Artykuł metodologiczny

Metoda systematycznej oceny elektrochemicznej i elektrofizjologicznej elektrod rejestrujących działanie neuronów

DOI:

10.3791/51084

⸱

3 marca 2014

 ,  ,  , 
1School of Psychological Science, La Trobe University, 2Intelligent Polymer Research Institute, University of Wollongong, 3ARC Centre of Excellence for Electromaterials Science, 4Health Innovations Research Institute, College of Science, Engineering, and Health, RMIT University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Różne powłoki elektrod wpływają na wydajność rejestracji neuronowej poprzez zmiany właściwości elektrochemicznych, chemicznych i mechanicznych. Porównanie elektrod in vitro jest stosunkowo proste, jednak porównanie odpowiedzi in vivo jest zwykle skomplikowane ze względu na różnice w odległości między elektrodami a neuronami oraz między zwierzętami. Ten artykuł zawiera solidną metodę porównywania elektrod do rejestracji neuronowej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nowe materiały i projekty implantów neuronowych są zazwyczaj testowane oddzielnie, z demonstracją wydajności, ale bez odniesienia do innych cech implantu. Uniemożliwia to racjonalny wybór konkretnego implantu jako optymalnego dla konkretnego zastosowania i opracowanie nowych materiałów w oparciu o najbardziej krytyczne parametry wydajności. Ten artykuł rozwija protokół dla in vitro i in vivo testowanie neuronowych elektrod rejestrujących. Zalecane parametry do badań elektrochemicznych i elektrofizjologicznych są dokumentowane wraz z omówionymi kluczowymi krokami i potencjalnymi problemami. Metoda ta eliminuje lub zmniejsza wpływ wielu błędów systematycznych występujących w prostszych paradygmatach testowania in vivo, zwłaszcza różnic w odległości między elektrodami a neuronami oraz między modelami zwierzęcymi. Rezultatem jest silna korelacja między krytycznymi badaniami in vitro i in vivo odpowiedzi, takie jak impedancja i stosunek sygnału do szumu. Protokół ten można łatwo dostosować do testowania innych materiałów i konstrukcji elektrod. Techniki in vitro można rozszerzyć na dowolną inną metodę nieniszczącą w celu określenia dalszych ważnych wskaźników wydajności. Zasady stosowane w podejściu chirurgicznym w ścieżce słuchowej można również modyfikować do innych obszarów nerwowych lub tkanek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Implanty neuronowe są coraz częściej wykorzystywane do badań, kontroli protetyki i leczenia zaburzeń takich jak choroba Parkinsona, epilepsja i utrata czucia1,2. Pomiar i/lub kontrolowanie zarówno składu chemicznego, jak i elektrycznego mózgu jest podstawą wszystkich implantów neuronowych. Jednak ważne jest, aby stosować leczenie tylko wtedy, gdy tkanka nerwowa jest w nieprawidłowym stanie, aby zmniejszyć skutki uboczne3. Na przykład, głębokie stymulatory mózgu do leczenia padaczki powinny aplikować impuls elektryczny do mózgu tylko podczas napadu. Niektóre działania niepożądane mogą obejmować dystonię, utratę pamięci, dezorientację, upośledzenie funkcji poznawczych, halucynacje, depresję lub działanie przeciwdepresyjne3,4. W wielu urządzeniach system zamkniętej pętli jest zatem niezbędny do rejestrowania aktywności elektrycznej i wyzwalania stymulacji w przypadku wykrycia nieprawidłowego stanu. Elektrody rejestrujące są również Służy do kontroli wyrobów protetycznych. Bardzo ważne jest, aby rejestrować docelową aktywność neuronalną z najwyższym możliwym stosunkiem sygnału do szumu, aby uzyskać jak najdokładniejsze wyzwalanie i sterowanie urządzeniem. Duży stosunek sygnału do szumu jest również wysoce pożądany w zastosowaniach badawczych, ponieważ można uzyskać bardziej wiarygodne dane, co skutkuje mniejszą liczbą wymaganych obiektów testowych. Pozwoli to również na lepsze zrozumienie mechanizmów i ścieżek zaangażowanych w stymulację neuronalną i rejestrację.

