Artykuł metodologiczny

Ocena zmian w lotnej wrażliwości na znieczulenie ogólne myszy po miejscowej lub ogólnoustrojowej interwencji farmakologicznej

DOI:

10.3791/51079

⸱

16 października 2013

 ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 2Department of Pharmacology, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 3Department of Neuroscience, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 4Center for Sleep and Circadian Neurobiology, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Utrata odruchu prostowania od dawna służy jako standardowy substytut behawioralny dla utraty przytomności, zwany również hipnozą, u zwierząt laboratoryjnych. Zmiany wrażliwości na lotne środki znieczulające spowodowane interwencjami farmakologicznymi można wykryć za pomocą starannie kontrolowanego systemu oceny o wysokiej przepustowości, który może być dostosowany do dostarczania dowolnego wziewnego środka terapeutycznego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jednym z pożądanych punktów końcowych znieczulenia ogólnego jest stan nieprzytomności, znany również jako hipnoza. Zdefiniowanie stanu hipnotycznego u zwierząt jest mniej proste niż u ludzi. Szeroko stosowanym behawioralnym substytutem hipnozy u gryzoni jest utrata odruchu prostowania (LORR), czyli punkt, w którym zwierzę nie reaguje już na swój wrodzony instynkt, aby uniknąć podatności na leżenie grzbietowe. Opracowaliśmy system do jednoczesnej oceny LORR u 24 myszy, jednocześnie uważnie kontrolując potencjalne zakłócenia, w tym wahania temperatury i zmienne przepływy gazów. Komory te umożliwiają wiarygodną ocenę wrażliwości znieczulenia mierzonej opóźnieniem do powrotu odruchu prostującego (RORR) po utrwalonej ekspozycji na środek znieczulający. Alternatywnie, stosując stopniowe zwiększanie (lub zmniejszanie) stężenia środka znieczulającego, komory umożliwiają również określenie wrażliwości populacji na indukcję (lub pojawienie się) mierzoną za pomocą EC50 i nachylenia Hilla. Wreszcie, opisane tutaj kontrolowane komory środowiskowe mogą być przystosowane do różnych alternatywnych zastosowań, w tym do wziewnego dostarczania innych leków, badań toksykologicznych i jednoczesnego monitorowania parametrów życiowych w czasie rzeczywistym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Znieczulenie ogólne jest definiowane przez ich zdolność do wywoływania odwracalnego stanu hipnozy u wielu różnych gatunków, jednak wyjaśnienie, jak tak różnorodna klasa leków może wywołać pojedynczy punkt końcowy, pozostaje nieuchwytne. Na przestrzeni lat wysunięto wiele teorii, począwszy od korelacji Meyera-Overtona między siłą działania środka znieczulającego a rozpuszczalnością w lipidach, która sugerowała ogólne zakłócenia błon jako podstawę hipnozy1,2. Nowsze dowody sugerują, że cele białkowe wpływające na sygnalizację neuronalną przyczyniają się do efektów znieczulających. Myszy okazały się niezastąpionym modelem do badania tych teorii ze względu na homologię między reakcją myszy na znieczulenie a ludzką. Chociaż nie można zapytać myszy o jej subiektywną świadomość w znieczuleniu ogólnym, pewne prymitywne odruchy służą jako użyteczne zastępcze miary hipnozy gryzoni. W ciągu pierwszych kilku dni po urodzeniu myszy rozwijają odruchową reakcję prostowania, która uniemożliwia im bierne ułożenie w pozycji leżącej3. Dawka znieczulenia, przy której mysz traci odruch prostowania, jest dobrze skorelowana z dawkami nasennymi u ludzi4.

