Ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego

Podsumowanie

Przedstawiono ulepszoną metodę mechanicznego testowania zakotwiczenia kości na powierzchniach potencjalnych implantów. Metoda ta pozwala na wyrównanie siły rozrywającej dokładnie prostopadle lub równolegle do płaszczyzny powierzchni implantu i zapewnia dokładny sposób kierowania sił zakłócających na dokładny obszar wokół implantu.

Streszczenie

Ostatnie postępy w materiałoznawstwie doprowadziły do znacznego wzrostu złożoności topograficznej powierzchni implantów, zarówno w skali mikro, jak i nano. W związku z tym tradycyjne metody opisu powierzchni implantów - a mianowicie numeryczne determinanty chropowatości powierzchni - są nieodpowiednie do przewidywania wydajności in vivo. Badania biomechaniczne stanowią dokładną i porównawczą platformę do analizy wydajności powierzchni biomateriałów. Przedstawiono ulepszoną metodę badań mechanicznych w celu zbadania zakotwiczenia kości w powierzchniach potencjalnych implantów. Metoda ma zastosowanie zarówno do wczesnych, jak i późniejszych etapów gojenia i może być stosowana do dowolnego zakresu powierzchni modyfikowanych chemicznie lub mechanicznie - ale nie do powierzchni gładkich. Niestandardowe prostokątne implanty są umieszczane obustronnie w dystalnej kości udowej samców szczurów Wistar i zbierane wraz z otaczającą kością. Próbki testowe są przygotowywane i zalewane przy użyciu nowatorskiej formy do odłamywania, a test rozrywania przeprowadza się za pomocą mechanicznej maszyny wytrzymałościowej. Metoda ta pozwala na wyrównanie siły zakłócającej dokładnie prostopadle lub równolegle do płaszczyzny powierzchni implantu i zapewnia dokładny i powtarzalny sposób izolowania dokładnego obszaru wokół implantu do testów.

Wprowadzenie

Ocena zakotwiczenia kości do powierzchni implantów śródkostnych była przedmiotem znacznej uwagi, dla której opisano wiele metod testów mechanicznych^1,2. Wszystkie takie metody wywierają siłę, która zakłóca stosowany model kości/implantu i mogą być szeroko pogrupowane w ścinanie, zwykle przedstawiane jako modele wypychające lub wysuwane^3,4, odwrotny moment obrotowy^3,5 i typy rozciągania^6,7. Zazwyczaj w takich testach dochodzi do złamania kości⁸ lub materiału implantu (w przypadku kruchych szkieł i ceramiki^9,10) i, zakładając, że wystąpiła jakaś forma zakotwiczenia, powierzchnia styku kość/implant pozostaje (przynajmniej częściowo) nienaruszona. Takie wyniki eksperymentów oznaczają nie tylko, że siła wymagana do spowodowania złamania (lub rozerwania) modelu nie jest siłą wymaganą do oddzielenia interfejsu kość/implant^11,12, ale także, że złożona powierzchnia utworzonej płaszczyzny złamania może być oporna na dokładny pomiar. Niemniej jednak takie testy mogą być istotne klinicznie, ponieważ zapewniają porównawczą ocenę zdolności implantów o różnych konstrukcjach powierzchni do zakotwiczenia w kości. Należy jednak również zauważyć, że takie porównania są ważne tylko w ramach modelu eksperymentalnego, podczas gdy porównania między modelami eksperymentalnymi są obarczone trudnościami, ponieważ badacze wykorzystują różne gatunki zwierząt wykazujące kość blaszkowatą lub tkaną; modele gojenia kości beleczkowej lub korowej oraz różne geometrie i warunki testów mechanicznych.

W celu uzyskania pomiaru wytrzymałości na rozciąganie na styku kości i implantu, wielu badaczy wykorzystało nominalną powierzchnię implantu do wyprowadzenia wartości "wytrzymałości na rozciąganie", ponieważ wytrzymałość na rozciąganie jest mierzona jako siła na jednostkę powierzchni. Jest to wyraźnie przybliżenie, biorąc pod uwagę, jak wyjaśniono powyżej, że interfejs kość/implant pozostaje nienaruszony w wielu stosowanych testach zakłóceń. Ponadto pomiar powierzchni implantów, w szczególności powierzchni złożonych topograficznie, jest ograniczony rozdzielczością techniki pomiarowej, jak omówili Ronald i wsp.¹³ Jednakże, jak wynika z przeglądu dokonanego przez Brunski i wsp.², gdy weźmie się pod uwagę nominalną powierzchnię implantu, pozorne różnice w "wytrzymałości na rozciąganie" związane z różnymi konstrukcjami powierzchni implantu są negowane, co sugeruje, że powierzchnie implantów o większej powierzchni zapewniają większe obszary kontaktu kości z implantem, a tym samym wymagają większej siły do złamania modelu. Wynika z tego, że bardziej złożone topograficznie powierzchnie mogą zwiększać osteogenezę kontaktową, co skutkuje większym kontaktem z implantem kostnym (BIC) i wynikającymi z tego wyższymi wartościami zakłóceń w testach mechanicznych. Osteogeneza kontaktowa jest wypadkową dwóch odrębnych zjawisk: osteokondukcji i tworzenia kości. Rzeczywiście, wykazaliśmy, że wzrost osteoprzewodnictwa na powierzchniach złożonych topograficznie można określić ilościowo, mierząc wynikowy BIC¹⁴, i że takie powierzchnie powodują również wyższe wartości zakłóceń mechanicznych¹².