Po umieszczeniu implantu neuronowego w mózgu, uruchamiana jest odpowiedź immunologiczna5,6. Przebieg reakcji jest zazwyczaj podzielony na fazy ostre i przewlekłe, z których każda składa się z różnych procesów biologicznych7. Odpowiedź immunologiczna może mieć dramatyczny wpływ na wydajność implantu, taki jak izolacja elektrod od docelowych neuronów poprzez zamknięcie w bliznę glejową lub chemiczną degradację implantu Materiały 8. Może to zmniejszyć stosunek sygnału do szumu elektrody rejestrującej i moc wyjściową elektrody stymulującej oraz prowadzić do awarii elektrody9. Staranny wybór konstrukcji i materiałów implantu jest niezbędny, aby zapobiec awarii przez cały okres użytkowania implantu.

Ostatnio opracowano wiele różnych materiałów i projektów implantów, aby poprawić stosunek sygnału do szumu i stabilność implantu do rejestracji neuronowej. Materiały elektrodowe obejmowały platynę, iryd, wolfram, tlenek irydu, tlenek tantalu, grafen, nanorurki węglowe, domieszkowane polimery przewodzące, a ostatnio także hydrożele. Testowane materiały podłoża obejmują również krzem, tlenek krzemu, azotek krzemu, jedwab, teflon, poliimidem i silikonem. Badano również różne modyfikacje elektrod przy użyciu powłok takich jak laminina, neurotrofiny lub samoorganizujące się monowarstwy oraz zabiegi z wykorzystaniem technik elektrochemicznych, plazmowych i optycznych. Projekty implantów mogą być 1-, 2- lub 3-wymiarowe, przy czym elektrody zazwyczaj znajdują się na końcu sondy izolacyjnej lub wzdłuż krawędzi trzonka w przypadku elektrod penetrujących lub w dwuwymiarowym układzie w przypadku implantów powierzchniowych kory mózgowej. Niezależnie od elektrody projekt lub materiał, wcześniejsza literatura zazwyczaj wykazywała wydajność nowego implantu bez odniesienia do innych konstrukcji implantów. Uniemożliwia to systematyczną ocenę ich właściwości.

Ten protokół dostarcza metody porównywania różnych materiałów elektrodowych za pomocą szeregu technik analitycznych i elektrofizjologicznych. Jest on oparty na niedawno opublikowanym artykule, w którym porównano 4 różne domieszkowane powłoki polimerowe (polipirol (Ppy) i poli-3,4-etylenodioksytiofen (PEDOT) domieszkowany siarczanem (SO4) lub para-sulfonianem toluenu (pTS)) oraz 4 różne grubości powłok10 . W artykule tym stwierdzono, że jeden materiał, PEDOT-pTS o czasie osadzania wynoszącym 45 sekund, miał najwyższy stosunek sygnału do szumu i liczbę impulsów przy najmniejszym szumie tła oraz że parametry te zależały od impedancji elektrody. PEDOT-pTS wykazywał również lepszą ostrą biostabilność w porównaniu z innymi domieszkowanymi polimerami przewodzącymi i gołymi elektrodami irydowymi. Protokół pozwala na określenie i wykorzystanie krytycznych parametrów kontrolujących stosunek sygnału do szumu i stabilność jeszcze bardziej poprawić wydajność neuronowych elektrod rejestrujących.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół został zatwierdzony przez komisje ds. etyki zwierząt Uniwersytetu La Trobe (09-28P) i RMIT University (1315).

