Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.
Artykuł metodologiczny
Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ortotopowy rak pęcherza moczowego Ksenoprzeszczepy są złotym standardem do badania molekularnych manipulacji komórkowych i nowych środków terapeutycznych in vivo. Odpowiednie linie komórkowe są inokulowane albo przez wkraplanie dopęcherzowe (model nieinwazyjnego wzrostu mięśni), albo przez wstrzyknięcie śródścienne w ścianę pęcherza moczowego (model wzrostu inwazyjnego). Obie procedury są skomplikowane i bardzo czasochłonne. Dodatkowo model powierzchowny ma swoje wady wynikające z braku linii komórkowych, które są rakotwórcze po wkropleniu. Z drugiej strony wstrzyknięcie śródścienne jest zakłócone przez inwazyjność zabiegu i związaną z nim zachorowalność na mysz gospodarza.
Mając na uwadze te niedociągnięcia, zmodyfikowaliśmy poprzednie metody, aby opracować minimalnie inwazyjne podejście do tworzenia ksenoprzeszczepów ortotopowego raka pęcherza moczowego. Pod kontrolą ultrasonograficzną z powodzeniem przeprowadziliśmy przezskórną inokulację linii komórkowych raka pęcherza moczowego UM-UC1, UM-UC3 i UM-UC13 do 50 atymicznym aktem. Udało nam się wykazać, że takie podejście jest efektywne czasowo, precyzyjne i bezpieczne. Dzięki tej technice początkowo tworzy się przestrzeń pod błoną śluzową pęcherza moczowego z PBS, a następnie komórki nowotworowe są wstrzykiwane do tej przestrzeni w drugim etapie. Wzrost guza jest monitorowany w regularnych odstępach czasu za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i ultradźwięków. Średnia objętość guza stale rosła u wszystkich z wyjątkiem jednej z naszych 50 myszy w okresie badania.
W naszej instytucji to nowatorskie podejście, które pozwala na szczepienie ksenoprzeszczepem raka pęcherza moczowego w minimalnie inwazyjny, szybki i bardzo precyzyjny sposób, zastąpiło tradycyjny model.
Wprowadzenie
Badania nad rakiem opierają się na zwierzęcych modelach ludzkiego raka wykorzystujących linie komórkowe pochodzące z guzów pacjentów, aby pogłębić nasze zrozumienie biologii nowotworów. W przypadku analizy wzrostu in vivo przy użyciu różnych strategii leczenia mysie ortotopowe modele raka pęcherza moczowego pozostają standardem odniesienia1,2. Inokulacja ludzkich komórek raka pęcherza moczowego u myszy z obniżoną odpornością (model ksenoprzeszczepu) opiera się na wkropleniu dopęcherzowym ("model dopęcherzowy")3,4,5 lub bezpośrednim wstrzyknięciu w ścianę pęcherza moczowego ("model śródścienny")6,7. Obie techniki można również stosować u szczurów8,9.
Wkraplanie dopęcherzowe powoduje powstawanie guzów na powierzchni nabłonka moczowego pęcherza, które następnie są podatne na późniejsze dopęcherzowe wkroplenie nowych środków leczniczych. Jednak liczba linii komórkowych, które są niezawodnie rakotwórcze, gdy są dostarczane tą metodą, jest ograniczona, a ostatnio wykazano, że jedna z tych linii komórkowych, KU7, to HeLa4,10. Wkraplanie dopęcherzowe jest również czasochłonne ze względu na niezbędny czas przebywania i często indukuje wzrost guza w sąsiednich elementach dróg moczowych, w tym w cewce moczowej, moczowodu i miedniczce nerkowej11. Ponadto wkraplanie dopęcherzowe często prowadzi do wzrostu guza na dnie pęcherza moczowego, gdzie moczowody dostają się do pęcherza, co może powodować niedrożność górnych dróg moczowych i współistniejącą niewydolność nerek.
Pierwotne inwazyjne ksenoprzeszczepy raka pęcherza moczowego, które nadają się do leczenia ogólnoustrojowego, są tworzone przez bezpośrednie wstrzyknięcie komórek nowotworowych do ściany pęcherzamoczowego 12. Chociaż w tym modelu wiele linii komórkowych rośnie prawidłowo, jego ograniczeniem jest inwazyjność modelu związana z koniecznością wykonania nacięcia brzucha13. Model ten jest również trudny do nauczenia się ze względu na techniczną trudność precyzyjnego wstrzykiwania komórek w ścianę mięśniową pęcherza moczowego.