Ocena utraty odruchu prostowania (LORR) stała się powszechnie stosowanym standardem laboratoryjnym do testowania wrażliwości na znieczulenie u myszy, a także wielu innych gatunków, w tym szczurów, świnek morskich, królików, fretek, owiec i psów5-8. Dawka danego środka znieczulającego, przy której wystąpi LORR u przedstawicieli gatunku, jest niezwykle stała, ale może być znacznie przesunięta przez czynniki środowiskowe. Na przykład szczury pozbawione snu są bardziej wrażliwe zarówno na lotne, jak i dożylne środki znieczulające9, a szczury o wysokiej wydolności tlenowej są mniej wrażliwe na izofluran10. Wykazano również, że hipotermia zmniejsza dawkę wielu środków znieczulających wymaganych do hipnozy w szerokim spektrum gatunków11-14. Aby wiarygodnie zidentyfikować dawkę środka znieczulającego, w której LORR występuje w grupie zwierząt doświadczalnych, niezwykle ważne jest, aby środowisko oceny było dokładnie kontrolowane w celu zminimalizowania stresu, utrzymania eutermii i dostarczania równych ilości leku wszystkim uczestnikom. Nic dziwnego, że wiadomo również, że czynniki genetyczne zmieniają wrażliwość na znieczulenie15-18. W związku z tym należy również zwrócić szczególną uwagę na kontrolowanie tła genetycznego19.

Opracowaliśmy urządzenie, które zapewnia identyczne dostarczanie znieczulenia gazowego każdej z 24 myszy, utrzymując stałe środowisko o temperaturze 37 stopniCelsjusza. Przezroczysta, cylindryczna konstrukcja naszych komór naświetlających pozwala na szybką ocenę LORR i łatwą integrację telemetrycznych pomiarów fizjologicznych. Wykazano, że system ten dokładnie mierzy indukcję izofluranu, halotanu i sewofluranu EC50 oraz czas do pojawienia się u myszy typu dzikiego20. Wykorzystaliśmy również ten system do obserwacji zmian wrażliwości na środki znieczulające u myszy z mutacjami genetycznymi i celowanymi zmianami podwzgórza21-23. W tym miejscu opisujemy dwa sposoby, w jakie można ocenić wrażliwość anestezjologiczną po interwencji farmakologicznej przy użyciu naszego aparatu do kontrolowanego środowiska. Fenotypowanie w stanie stacjonarnym indukcji lotnego środka znieczulającego i wrażliwości na pojawienie się wymaga 8-10 godzin i dlatego najlepiej nadaje się do badań, w których warunki eksperymentalne nie ulegają zmianie, takich jak przewlekłe lub długo działające interwencje farmakologiczne. Jednak w przypadku krótkotrwałych terapii, których efekty znacznie rozpraszają się w czasie, przedstawiamy również prostą procedurę oceny zmian w odruchu prostowania po stereotaktycznie ukierunkowanych mikroiniekcjach lub dożylnych zabiegach lekowych, które znacząco wpływają na pojawienie się znieczulenia. Testy te stanowią niewielki podzbiór potencjalnych zastosowań tego systemu kontrolowanego środowiska, który może być dostosowany do dowolnej liczby osób z różnych gatunków, aby otrzymać dowolny rodzaj wziewnego środka terapeutycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt opisane tutaj zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Pensylwanii.

1. Przegląd aparatury testującej

  1. Aparatura badawcza składa się z 24 przezroczystych akrylowych cylindrycznych komór o długości 10 cm i średnicy 5 cm (całkowita objętość 200 ml). Ten rozmiar jest odpowiedni dla typowej dorosłej myszy o wadze 25 g. Komory mają na każdym końcu porty do wlotu i wylotu gazu. Końcówka wylotowa jest zdejmowana, dzięki czemu zwierzęta można łatwo załadować do komory. Otwory portów gazowych są starannie uszczelnione taśmą teflonową, natomiast gumowe uszczelki o-ring służą do uszczelnienia zdejmowanego końca cylindrycznych komór.
  2. Każda komora jest zamontowana na stojaku, który znajduje się w łaźni wodnej. Stojak jest zamontowany w taki sposób, że zanurzona jest tylko dolna część komór (poniżej wlotów gazu). Aby zapewnić stabilność, tylny koniec komory opiera się na wsporniku, dzięki czemu cała komora znajduje się poziomo. Zapewnia to równomierny kontakt całej komory z wanną.
  3. Rurka polietylenowa łączy butlę tlenu z parownikiem znieczulającym, a następnie przechodzi przez przepływomierz o wydajności 10 l/min. Rurka dzieli się na 25 rezystorów o małej średnicy i równej długości, aby zapewnić równomierny przepływ do każdej z 24 komór i do analizatora czynnika.
  4. Przewody podciśnieniowe wychodzą z każdej komory na przeciwległym końcu wlotu gazu. Sprzyja to jednokierunkowemu przepływowi, który eliminuje ponowne wdychanie wydychanego dwutlenku węgla. Przewody podciśnieniowe łączą się na kolektorze, aby połączyć się z wewnętrznym przewodem ssawnym. Zawór odcinający wzdłuż głównego przewodu podciśnieniowego zapewnia warunki ciśnienia atmosferycznego w każdej komorze.
  5. Wanna jest wypełniona wystarczającą ilością wody, aby w pełni stykała się z dnem każdej komory. Woda krąży w wannie i jest utrzymywana na stałym poziomie 37 oC przez pompę.

