobrane przeszczepy mogą być natychmiast przeszczepione szczurom biorcom lub dalej przetwarzane w celu uzyskania decelularyzacji ściany przeszczepu. Przeszczepy pozbawione komórek mogą być przechowywane w temperaturze -4 stopni Celsjusza do czasu ponownej implantacji w późniejszym terminie (ryc. 1). Wykazano, że decelularyzacja ściany tętniaka predysponuje tętniaka do powiększenia11.
3. Decelularyzacja przeszczepu
- Zamrozić przeszczepy dawcy w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w temperaturze -4 °C.
- Następnego dnia rozmrozić przeszczepy, spłukać oczyszczoną i dejonizowaną wodą o temperaturze pokojowej i inkubować przez 10 godzin w temperaturze 37 °C w 0,1% dodecylosiarczanie sodu.
- Na koniec umyć szczepiony dodecylosiarczanem sodu trzykrotnie, delikatnie mieszając, ponownie zamrozić w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami i przechowywać w temperaturze -4 °C do momentu użycia.
4. Powstawanie tętniaka
- Rozwarstwienie aorty brzusznej
- Po znieczuleniu zwierzęcia należy przyciąć sierść z miejsca operacji i oczyścić skórę odpowiednim środkiem dezynfekującym. Sprawdź, czy nie ma reakcji na uszczypnięcie palca u nogi przed nacięciem skóry. Rozpocznij nacięcie 1 cm proksymalnie do narządów płciowych w pozycji środkowobrzusznej (czas rozpoczęcia operacji). Ostrożnie oddziel skórę od leżących pod nią mięśni. Zakończ rozwarstwienie od jednego do dwóch centymetrów poniżej mostka.
- Ostrożnie, ale stanowczo podciągnij leżące poniżej mięśnie brzucha, aby uniknąć uszkodzenia leżących poniżej narządów. Rozciągnij podłużne cięcie wzdłuż linii białej w górę do wyrostka mieczykowatego i zakończ w kierunku ogonowym na poziomie pęcherza moczowego.
- Delikatnie uciskaj pęcherz moczowy, aby go opróżnić, aby ułatwić dostęp do przestrzeni zaotrzewnowej.
- Przesuń jelito cienkie i wydatne jelito ślepe w prawo lub w lewo. Zidentyfikuj jelito grube, a mianowicie okrężnicę zstępującą na lewym dnie jamy brzusznej.
- Przeciąć więzadło między jelitem cienkim a okrężnicą zstępującą w kierunku czaszki, aby umożliwić szersze odsłonięcie grzbietowej ściany ciała. Umieść samozatrzymujący się zwijacz, aby utrzymać jelita osobno.
- Idealna lokalizacja zespolenia tętniaka z boku znajduje się na poziomie między żyłą nerkową a biodrowo-lędźwiową. Aorta brzuszna leży zaotrzewnowo osadzona w tkance tłuszczowej. Podczas sekcji należy zwrócić szczególną uwagę na sparowane prawie przezroczyste moczowody i naczynia jądrowe.
- Jeśli konieczne jest dalsze cofanie jelit, użyj większych wymiennych gaz. Lordoza kręgosłupa lędźwiowego wywołana podczas pozycjonowania poprzez umieszczenie długopisu kauteryzacyjnego lub podobnego przedmiotu pod dolną częścią pleców szczura, znacznie zmniejsza potrzebę cofania jelit .
- Brzuszna powierzchnia grzbietowej ściany ciała pokryta jest cienką ciemieniową otrzewną. Po otwarciu wizualizuj aortę znajdującą się tuż pod spodem. Podczas ostrożnego, ostrego i wypreparowania aorty brzusznej z sąsiednich dużych żył chwyć tylko przydankę, aby uniknąć uszkodzenia ściany naczynia.
- Rzadko małe tętnice lędźwiowe powstają jako naczynie segmentowe z grzbietowej powierzchni aorty brzusznej i zakłócają przygotowanie. Podwiązanie i przecięcie naczynia jest konieczne, aby uniknąć sączenia wstecznego podczas szycia tętniaka. Zastosowanie zakrzywionych mikrokleszczyków może ułatwić umieszczenie ligatury na głębokości.
- Zespolenie z boku
- Umieść kolorową gumową podkładkę pod aortą brzuszną i obić ją małym wacikiem z gazy. Usunąć luźną tkankę łączną i przydankę na poziomie planowanego miejsca zespolenia.