Nowatorskie podejście do tworzenia ortotopowych pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka pęcherza moczowego u myszy zostało opracowane w naszym dziale w celu rozwiązania istniejących niedociągnięć "modelu wewnątrzściennego". Udało nam się zoptymalizować przezskórne, sterowane ultradźwiękami wstrzykiwanie komórek raka pęcherza moczowego do przedniej ściany pęcherza, dzięki czemu ta nowatorska technika z powodzeniem zastąpiła ustalony model inwazyjny. Co więcej, potencjalnie zwiększyliśmy dokładność i odtwarzalność "modelu stacjonarnego".
Protokół
Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami (CCAC). Protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu Kolumbii Brytyjskiej (numer protokołu: A10-0192).
1. Przygotowanie linii komórkowych
- Potwierdź tożsamość odpowiednich linii komórkowych ludzkiego raka pęcherza moczowego za pomocą odcisku palca DNA7.
- Do analizy wzrostu guzów ksenoprzeszczepu za pomocą bioluminescencji, transfekcyjnych linii komórkowych z konstruktem lentiwirusowym przenoszącym gen lucyferazy świetlika3.
- Rozmrozić i rozmrozić istniejące linie komórkowe w zmodyfikowanej pożywce Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze 5% CO2 . Komórki należy przechodzić co najmniej 3 razy, ale unikać czasu hodowli przekraczającego 3 miesiące.
2. Przygotowanie zawiesiny komórek
- Rozmrozić Matrigel. Utrzymuj temperaturę poniżej 4 °C, aby uniknąć zwiększenia lepkości żelu.
- Trypsynizuj komórki przy zbiegu 70% i zawieszaj w normalnej pożywce wzrostowej.
- Policz liczbę komórek za pomocą hemocytometru lub automatycznego licznika komórek.
- Wirować zawiesinę komórek przez 5 minut w temperaturze 200 x g. Usunąć supernatant.
- Dodać odpowiednią objętość DMEM (10% FBS) i Matrigel (stosunek 1:1) w celu osiągnięcia pożądanego stężenia komórek, które jest zależne od wykorzystywanej linii komórkowej i pożądanej kinetyki wzrostu (8-15 x 106/ml). Wstrzyknięta objętość zawiesiny komórek nowotworowych wyniesie 40 μl.
- Dobrze wymieszać, pipetując w górę i w dół (P1000), unikając tworzenia się pęcherzyków powietrza w zawiesinie.
3. Przygotowanie zwierząt
Uwaga: Ze względu na potencjalną potrzebę przezcewkowego cewnikowania w kroku 4.7, samice myszy są preferowaną płcią w tym modelu zwierzęcym.
- Myszy domowe zgodnie z instytucjonalnymi i krajowymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Uzyskanie zgody komisji bioetycznej na wszystkie eksperymenty z udziałem myszy.
- Znieczulij myszy 3% mieszaniną izofluranu i tlenu. Potwierdź prawidłowe znieczulenie zwierząt (np. brak reakcji na szczypanie palców u stóp).
4. Konfiguracja eksperymentalna
- Wytnij stabilizację pęcherza moczowego z dowolnego rodzaju płaskiego, sztywnego tworzywa sztucznego [Rysunek 2 I]. Dokładnie sprawdź pasek i usuń wszelkie ostre krawędzie przed nałożeniem na myszy.
- Zamontuj zwierzę na podgrzewanym stole do obrazowania [Rysunek 1 I] platformy do obrazowania małych zwierząt z ciągłym monitorowaniem parametrów życiowych. Przymocuj kończyny dolne za pomocą gumki recepturki [Rysunek 1 III].
- Zdezynfekuj brzuch 2% glukonianem chlorheksydyny i przetrzyj skórę sterylną bawełnianą końcówką.
- Unieruchomić pęcherz za pomocą paska stabilizującego pęcherz [Rysunek 2 II]. W ten sposób uniknie się unikania pęcherza moczowego podczas wstrzyknięcia śródściennego w kroku 5.6 .