2. Sprawdź system przed ekspozycją

  1. Sprawdzić, czy temperatura łaźni wodnej wynosi 37 °C przez cały czas trwania kąpieli.
  2. Przepływ tlenu z szybkością 5 l/min (200 ml/min na komorę + analizator czynnika). Zanurz każdą komorę pod wodą i poszukaj bąbelków lub przedostania się wody do komory, które wskazują na nieszczelności. Uszczelnij wszelkie wycieki przed rozpoczęciem eksperymentu.
  3. Do każdej komory podłącz przepływomierz o przepływie 500 ml/min w linii za komorą, aby upewnić się, że przepływy są zrównoważone w każdym z 25 przewodów gazowych. Gwarantuje to, że wejściowe przepływy 5 l/min zostaną równomiernie rozłożone, tak aby każda komora otrzymała przepływ 200 ml/min. Każda komora, która nie otrzymuje oczekiwanego przepływu, powinna mieć sprawdzone rurki doprowadzające i odpływowe pod kątem przeszkód.
  4. Skalibruj analizator środka, aby zapewnić odczyt 0,00% izofluranu, gdy przepływa 100% tlenu.

3. Transponder temperatury implantu

  1. Na tydzień przed habituacją znieczulij każdą mysz 2% izofluranem.
  2. Wysterylizuj obszar szyi grzbietowej za pomocą betadyny.
  3. Wstrzyknąć podskórnie transponder temperatury między łopatki za pomocą sterylnej, fabrycznie dołączonej igły do wstrzykiwaczy.
  4. Należy codziennie monitorować miejsce wstrzyknięcia pod kątem zakażenia i migracji transpondera.

4. Przyzwyczaj zwierzęta do komór testowych

  1. Cztery dni przed pierwszą oceną umieść wszystkie myszy w indywidualnych komorach na 2 godziny z przepływem 100% tlenu.
  2. Powtarzaj krok 4.1 codziennie przez cztery dni przed oceną, aby uniknąć zakłócających skutków stresu spowodowanego nowym środowiskiem.

5. Przeprowadź interwencję farmakologiczną, którą chcesz przetestować pod kątem wpływu na wrażliwość anestezjologiczną

  1. Interwencja ta może polegać na stereotaktycznym wstrzyknięciu w określoną część mózgu24, wstrzyknięciu dożylnym lub dootrzewnowym25 lub podaniu leku do określonego obszaru mózgu za pomocą kaniuli26.
  2. Ponieważ procedury te same w sobie mogą zmienić wrażliwość anestezjologiczną w porównaniu z naiwnym zwierzęciem, właściwa grupa kontrolna powinna przejść tę samą procedurę z wstrzyknięciami do nośnika.
  3. Upewnij się, że interwencja farmakologiczna ma odpowiednio długi czas działania, jeśli planujesz stopniowe zwiększanie i/lub zmniejszanie wrażliwości na znieczulenie, jak pokazano w kroku 6 poniżej; w przeciwnym razie przejdź do kroku 7.