Warto jednak zauważyć, że kość wokół implantu może powstawać dzięki dwóm mechanizmom. W kontaktowej osteogenezie komórki pochodzenia mezenchymalnego migrują na powierzchnię implantu (osteokondukcjacja), różnicują się w komórki kostne i tworzą macierz kostną de novo na powierzchni implantu (tworzenie kości). Pierwszą opracowaną macierz kostną jest zmineralizowana linia cementowa, którą widać w normalnej przebudowie kości¹⁵ (w literaturze istnieje wiele niejasności dotyczących tej zmineralizowanej struktury biologicznej, która czasami jest uważana za niezmineralizowaną¹ lub jest zsynchronizowana ze wszystkimi interfejsami w kości¹⁶ - pełna dyskusja na ten temat znajduje się w Davies i Hosseini¹⁷). Osteogeneza kontaktowa jest niezbędnym warunkiem wstępnym zjawiska wiązania kości, ale nie jest niezbędna do wrastania kości¹⁸. Linia zmineralizowanego cementu kości jest mechanicznie słabsza niż zmineralizowany kompartment kolagenowy kości¹⁹. Tak więc, intuicyjnie, jeśli porównamy interdigitację matrycy linii cementowej z nanocechami implantu z tkanką kostną w fazie wzrostu do cech makroimplantu, to siła mechaniczna wymagana do zakłócenia tej pierwszej będzie rozsądnie oczekiwana, że będzie mniejsza niż drugiej, a ostatnio wykazaliśmy to^{eksperymentalnie12}.

Kość wokół implantu może również powstawać przez osteogenezę na odległość. W tym przypadku kość osadza się na starej powierzchni kości i stopniowo zbliża się do powierzchni implantu, w wyniku czego powstaje interfejs składający się z amorficznej macierzy i pozostałości komórek osteogennych²⁰. Ogólnie rzecz biorąc, osteogeneza na odległość jest związana z gładkimi lub obrobionymi maszynowo powierzchniami implantów śródkostnych i często występuje w gojeniu kości korowych, podczas gdy złożone mikrotopograficznie powierzchnie są związane z osteogenezą kontaktową, która jest bardziej typowa dla gojenia kości beleczkowej. Modele prób rozciągania wykorzystujące gładkie powierzchnie implantów i gojenie kości korowych były w stanie przetestować właściwości adhezyjne tej amorficznej matrycy biologicznej bez osteogenezy kontaktowej związanej z topograficznie złożonymi powierzchniami i wykazały, że tak zwane "biochemiczne" wiązanie, które występuje, stanowi niewielki składnik wartości "wytrzymałości na rozciąganie" zgłaszanych dla powierzchni złożonych topograficznie²¹. Wręcz przeciwnie, używając modelu gojenia kości beleczkowej, Wong i wsp.²² wykazały "doskonałą korelację" między chropowatością powierzchni implantu a obciążeniem niszczącym wypychanie i wskazały, że wiązanie chemiczne rzeczywiście odgrywało znikomą rolę w zakotwiczeniu kości na powierzchni implantu. Podczas gdy prawdopodobne jest, że zarówno osteogeneza kontaktowa, jak i kostna odległość występują, w różnym stopniu, we wszystkich śródkostnych przedziałach gojenia wokół implantu, złożone mikrotopograficznie powierzchnie okazały się szczególnie korzystne w przedziałach gojenia kości beleczkowej²³. Te ostatnie są klasyfikowane jako kość klasy III lub IV w literaturze stomatologicznej²⁴.

Naszym celem było skupienie się na mechanizmach osteogenezy kontaktowej i wynikającym z niej zakotwiczeniu kości/implantu, które może nastąpić w środowisku gojenia kości beleczkowej. To zakotwiczenie, które jest zależne od topografii powierzchni implantu (patrz wyżej), może wystąpić w różnych zakresach skali. Z jednej strony, tylko cechy implantów submikronowych są zaangażowane w wiązanie kości - co opisano za pomocą interdigitacji matrycy linii cementu kostnego z takimi powierzchniami i widoczne na bioaktywnych szkłach, ceramice i siatkowatych tlenkach metali. Z drugiej strony, tkanka kostna (czasami wraz z unaczynieniem krwi) może rozrastać się do wielomikronowych lub makroskalowych cech powierzchni implantów¹⁸. W obu przypadkach dochodzi do pewnego rodzaju zakotwiczenia kości w powierzchni implantu, chociaż mechanizmy są wyraźnie różne. Jednak częstym błędem większości metod badań mechanicznych, o których mowa powyżej, jest ustawienie siły zrywającej w dokładnie prostopadłej lub równoległej płaszczyźnie do powierzchni implantu (w zależności od tego, czy zastosowano tryb rozciągania czy ścinania). Przedstawiamy tutaj metodę, która przezwycięża to ograniczenie.