1. Przygotowanie elektrod i wstępne badania in vitro

  1. Przygotować roztwory do osadzania powłok elektrodowych, na przykład 10 mM 3,4-etylenodioksytiofenu (EDOT) i 0,1 M para-toluenu sulfonianu sodu (Na2pTS) w celu wytworzenia poli-3,4-etylenodioksytiofenu-pTS (PEDOT-pTS).
  2. Podłącz układ elektrod do potencjostatu.
  3. Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze do osadzania i clamp na miejscu.
  4. Umieścić przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze do osadzania i podłączyć do potencjostatu.
  5. Za pomocą potencjostatu nałóż powłoki na żądane elektrody. Warunki osadzania (potencjał, prąd i czas) będą się różnić w zależności od pożądanych powłok. W przypadku powłok PEDOT-pTS zastosowano przyłożony potencjał 1 V przez 15, 30, 45 lub 60 sekund. Cztery elektrody na matrycy powinny być pokryte powłoką w konfiguracji naprzemiennej (rysunek 1).
  6. Wyjmij matrycę elektrod z roztworu do osadzania i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.
  7. W razie potrzeby powtórz procedurę powlekania z innymi materiałami.
  8. Przygotować roztwór do badań in vitro (0,3 M fosforan di-sodowy (Na2HPO4) w wodzie dejonizowanej).
  9. Podłącz układ elektrod do potencjostatu.
  10. Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.
  11. Umieścić przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłączyć do potencjostatu.
  12. Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.
  13. Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.
  14. Wykonaj wszelkie inne pożądane analizy, takie jak mikroskopia optyczna.
  15. Przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniom i degradacji powierzchni elektrod.

2. Implantacja elektrod

  1. Zważ szczura.
  2. Wstrzyknąć uretan (20% w/v w wodzie destylowanej, 1,3 g/kg i.p.) w celu znieczulenia nieodzyskiwalnego.
  3. Upewnij się, że znieczulenie rozpocznie się, testując pod kątem odruchu wycofania palca u nogi. Jeśli znieczulenie nie jest wystarczające, należy podać dodatkowe dawki uretanu (0,3 g/kg i.p.).
  4. Nałóż lubrykant do oczu, a następnie ogol głowę zwierzęcia.
  5. Umieścić zwierzę w pozycji leżącej na płytce homeotermicznej i włożyć sondę doodbytniczą (37,5 °C).
  6. Umieść jedną listwę uszną w przybliżonej oczekiwanej pozycji końcowej w ramce stereotaktycznej, a następnie dostosuj zwierzę do ustawienia paska słuchowego w zewnętrznym przewodzie akustycznym.
  7. Dopasuj drugą listwę nauszną do przeciwległego zewnętrznego przewodu akustycznego. Przesuń zwierzę w nausznikach, aby zrównać się z uchwytem na zęby.
  8. Za pomocą kleszczy do zębów szczura otwórz szczękę zwierzęcia, zaczep górne siekacze o uchwyt zęba i zaciśnij nos na miejscu.
  9. Wykonać nacięcie w skórze głowy, około 1 mm na prawo od linii środkowej i od 10 mm rostralu do 10 mm ogona lambda.
  10. Wycofaj skórę i mięsień bocznie z nacięcia, aby odsłonić kości ciemieniowe i międzyciemieniowe Używając 20% roztworu nadtlenku wodoru i gaziku, wyszoruj powierzchnię odsłoniętej kości.
  11. Wywierć otwór o średnicy około 3mm2 w kości międzyciemieniowej, jak najbliżej lambdy i linii środkowej, a następnie wyjmij korek kostny. Za pomocą sterylnej soli fizjologicznej przepłucz otwór, aby usunąć kurz kostny lub fragmenty, które mogą uszkodzić elektrodę.
  12. Za pomocą nożyczek wyciąć poniżej karku szyi i utworzyć wgłębienie. Owiń drut Ag/AgCl watą, nasącz go solą fizjologiczną, a następnie włóż elektrodę referencyjną do wnęki.
  13. Wykonaj nacięcie opony twardej w płaszczyźnie strzałkowej za pomocą końcówki igły.
  14. Przymocuj matrycę elektrod do manipulatora elektrod i wyreguluj jej położenie nad otworem pod kątem 19° rostro-ogonowym. Ręcznie włóż elektrodę około 2 mm do mózgu w kierunku dolnego wzgórka.
  15. Przymocuj głośnik do lewego pustego paska na ucho.
  16. Upewnij się, że amplifier jest włączony. Następnie sprawdź znieczulenie zwierzęcia przed uszczelnieniem komory nagrywającej.