6. Ocena wrażliwości środka znieczulającego za pomocą krokowego oznaczania EC50 dla indukcji i wynurzania

  1. Umieść każde zwierzę w indywidualnych komorach, w których przepływa 100% tlenu.
  2. Ustaw stężenie izofluranu na 0,4%* na 15 min. W ciągu ostatnich 2 minut tego okresu oceń odruch prostowania każdego zwierzęcia, delikatnie obracając komorę, aż mysz zostanie umieszczona na grzbiecie. Odruch prostowania uważa się za nienaruszony wtedy i tylko wtedy, gdy mysz jest w stanie przywrócić wszystkie swoje łapy na podłogę komory w ciągu 2 minut.
    1. *Należy pamiętać, że 0,4% izofluranu jest dawką subhipnotyczną u myszy C57BL/6J. Jeśli któreś z myszy straci odruch prostowania w pierwszym kroku, początkowa dawka była zbyt duża i powinna być zmniejszana w kolejnych dniach.
  3. Zapisz stan odruchu prostowania dla każdej myszy i przeskanuj każdą mysz w poszukiwaniu danych o temperaturze. Rekord szablonu przedstawiono w tabeli 1.
  4. Zwiększać stężenie izofluranu o ~0,05% przez 15 minut i powtórzyć krok 7.2. Kontynuuj to, aż wszystkie zwierzęta stracą odruch prostowania.
  5. Fakultatywnie: powtórzyć tę samą procedurę dla stopniowego zmniejszania dawek izofluranu, aż wszystkie zwierzęta odzyskają odruch prostowania (patrz krok 6.3).
  6. Aby zakończyć eksperyment, wyłącz izofluran i przepłucz cały układ 100% tlenem przez 15 minut. Pomoże to zapobiec niedotlenieniu, gdy myszy dojdą do siebie przed powrotem do klatek domowych i ochroni eksperymentatora przed ekspozycją na środek znieczulający.
  7. Opcjonalnie: jeśli liczba zwierząt lub liczba stężeń środka znieczulającego są ograniczone ze względu na ograniczenia dotyczące zasobów lub czasu, oszacowania parametrów dopasowania krzywej – w szczególności nachylenia wzgórza – mogły być niedoszacowane, co skutkuje fałszywie niskim błędem. W takich przypadkach może być konieczne powtórzenie pomiaru czułości znieczulenia opisanego w krokach 6.1-6.6 w ciągu maksymalnie dwóch dodatkowych dni doświadczalnych, aby w pełni uzyskać rzeczywisty parametr nachylenia wzgórza i odpowiadające mu oszacowanie błędu.

7. Oceń krótkoterminowe zmiany wrażliwości na środki znieczulające wraz z czasem do pojawienia się

  1. Umieść każde zwierzę w indywidualnych komorach, w których przepływa 100% tlenu.
  2. Ustawić stężenie izofluranu na 1,2%, co odpowiada indukcji ED99 dla myszy C57BL / 6J typu dzikiego20. Utrzymać przez 30-60 minut, w zależności od przewidywanego czasu działania ostrej interwencji.
  3. Potwierdź LORR u wszystkich zwierząt, delikatnie obracając każdą komorę, aż myszy zostaną umieszczone na grzbietach.
  4. Wyłącz izofluran i płyń 100% tlenu. Zmierz czas, po którym każde zwierzę odzyska odruch prostowania. Jest to definiowane przez ułożenie wszystkich czterech łap na dnie komory i potwierdzane przez obecność trzech kolejnych testów z nienaruszonym odruchem prostującym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 1 pokazuje użyteczność krokowego testu LORR do określania długoterminowych efektów interwencji farmakologicznej. Kwas ibotenowy (IBA) jest agonistą receptora glutaminergicznego N-metylo-D-asparaginianu (NMDA), który jest często stosowany jako ekscytotoksyna w celu wywołania trwałych zmian w neuronach. Tutaj wstrzyknęliśmy 10 nl 1% IBA obustronnie do brzuszno-bocznego obszaru przedwzrokowego (VLPO) myszy C57BL / 6J na tydzień przed testem. Większość neuronów w tym jądrze wykazuje niskie tempo wypa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż ocena LORR u pojedynczej myszy jest pozornie prostym zadaniem, to jednak konieczne jest utrzymanie identycznych warunków fizjologicznych u badanych w celu zebrania wiarygodnych danych od grupy zwierząt. Prezentowana tutaj ściśle regulowana aparatura LORR o dużej wydajności oferuje sposób na standaryzację eksperymentów i maksymalizację wydajności. Postępując zgodnie z podstawowymi zasadami termoregulacji i równomiernego rozkładu przepływu, system ten można łatwo odtworzyć i dostosować do indywidualnych potrzeb eks...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez R01 GM088156 i T32 HL007713-18. Chcielibyśmy podziękować Billowi Pennie i Michaelowi Carmanowi z University of Pennsylvania Research Instrumentation Shop za ich pomoc w montażu naszego aparatu do odruchu prostego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Nazwa firmy odczynnikowejNumer katalogowyKomentarze
TlenAirgasOX300
IzofluranButler ScheinMożna zastąpić dowolnym lotnym środkiem znieczulającym, który Cię
Nazwa materiałuFirma Numer katalogowyKomentarze
Przepływomierz masowy - 10 SLPMOmega EngineeringFMA-A2309
Przepływomierz masowy - 500 SCCMOmega EngineeringFMA-A2305
Analizator środka znieczulającego / wskaźnik gazuAM BickfordFI-21 Riken
Pompa wody grzewczejFisher Scientific13-874-175
Transpondery temperaturyBMDSIPTT-300
Czytnik temperatury RFBMDSDAS-6007
interesuje