- Nałóż sterylny żel ultradźwiękowy na dolną część brzucha.
- Powoli zbliżyć głowicę skanującą ultrasonograficzną (częstotliwość 40 MHz) [Rysunek 1 IV] do skóry (podłużnie o kącie czaszki 45-70°) i uwidocznić pęcherz moczowy na ekranie USG [Rysunek 3 I].
- Jeśli pęcherz jest pusty, napełnij go 50 μl sterylnego, ciepłego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) przez przezcewkowy angiocewnik 24 G.
5. Separacja warstw ścian pęcherza moczowego
- Podłączyć strzykawkę o pojemności 1,0 ml wypełnioną PBS i podłączoną do igły 30 G 3/4 cala (skos skierowany do przodu) do zacisku strzykawki.
- Ustawić igłę w kierunku skóry tuż nad kością łonową pod kątem 30-45° (80-90° w stosunku do osi podłużnej głowicy skanującej USG [Rysunek 1]).
- Wykryj igłę na ekranie ultrasonograficznym.
- Powoli perforuj skórę i mięśnie ściany brzucha [Ryc. 3 II].
- Obrócić skos igły o 180° (teraz skierowany do tyłu).
- Wbić końcówkę igły w ścianę pęcherza moczowego bez penetracji błony śluzowej [Rysunek 3 III]
- Powoli wstrzyknąć 50 μl PBS między warstwę mięśniową a błonę śluzową, aby stworzyć sztuczną przestrzeń [Ryc. 3 IV].
Uwaga: Jeśli błona śluzowa zostanie przypadkowo przedziurawiona w kroku 5.6, powoli odciągnij igłę i wstrzyknij 50 μl PBS po tym, jak warstwa błony śluzowej odwróci się z powrotem na końcówkę igły. - Pobrać igłę.
6. Inokulacja śródścienna komórek raka pęcherza moczowego
- Podłączyć drugą strzykawkę o pojemności 1,0 ml (wypełnioną komórkami rakowymi zawieszonymi w Matrigel) z igłą 30 G, 3/4 cala do zacisku strzykawki.
- Skieruj końcówkę igły do tego samego miejsca wypełnionego PBS, które zostało utworzone w kroku 5.7.
- Wstrzyknąć 40 μl zawiesiny komórek w tę przestrzeń [Rysunki 3 V i VI].
- Pobrać igłę.
7. Pointerwencyjna opieka wspomagająca
- Odłącz mysz od platformy obrazowania.
- Trzymaj zwierzę w ciepłym i komfortowym środowisku pod ciągłym nadzorem podczas rekonwalescencji po znieczuleniu.
- Po odzyskaniu przytomności i wznowieniu normalnego poruszania się zwierzę należy umieścić z powrotem w jego domowej klatce.
Wyniki
W 50 zwierzętach, pod kontrolą USG, przeprowadzono wstrzyknięcia śródścienne trzech różnych linii komórek nowotworowych (UM-UC1 luc, UM-UC3 luc oraz UM-UC13 luc) w ciągu trzech kolejnych dni. Inokulacja została wykonana sprawnie (średni czas 5,7 min/zwierzę) i nie wiązała się z żadnymi powikłaniami śród- lub pointerwencyjnymi.
Monitorowanie wzrostu guza przeprowadzono za pomocą obrazowania ultradźwiękowego i bioluminescencji. W dniu #3 w przedniej części pęcherza u wszystkich 50 zwierząt za pomocą ultradźwięków można było wykryć guza [Rycina 4 I]. U 98% myszy stwierdzono stały wzrost guza w okresie obserwacji [Ryciny 4 i 5]. Po inokulacji UM-UC3 luc u jednej myszy rozwinęły się przerzuty guza do jamy otrzewnej, a u drugiego zwierzęcia guz uległ regresji po dniu #7 [Tabela 1]. Była to pierwsza grupa myszy inokulowana przy użyciu tej nowej techniki.