3. Testy in vivo

  1. Dostarczaj impulsy białego szumu (szum rozproszony Gaussa, 1-44 kHz; czas narastania i opadania 10 ms) i monitoruj aktywność na każdej elektrodzie. Maksymalna szybkość, z jaką powinny być dostarczane impulsy, to jedna seria co 200 ms.
  2. Korzystając z mikronapędu z napędem silnikowym, powoli wkładaj układ elektrod, aż aktywność sterowana akustycznie zostanie zarejestrowana na 3 najbardziej dystalnych elektrodach na każdym trzpieniu (liczba i położenie elektrod rejestrujących aktywność może się różnić w zależności od umieszczenia elektrody lub konstrukcji elektrody).
  3. Wykonaj protokół stymulacji akustycznej, używając 300 powtórzeń wybuchów białego szumu o długości 50 ms (szum rozproszony Gaussa, 1-44 kHz; czas narastania-opadania 10 ms) z częstotliwością powtarzania 1 sekundy przy 70 dB i rejestruj aktywność wieloczęściową na każdej elektrodzie (częstotliwość próbkowania 24,4 kHz).
  4. Powoli włóż układ elektrod kolejne 200 μm do układu scalonego, aby ustawić każdą elektrodę mniej więcej w tej samej pozycji, co bardziej dystalna elektroda od początkowej pozycji zapisu.
  5. Powtórz protokół stymulacji akustycznej i nagrywania neuronowego.
  6. Kontynuuj wprowadzanie zestawu elektrod w krokach co 200 μm i wykonywanie protokołu stymulacji akustycznej i rejestracji neuronalnej, aż wszystkie elektrody zarejestrują aktywność sterowaną akustycznie z co najmniej 3 pozycji (zwykle łącznie 8-12 pozycji elektrod).
  7. Wycofaj matrycę elektrod w krokach co 200 μm i kontynuuj wykonywanie protokołu stymulacji akustycznej i rejestracji neuronowej, aż do osiągnięcia początkowej pozycji układu elektrod.
  8. Ostrożnie wsuń ręcznie matrycę elektrod.
  9. Wstrzyknąć nadmiar pentobarbitonu sodu (Lethobarb; 200 mg/kg i.p.) w celu eutanazji zwierzęcia.
  10. Delikatnie przepłucz matrycę elektrod wodą destylowaną. Następnie przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniu i degradacji powierzchni elektrod.