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Meyer, H. H. Zur theorie der alkoholnarkose. I. Mittheilung. Welche Eigenschaft der An#228;sthetica bedingt ihre narkotische Wirkung? Naunyn Schmiedebergs Arch. Exp. Pathol. Pharmakol. 42, 109-137 Forthcoming.
  2. Overton, C. E. Studien über die Narkose: Zugleich ein Beitrag zur allgemeinen Pharmakologie. , Fischer. Jena. (1901).
  3. Bignall, K. E. Ontogeny of levels of neural organization: the righting reflex as a model. Exp. Neurol. 3 (3), 566-573 (1974).
  4. Franks, N. P. General anaesthesia: from molecular targets to neuronal pathways of sleep and arousal. Nat. Rev. Neurosci. 9 (5), 370-386 (2008).
  5. Smith, W. Responses of laboratory animals to some injectable anaesthetics. Lab. Anim. 27 (1), 30-39 (1993).
  6. Schernthaner, A., Lendl, C., Busch, R., Henke, J. Clinical evaluation of three medetomidine--midazolam--ketamine combinations for neutering of ferrets (Mustela putorius furo)]. Berliner und Münchener tierärztliche Wochenschrift. 121 (1-2), 1-10 (2008).
  7. Mohammad, F. K., Zangana, I. K., Abdul-Latif, A. R. Medetomidine sedation in sheep. Zentralblatt für Veterinärmedizin. Reihe A. 40 (5), 328-331 (1993).
  8. Nicholls, E. A., Louie, G. L., Prokocimer, P. G., Maze, M. Halothane anesthetic requirements are not affected by aminophylline treatment in rats and dogs. Anesthesiology. 65 (6), 637-641 (1986).
  9. Tung, A., Szafran, M. J., Bluhm, B., Mendelson, W. B. Sleep Deprivation Potentiates the Onset and Duration of Loss of Righting Reflex Induced by Propofol and Isoflurane. Anesthesiology. 97 (4), 906-911 (2002).
  10. Pal, D., et al. Determination of Minimum Alveolar Concentration for Isoflurane and Sevoflurane in a Rodent Model of Human Metabolic Syndrome. Anesth. 2 (2), 297-302 (2012).
  11. Eger, E. I., Saidman 2nd,, J, L., Brandstater, B. Temperature dependence of halothane and cyclopropane anesthesia in dogs: correlation with some theories of anesthetic action. Anesthesiology. 26 (6), 764-770 (1965).
  12. Vitez, T. S., White, P. F., Eger, E. I. 2nd Effects of hypothermia on halothane MAC and isoflurane MAC in the rat. Anesthesiology. 41 (1), 80-81 (1974).
  13. Antognini, J. F. Hypothermia eliminates isoflurane requirements at 20 degrees C. Anesthesiology. 78 (6), 1152-1156 (1993).
  14. McKenzie, J. D., et al. Effects of temperature on the anaesthetic potency of halothane, enflurane and ethanol in Daphnia magna (Cladocera: Crustacea). Comp. Biochem. Physiol. C. 101 (1), 15-19 (1992).
  15. Icaza, E. E., et al. Isoflurane-Induced Changes in Righting Response and Breathing are Modulated by RGS Proteins. Anesth. Analg. 109 (5), 1500-1505 (2009).
  16. Drexler, B., Antkowiak, B., Engin, E., Rudolph, U. Identification and characterization of anesthetic targets by mouse molecular genetics approaches. Can. 2 (2), 178-190 (2011).
  17. Wafford, K. A., et al. Differentiating the role of gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptor subtypes. Biochem. 32 (Pt3), 553-556 (2004).