Myszy uśmiercono odpowiednio w #24, #28 i #37 dniu po inokulacji komórkami UM-UC3 luc, UM-UC1 luc oraz UM-UC13 luc. Guzy ksenoprzeszczepowe pobrano i poddano badaniu na skrawkach barwionych hematoksyliną i eozyną (H&E). Wszystkie guzy miały charakter naciekający mięśnie, a niektóre infiltrowały tkankę tłuszczową okołopęcherzową, jednak nie zaobserwowano naciekania do sąsiednich narządów [Figure 6 I]. U 60% myszy z guzami UM-UC13 luc oraz u 20% myszy z guzami UM-UC3 luc rozwinęły się przerzuty do węzłów chłonnych zaotrzewnowych, co potwierdzono barwieniem H&E [Figure 6 II].
Rycina 1. Zdjęcie i schematyczna ilustracja ustawienia eksperymentalnego. Mysz jest umieszczona na podgrzewanym stole operacyjnym (I) i utrzymywana w znieczuleniu (II) mieszaniną 3% izofluranu i tlenu. Kończyny dolne są unieruchomione gumką recepturką (III). Po zbliżeniu głowicy ultradźwiękowej (IV) do skóry (wyrównanie wzdłużne pod kątem kranialnym 45-70°) pęcherz moczowy (V) jest wizualizowany na ekranie ultrasonografu. Strzykawka z igłą 30 G (VI) jest wprowadzana do skóry pod kątem 30-45° (80-90° względem osi podłużnej głowicy ultradźwiękowej).
Rysunek 2. Unieruchomienie pęcherza moczowego. Wymiary i ilustracja służąca do wykonania pasa stabilizującego pęcherz (I). Pas jest przymocowany do dolnej części brzucha i unieruchamia pęcherz moczowy (II). Dzięki temu zapobiega się przesunięciu pęcherza podczas wstrzykiwania domuralnego.
Rycina 3. Śródścienne inokulowanie komórek nowotworowych. Wizualizacja pęcherza na ekranie USG (I). Perforacja skóry i mięśni ściany brzusznej (II). Wprowadzenie igły do ściany pęcherza bez penetracji błony śluzowej (III). PBS (50 µl) między warstwą mięśniową a błoną śluzową po powolnej iniekcji (IV). Komórki nowotworowe zawieszone w Matrigelu w sztucznie utworzonej przestrzeni śródściennej (V, VI).
Rycina 4. Kontrola za pomocą USG. Regularna kontrola za pomocą USG wykazała znaczący wzrost objętości guza (I: dzień 3, II: dzień 7, III: dzień 13).
Rycina 5. Obserwacje z wykorzystaniem bioluminescencji. Ciągłe monitorowanie za pomocą bioluminescencji wykazało stały wzrost luminescencji w okresie badania.
Rysunek 6. Histologia guza ksenoprzeszczepu i przerzutów do węzłów chłonnych. Przekrój in toto barwiony H&E reprezentatywnego guza ksenoprzeszczepu wykazujący wzrost naciekający do mięśnia bez naciekania do sąsiednich narządów (I). 60% myszy z guzami UM-UC13 luc oraz 20% myszy z guzami UM-UC3 luc wykazywało przerzuty do zaotrzewnowych węzłów chłonnych (II).
| Zaszczepiona linia komórkowa | UM-UC1 luc | UM-UC3 luc | UM-UC13 luc | |
| Liczba myszy | 20 | 15 | 15 | |
| Objętość iniekcji, µL | 40 | 50 | 50 | |
| Liczba komórek, bezwzględna | 3.6 x 105 | 6 x 105 | 5.5 x 105 | |
| Czas na zwierzę, min | 3.4 (±1.6) | 7.7 (±3.7) | 6.8 (±2.9) | |
| Częstość występowania guza | 49 (98%) | |||
| 20 (100%) | 14 (93%) | 15 (100%) | ||
| Przerzuty do węzłów chłonnych | 0 | 3 (20%) | 9 (60%) | |
| Obserwacja (dni) | 28 | 22 [przed leczeniem] | 28 [przed leczeniem] | |
| Objętość guza (μL) | dzień 4 | 11.6 (±1.3) | 12.5 (±1.7) | 14.4 (±1.3) |
| koniec | 394.6 (±72.4) | 288.7 (±66.1) | 78.3 (±13.4) | |
| obserwacji | ||||
| Luminescencja guza (fotonów / sek) | dzień 4 | 4.6 x 108 | 2.0 x 108 | 5.8 x 108 |
| (±9.4 x 107 | (±3.7 x 107 | (±1.3 x 108 | ||
| koniec | 1.9 x 1010 | 1.4 x 1010 | 1.5 x 1010 | |
| obserwacji | (±4.0 x 109 | (±2.3 x 109 | (±1.9 x 109 |
Tabela 1. Iniekcja komórek nowotworowych pod kontrolą ultradźwięków – procedura i wyniki.