4. Badania in vitro po implantacji

  1. Delikatnie przepłucz układ elektrod wodą destylowaną, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia.
  2. Podłącz układ elektrod do potencjostatu.
  3. Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.
  4. Umieść przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłącz do potencjostatu.
  5. Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.
  6. Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.
  7. Umieść układ elektrod w enzymatycznym roztworze czyszczącym na 24 godziny.
  8. Wyjmij matrycę elektrod z roztworu i spłucz wodą destylowaną.
  9. Podłącz układ elektrod do potencjostatu.
  10. Ostrożnie umieść matrycę elektrod w roztworze testowym i clamp na miejscu.
  11. Umieść przeciwelektrodę z siatki platynowej i elektrodę odniesienia Ag/AgCl w roztworze testowym i podłącz do potencjostatu.
  12. Za pomocą potencjostatu należy przeprowadzić sekwencyjną elektrochemiczną spektroskopię impedancji impedancyjnej (EIS) (przesunięcie potencjału 0 V, amplituda 10 mV, zakres częstotliwości 10-100 000 Hz) i woltamperometrię cykliczną (1 cykl, zakres potencjału od 0,8 do -0,8 V, szybkość skanowania 100 mV/s) na wszystkich elektrodach. Nietestowane elektrody są utrzymywane w stanie spoczynku, a między każdym testem stosuje się cichy czas 1 sekundy. Wszystkie 32 elektrody są w kontakcie z roztworem przez całą sesję testową 1 godz.
  13. Wyjmij matrycę elektrod z roztworu testowego i delikatnie spłucz wodą dejonizowaną.
  14. Przechowuj sondy w suchym pojemniku ochronnym, aby zapobiec uszkodzeniom i degradacji powierzchni elektrod.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Typowy układ elektrod używany w tym eksperymentalnym protokole jest pokazany na rysunku 1. Na 4 trzonkach znajdują się 32 elektrody irydowe o nominalnej powierzchni geometrycznej 413 μm2 i skoku 200 μm. Co druga elektroda na tablicy została pokryta jedną z czterech różnych powłok elektrod, oznaczonych jako 1-4. Materiały powłokowe zostały starannie dobrane ze względu na ich chemiczną, właściwości mechaniczne i elektrochemiczne. Jak wspomniano wcześniej10, wydłużon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten zapewnia metodę porównywania powłok elektrod rejestrujących neurony w obrębie jednego zwierzęcia. Zastosowana konstrukcja elektrody jest idealna do implantacji do wzgórka dolnego szczura (IC), o wymiarach o podobnej skali. Zmiany tej elektrody, takie jak większa przestrzeń między trzonkami, zapobiegłyby jednoczesnemu przebywaniu wszystkich trzonków w układzie scalonym szczura, podczas gdy dłuższe trzonki i większy odstęp między elektrodami zwiększają ryzyko, że końcówki trzpienia zetkną się z podstawą czasz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie Australijskiej Rady ds. Badań Naukowych za pośrednictwem Centrum Doskonałości Nauki o Elektromateriałach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Programowalny tłumikTDTPA5Steruje amplitudą sygnału akustycznego na różnych częstotliwościach
Elektrostatyczny sterownik głośnikowyTDTED1Napędza głośniki elektrostatyczne (EC1)
Sprzężony głośnik elektrostatycznyTDTEC1Dostarcza dźwięk do zwierzęcia
Stacja bazowa przetwarzaniaTDTRZ2Rejestruje aktywność neuronalną z układu elektrod (za pomocą przedwzmacniacza PZ2)
PrzedwzmacniaczTDTPZ2-256256-kanałowy przedwzmacniacz o wysokiej impedancji
Procesor wielofunkcyjnyTDTRX6Służy do generowania bodźców akustycznych
Elektroda wielokanałowaNeuroNexus TechnologiesA4 &; 8– 5mm-200-200-4134-trzpieniowy 32-kanałowy układ elektrod
PotencjostatCH InstrumentsCHI660BOsadza powłoki elektrod i wykonuje cykliczną woltamperometrię i EIS (używany z CHI684)
MultiplekserCH InstrumentsCHI684Przełącza się między elektrodami na potencjostacie
Fosforan disodowyFluka71644Stosowany w roztworze badanym
3,4- Etylenodioksytiofen (EDOT)Sigma Aldrich483028Materiał do powlekania elektrody
sulfonian para-toluenu (Na2pTS)Sigma Aldrich152536Materiał do powlekania elektrody
UretanSigma AldrichU2500Służy do znieczulania zwierzęcia
Elektroda srebrowa/chlorkowo-srebrnaCH InstrumentsCHI111Służy do testowania elektrody in vitro
Platynowa elektrodaCH InstrumentsMW4130Służy do testowania elektrody in vitro
Motorized microdriveSutter InstrumentsDR1000Do kontrolowania położenia matrycy elektrod podczas operacji
Enzymatyczny środek czyszczącyAdvanced Medical OpticsUltrazymeOczyszcza białko z układu elektrod po implantacji
Obudowa akustycznaTMC Ametek83-501Izoluje zwierzę od hałasu akustycznego i elektrycznego
Rama stereotaktycznaDavid Kopf Instruments1430Zabezpiecza i pozycjonuje zwierzę
Regulator temperaturyWorld Precision InstrumentsATC1000Kontroluje temperaturę zwierzęcia
Wiertło do kościKaVo DentalK5PlusSłuży do wykonywania kraniektomii
AspiratorFlaemSuction proSłuży do wykonywania kraniektomii

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).
  2. Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants. J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).
  3. Perlmutter, J. S., Mink, J. W. Deep Brain Stimulation. Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).
  4. Weaver, F. M., et al. Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease. J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).
  5. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).
  6. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J. Neural Eng. 6, (2009).
  7. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).
  8. Rousche, P. J., Normann, R. A. Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex. J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).
  9. Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex. Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).
  10. Harris, A. R., et al. Conducting polymer coated neural recording electrodes. J. Neural Eng. 10, (2013).
  11. Bard, A. J., Faulkner, L. R. Electrochemical Methods. , Wiley. (2001).
  12. Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film. J. Neural Eng. 3, 59 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Badania elektrochemicznebadania in vitrobadania in vivoimpedancja elektrodystosunek sygna u do szumubiostabilno elektrodypow oki z polimer w przewodz cychostra rejestracja sygna w neuronalnych

Powiązane artykuły