- Zacisnąć aortę brzuszną dystalnie do zespolenia najpierw, a następnie proksymalnie (początek czasu zaciskania aorty). Zapewnia to mocne wypełnienie naczynia i ułatwia późniejszą arteriotomię.
- Wykonaj arteriotomię za pomocą prostych lub zakrzywionych mikronożyczek. Mikrokleszczyki podtrzymują bardzo mały fragment ścianki naczynia, aby wyciąć eliptyczny kształt.
- Dokładnie przepłukać tętnicę solą fizjologiczną w obu kierunkach za pomocą igły z końcówką.
- Umieść pierwsze dwa szwy tego zespolenia z boku na bliższym i dalszym końcu arteriotomii (czas rozpoczęcia zespolenia). Jeśli to możliwe, unikaj chwytania ściany naczynia mikrokleszkami. Upewnij się, że każdy szew jest umieszczony przez wszystkie warstwy ściany naczynia.
- Szycie należy wykonywać w formie szwów ciągłych lub przerywanych. Jeśli zdecydujesz się na szycie przerywane, najpierw umieść szew na godzinie dziewiątej z tyłu. Kolejne szwy mogą być rozstawione od siebie, zaczynając od pierwszego szwu. Chwyć ostrożnie przydankę. Unikaj ściskania/chwytania błony wewnętrznej.
- Po wykonaniu tylnej ściany należy sprawdzić, czy w części śródświetlnej zespolenia nie ma źle założonych szwów. Wykonaj te same procedury w tej samej kolejności na przedniej stronie. Upewnij się, że pierwszy z trzech węzłów na szew jest mocny, ale nie za ciasny.
- Hemostaza i zamknięcie
- Po zakończeniu zespolenia koniec do boku (czas zakończenia zespolenia) spłucz miejsce solą fizjologiczną i najpierw usuń dystalny zacisk, aby umożliwić przepływ wsteczny (czas zaciskania aorty końcowej i czas niedokrwienia przeszczepu).
- Jeśli wystąpi wyraźne krwawienie z przepływu wstecznego, może być potrzebny dodatkowy szew (czas rozpoczęcia hemostazy). W przypadku niewielkiego sączenia należy uzyskać hemostazę z delikatnym uciskiem na miejsce krwawienia za pomocą małego kawałka wacika z gazy.
- Zdjąć proksymalny zacisk naczyniowy, ponownie przepłukać miejsce zespolenia i odciąć pozostałe końce ligatury przy kopule tętniaka.
- Potwierdź drożność tętniaka, obserwując wzrost objętości tętniaka podczas szczytowej fali tętna tętniczego. Oceń drożność dystalnej tętnicy brzusznej za pomocą bezpośredniego "testu udojowego".
- Usuń plastikowy arkusz i mały wacik z gazy pod spodem. Pulsujący wir krwi w obrębie powstałego tętniaka jest wyraźnie widoczny.
- Zakryj linie szwów wokół zespolenia małymi kawałkami tkanki tłuszczowej lub Spongostanem w celu dodatkowej hemostazy, jeśli nadal występuje niewielki sąk (czas zakończenia hemostazy).
- Usuń rozsiewacz tkanek miękkich i waciki z gazy. Umieść jelito cienkie, jelito ślepe i masę tłuszczową z powrotem we właściwej pozycji.
- Zamknij mięśnie brzucha linii środkowej za pomocą szwów resorbowalnych lub niewchłanialnych 5-0, 4-0 lub 3-0, a następnie zamknij ranę skóry techniką ciągłego szwu za pomocą resorbowalnego szwu polifilamentowego 3-0 (czas zakończenia operacji). Uwaga: Z naszego doświadczenia wynika, że szczury lepiej tolerowały wchłanialne szwy skórne niż niewchłanialne szwy monofilamentowe.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Seria pilotażowa obejmowała 14 szczurów. Następnie, w okresie od marca do września 2012 roku, łącznie 84 zwierzęta zostały poddane operacjom zgodnie z przedstawionym protokołem na potrzeby kilku projektów badawczych. Dodatkowe 29 zwierząt posłużyło jako dawcy tętniczych przeszczepów workowatych. Pozostałe eksperymenty przeprowadzono z wykorzystaniem wcześniej przygotowanych przeszczepów, pobranych i przechowywanych z poprzednich doświadczeń z użyciem szczurów tej samej płci, szczepu, masy ciała i wieku.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Postęp w zrozumieniu złożonej biologii tętniaka tętnicy workowej mózgu zależy od analizy danych epidemiologicznych i klinicznych, uzupełnionych badaniami laboratoryjnymi na próbkach pobranych od pacjentów oraz pracami eksperymentalnymi na modelach zwierzęcych3,12,13.