Dyskusja
Prawie wszystkie główne postępy w terapii nowotworów będą wymagały przeprowadzenia testów na modelach zwierzęcych przed rozpoczęciem badań klinicznych. Zwierzęce modele raka są niezbędnymi narzędziami, które umożliwiają naukowcom badanie biologii nowotworów in vivo. Modele ksenoprzeszczepów ortotopowych pozostają złotym standardem1,2 i nadal oferują największą elastyczność (w zakresie wyboru linii komórkowych) oraz mają najbardziej praktyczną użyteczność.
Zilustrowana procedura jest małoinwazyjną modyfikacją modelu ortotopowego opisanego wcześniej przez Dinneya i wsp. 12 Ustaliliśmy guzy ksenoprzeszczepu za pomocą przezskórnego wstrzyknięcia pod kontrolą USG trzech różnych linii komórkowych z technicznym wskaźnikiem sukcesu wynoszącym 100%. Podczas ciągłej obserwacji 98% myszy wykazywało stały wzrost objętości guza.
Wykonując technikę minimalnie inwazyjną, byliśmy w stanie rozwiązać istniejące ograniczenia modelu stacjonarnego. Oprócz poszanowania dobrostanu zwierząt, zmniejszona inwazyjność tej procedury przyczynia się również do powtarzalności eksperymentów in vivo poprzez zmniejszenie liczby powikłań chirurgicznych. Jest to bardzo skuteczne w czasie, aby uniknąć laparotomii jamy brzusznej i związanej z tym konieczności zamknięcia rany. Udało nam się znacznie skrócić czas zabiegu na zwierzę do 3,4 minuty (±1,6). Jednak główną zaletą naszego nowatorskiego podejścia jest jego dokładność. Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości pozwalają nam uwidocznić przestrzeń, która powstała w wyniku wstrzyknięcia soli fizjologicznej pod błonę śluzową ściany pęcherza moczowego. Ten pierwszy krok iniekcji ułatwia wstrzyknięcie komórek nowotworowych w drugim kroku i minimalizuje ryzyko rozlania komórek nowotworowych. Kontrastuje to z techniką iniekcji śródściennej po laparotomii, gdzie niemożliwe jest wizualizację umieszczenia igły i zawsze istnieje element niepewności co do dokładnej głębokości iniekcji. Ponadto, ponieważ zaszczepiamy komórki nowotworowe wyłącznie w przedniej ścianie pęcherza moczowego, unika się wzrostu guza na tylnej ścianie pęcherza. W związku z tym częstość powikłań obturacyjnych spowodowanych wzrostem guza w pobliżu ujść moczowodu jest niezwykle rzadka. Ten efekt towarzyszący pozwala na dłuższe okresy wzrostu i leczenia.
Głównym ograniczeniem inokulacji nowotworów pod kontrolą USG jest konieczność odpowiedniego sprzętu technicznego. W związku z tym wykonanie tej procedury będzie prawdopodobnie ograniczone do ośrodków, które specjalizują się w zwierzęcych modelach ludzkiego raka. Powinno to zachęcać do współpracy między grupami badawczymi spoza tych instytucji a grupami posiadającymi doświadczenie w tego typu nowatorskim modelowaniu zwierząt.