  18. Lakhlani, P. P., et al. Substitution of a mutant α2a-adrenergic receptor via "hit and run" gene targeting reveals the role of this subtype in sedative, analgesic, and anesthetic-sparing responses in. Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (18), 9950-9955 (1997).
  19. Sonner, J. M., Gong, D., Eger, E. I. Naturally Occurring Variability in Anesthetic Potency Among Inbred Mouse Strains. Anesth. 91 (3), 720-726 (2000).
  20. Sun, Y., et al. High throughput modular chambers for rapid evaluation of anesthetic sensitivity. BMC Anesthesiol. 6 (1), 13(2006).
  21. Hu, F. Y., et al. Hypnotic Hypersensitivity to Volatile Anesthetics and Dexmedetomidine in Dopamine β-Hydroxylase Knockout Mice. Anesthesiology. , (2012).
  22. Kelz, M. B., et al. An essential role for orexins in emergence from general anesthesia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (4), 1309-1314 (2008).
  23. Moore, J. T., et al. Direct Activation of Sleep-Promoting VLPO Neurons by Volatile Anesthetics Contributes to Anesthetic Hypnosis. Curr. 22 (21), 2008-2016 (2012).
  24. Kirby, E. D., Jensen, K., Goosens, K. A., Kaufer, D. Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat. J. Vis. Exp. (65), e4079(2012).
  25. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J. Vis. Exp. (67), e2771(2012).
  26. Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents. J. Vis. Exp. (20), e880(2008).
  27. Szymusiak, R., Alam, N., Steininger, T. L., McGinty, D. Sleep-waking discharge patterns of ventrolateral preoptic/anterior hypothalamic neurons in rats. Brain Res. (1-2), 178-188 (1998).
  28. Nelson, L. E., et al. The sedative component of anesthesia is mediated by GABAA receptors in an endogenous sleep pathway. Nat. Neurosci. 5 (10), 979-984 (2002).
  29. Li, K. Y., Guan, Y., Krnjević, K., Ye, J. H. Propofol Facilitates Glutamatergic Transmission to Neurons of the Ventrolateral Preoptic Nucleus. Anesthesiology. 111 (6), 1271-1278 (2009).
  30. Friedman, E. B., et al. A Conserved Behavioral State Barrier Impedes Transitions between Anesthetic-Induced Unconsciousness and Wakefulness: Evidence for Neural Inertia. PLoS ONE. 5 (7), e11903(2010).
  31. Lu, J., Greco, M. A., Shiromani, P., Saper, C. B. Effect of lesions of the ventrolateral preoptic nucleus on NREM and REM sleep. J. Neurosci. 20 (10), 3830-3842 (2000).
  32. Sun, X., Whitefield, S., Rusak, B., Semba, K. Electrophysiological analysis of suprachiasmatic nucleus projections to the ventrolateral preoptic area in the rat. Eur. J. Neurosci. 14 (8), 1257-1274 (2001).
  33. Ma, J., Shen, B., Stewart, L. S., Herrick, I. A., Leung, L. S. The septohippocampal system participates in general anesthesia. J. Neurosci. 22 (2), RC200(2002).
  34. Leung, L. S., Ma, J., Shen, B., Nachim, I., Luo, T. Medial septal lesion enhances general anesthesia response. Exp. Neurol. , (2013).
  35. Solt, K., et al. Methylphenidate Actively Induces Emergence from General Anesthesia. Anesthesiology. 115 (4), 791-803 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Utrata odruchu prostowaniatest indukcji stopniowejtest czasu wybudzeniakomory anestezyjnekontrola przep ywu gazumonitorowanie temperaturymodel mysiekspozycja na izofluran

Powiązane artykuły