Małe zwierzęta, takie jak szczury, są z natury związane z niższymi kosztami eksperymentów i utrzymania oraz mniejszym zapotrzebowaniem na specjalistyczny sprzęt. Średni całkowity czas operacji wynoszący mniej niż 60 min...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnego interesu finansowego ani komercyjnego w żadnym z użytych leków, materiałów lub sprzętu.
Podziękowania
Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przeprowadzenie prezentowanego badania. Dr Marbacher był wspierany przez grant ze Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (PBSKP3-123454). Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Wkład autora w opracowanie i przygotowanie manuskryptu jest następujący. Koncepcja i projekt: SM, JM, JF. Pozyskiwanie danych: SM, EA, JF. Analiza i interpretacja danych: SM, JF, JM. Opracowanie artykułu: SM, JF, JM. Krytyczna korekta artykułu: JH, MN. Analiza statystyczna: SM, JF. Opieka nad badaniem: JF, JH, MN.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Medetomidyna | Dowolna generyka | ||
| Ketamin | Dowolna generyczka | ||
| Buprenorfina | Dowolna rodzajowa | ||
| fizjologiczna | |||
| fosforanem Dodecylosiarczan sodu (0,1%) | |||
| 3-0 wchłanialny szew | Ethicon Inc., USA | a name="RANGE! C7">VCP824G | |
| 5-0 niewchłanialny szew | Ethicon Inc., USA | 8618G | |
| 6-0 niewchłanialny jedwabny szew | B. Braun, Niemcy | C0761060 | |
| 9-0 nylonowy mikroszew | B. Braun, Niemcy | G1118471 | |
| Spongostan | Ethicon Inc., USA | MS0002 | |
| Mikroskop operacyjny | Leica, Niemcy | Cyfrowa kamera mikroskopowa M651 | |
| Sony, Japonia | SSC-DC58AP | ||
| Standardowe instrumenty chirurgiczne | B. Braun, Niemcy | Protokół wielokrotnego | widzenia 1.4 |
| Instrumenty mikrochirurgiczne | B. Braun, Niemcy | Protokół wielokrotnego | widzenia 1.5 |
| Aplikator klipsów naczyniowych | B. Braun, Niemcy | FT495T | |
| Tymczasowe zaciski naczyniowe | B. Braun, Niemcy | FT250T | |
| Graph Pad Prism oprogramowanie statystyczne | GraphPad Software, San Diego, California, USA | V 6.02 dla Windows |
Bibliografia
- Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. AJNR Am J Neuroradiol. 31, 418-423 (2010).
- Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. AJNR. American journal of neuroradiology. 32, 772-777 (2011).
- Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58, 936-944 (2006).
- Marjamaa, J., et al. Mice with a deletion in the first intron of the Col1a1 gene develop dissection and rupture of aorta in the absence of aneurysms: high-resolution magnetic resonance imaging. at 4.7 T, of the aorta and cerebral arteries. Magn Reson Med. 55, 592-597 (2006).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. The Journal of surgical research. , 166-191 (2011).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91, 393-395 (2005).
- Marjamaa, J., et al. Occlusion of neck remnant in experimental rat aneurysms after treatment with platinum- or polyglycolic-polylactic acid-coated coils. Surg Neurol. 71, 458-465 (2009).
- with the support of the NC3Rs. Aseptic Technique in Rodent Surgery. , Newcastle University. cited 2014 Oct 3] Available from: http://www.procedureswithcare.org.uk/aseptic-technique-in-rodent-surgery (2014).
- Bernal, J., et al. Guidelines for rodent survival surgery. Journal of investigative surgery : the official journal of the Academy of Surgical Research. 22, 445-451 (2009).
- Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new. , (2011).
- Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45, 248-254 (2014).
- Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35, 2287-2293 (2004).
- Frosen, J., et al. Saccular intracranial aneurysm: pathology and mechanisms. Acta neuropathologica. , 123-773 (2012).
- Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility. AJNR Am J Neuroradiol. 33, 507-512 (2012).
- Sherif, C., et al. Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: technical aspects. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
- Marjamaa, J., et al. High-resolution TOF MR angiography at 4.7 Tesla for volumetric and morphologic evaluation of coiled aneurysm neck remnants in a rat model. Acta Radiol. 52, 340-348 (2011).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