Chociaż model ten jest zależny od znajomości obrazowania ultrasonograficznego i pewnej zręczności manualnej, jest łatwy do nauczenia się pod kompetentnym instruktażem. Kluczowym krokiem w zabiegu jest stworzenie sztucznej przestrzeni podśluzówkowej w ścianie pęcherza moczowego za pomocą soli fizjologicznej. Gdy ta przestrzeń zostanie utworzona bez perforacji warstwy błony śluzowej, pozostaje stabilna przez kilka minut. Wprowadzenie drugiej igły w tę przestrzeń w celu zaszczepienia komórek nowotworowych jest stosunkowo proste. Głównym powikłaniem podczas tworzenia przestrzeni podśluzówkowej jest perforacja igły w świetle pęcherza moczowego. Stworzenie przestrzeni podśluzówkowej pozostaje jednak wykonalne. Igłę należy powoli wciągnąć w ścianę pęcherza moczowego, a sól fizjologiczną wstrzyknąć w momencie, gdy warstwa błony śluzowej przewróci się na końcówkę igły. Po tym manewrze przestrzeń podśluzówkowa jest mniej stabilna (sól fizjologiczna ucieknie do światła pęcherza w ciągu 30-60 sekund), a wstrzyknięcie komórek nowotworowych musi być wykonane szybko. W takich przypadkach może dojść do rozlania komórek nowotworowych do światła pęcherza moczowego z perforacją błony śluzowej. Chociaż utrata komórek nowotworowych z przestrzeni śródściennej może prowadzić do zmniejszenia objętości guza podczas obserwacji, nigdy nie zaobserwowaliśmy żadnego śródpęcherzowego wychwytu guza.
Innym potencjalnym powikłaniem jest rozlanie się komórek nowotworowych do jamy otrzewnej przez kanał iniekcji. Zaobserwowaliśmy tylko jedno dootrzewnowe rozsiew komórek nowotworowych u 50 zwierząt i miało to miejsce w jednej z naszych pierwszych prób. Przypisujemy to wstrzyknięciu zbyt dużej objętości zawiesiny komórek nowotworowych. Przemawiał za tym fakt, że zmniejszenie objętości z 50-40 μl nie powodowało dalszego rozlewu dootrzewnowego.
Ta minimalnie inwazyjna inokulacja mysiego ortotopowego ksenoprzeszczepu raka pęcherza moczowego stanowi innowacyjną modyfikację istniejącego "modelu wewnątrzściennego", przynoszącą korzyści zarówno badaczowi, jak i zwierzętom. Zalety tego modelu zachęcają do jego adaptacji do innych narządów, takich jak nerki, prostata i wątroba, w celu ustalenia ortotopowych guzów ksenoprzeszczepu w minimalnie inwazyjny sposób.
Oświadczenia
Otwarty dostęp do tego artykułu wideo jest sponsorowany przez FUJIFILM VisualSonics, Inc.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować Elianie Beraldi za przeprowadzenie transdukcji wirusowej linii komórek nowotworowych oraz Benowi Deeleyowi za jego instrukcję korzystania z platformy do obrazowania ultrasonograficznego dla małych zwierząt.
Ten projekt był wspierany przez Niemiecki System Fundamentów (DFG; JA 2117/1–1:1), Instytutu Badawczego Kanadyjskiego Towarzystwa Onkologicznego oraz Mentored Physician Scientist Award przyznanej przez Vancouver Coastal Health Research Institute. Platforma obrazowania ultrasonograficznego została sfinansowana przez Kanadyjską Fundację na rzecz Innowacji.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Glukonian chlorheksydyny (2%) | Aplicare | 82-319 | |
| Dulbecco' s Zmodyfikowany Orzeł" s Medium (DMEM) | Thermo Scientific | SH3008101 | |
| Płodowa surowica bydlęca (FBS) | Thermo Scientific | SH3007103 | |
| Isoflurane | Baxter Corporation | 402-069-02 | |
| Trypsyna (0,25%) | Thermo Scientific | ||
| (1 ml) | BD Bioscience | 309659 | |
| Igła podskórna (30 G; ¾ in) | Kendall | 830340 | |
| (24 g) | BD Bioscience | 381112 | |
| Platforma obrazowania małych zwierząt Vevo 770 | VisualSonics | ||
| IVIS Lumina III | Caliper Nauki przyrodnicze |
Bibliografia
- Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).
- Kubota, T. Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation. J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).
- Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).
- Kang, M. R., et al. An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment. J. Vis. Exp. (65), (2012).
- Dobek, G. L., Godbey, W. T. An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer. J. Vis. Exp. (48), (2011).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H. Mouse Bladder Wall Injection. J. Vis. Exp. (53), (2011).
- Xiao, Z., et al. Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model. Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).
- Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model. J. Urol. 153, 802-806 (1995).
- Jäger, W., et al. Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa. J. Urol. (13), (2013).
- Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model. Gene Ther. 7, 844-851 (2000).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Black, P. C., et al. Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis. BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).
Przedruki i uprawnienia