Protokół

1. Projektowanie, produkcja i obróbka powierzchni implantów

1. Produkcja implantów prostokątnych (wymiary 4 mm x 2,5 mm x 1,3 mm; długość x szerokość x wysokość) z dostępnego w handlu czystego tytanu (cpTi). Wywierć otwór centralnie w dół długiej osi implantu (średnica = 0,7 mm), aby ułatwić wczesną stabilność implantu w polu operacyjnym i późniejsze badania mechaniczne (ryc. 1).
2. Leczyć górną i dolną powierzchnię implantu.
   1. Aby uzyskać dwie odrębne powierzchnie, należy użyć standardowej obróbki strumieniowo-ściernej (GB), aby uzyskać złożoną mikrotopograficznie powierzchnię. Dalszą modyfikację połowy implantów poprzez nałożenie nanocząstek fosforanu wapnia (CaP) w celu stworzenia nanotopograficznie złożonej powierzchni.

Uwaga: Różne chemiczne lub mechaniczne zabiegi mogą być stosowane w celu stworzenia pożądanej topografii powierzchni i/lub chemii, a to zależy od charakteru pytania eksperymentalnego, które ma być poruszone. W podanym przykładzie jedna grupa komercyjnie czystych implantów tytanowych (cpTi) została poddana piaskowaniu (GB) - procesowi subtraktywnemu - w celu stworzenia złożonej mikrotopografii. Połowa implantów została następnie zmodyfikowana poprzez dodanie nanokryształów fosforanu wapnia (CaP) w celu stworzenia super nałożonej nanotopografii (GB-DCD).

Uwaga: Patrząc na mikropowierzchnię piaskowaną, w porównaniu do zmodyfikowanej nano-powierzchni, przy powiększeniu 10 000X, nie ma oczywistej różnicy w charakterystyce powierzchni. Jednak przy powiększeniu 100 000x różnice stają się dość oczywiste (ryc. 2). Wcześniej wykazano, że takie zmiany powierzchniowe mają głęboki wpływ na osteoprzewodnictwo¹⁴.

2. Model zwierzęcy i zabieg chirurgiczny

1. Do tego modelu użyj młodych samców szczurów Wistar (200-250 g). Wszystkie procedury muszą zostać zatwierdzone przez lokalne komitety ds. opieki nad zwierzętami. Pozwól zwierzętom na swobodny dostęp do wody i karmy dla szczurów.
   Uwaga: Szczury Wistar zostały wybrane do tej procedury ze względu na wcześniejsze doświadczenia z tym szczepem szczura, chociaż można zastosować inne szczepy szczurów. Dostęp do pożywienia i wody może być zmieniony w zależności od charakteru poruszanego pytania eksperymentalnego.


2. Stateczne szczury stosujące znieczulenie wziewne podawane przez stożek nosowy: 4% izofluranu w 1 l O₂ / min do indukcji; 2% izofluranu w 1 l podtlenku azotu i 0,6 l O₂ / min do konserwacji. Przeprowadź standardowy test szczypania palców u stóp, aby zapewnić skuteczną sedację przed kontynuowaniem zabiegu.
3. Leki przeciwbólowe należy podawać przed i po operacji poprzez wstrzyknięcie podskórne 0,01-0,05 mg/kg buprenorfiny.
4. Przypisz implanty przez częściową randomizację i umieść obustronnie w dystalnych metanasadach kości udowej szczura. Pozwala to na porównanie różnych implantów, po jednym z różnych topografii powierzchni, w przeciwległej kości udowej, w celu optymalizacji analizy statystycznej.
5. Przygotuj zwierzęta, goląc i czyszcząc przednio-boczną część każdej tylnej nogi za pomocą 10% Betadine. Aby zapobiec hipotermii, umieść podkładkę cyrkulacyjną ciepłej wody pod znieczulonym szczurem.
6. Za pomocą skalpela chirurgicznego #15 wykonaj nacięcie przez skórę wzdłuż bocznej części uda, aby odsłonić mięsień. Odsłoń dystalną część kości udowej za pomocą rozwarstwienia, aby odchylić mięśnie w minimalnie inwazyjny sposób.
7. Zeskrob cienką warstwę okostnej pokrywającej kość udową za pomocą windy okostnej, aby w pełni odsłonić kość korową do wiercenia. Należy uważać, aby nie uszkodzić płytki wzrostowej lub chrząstki stawowej stawu kolanowego podczas wypreparowania i usunięcia okostnej.
8. Po oczyszczeniu i sprawdzeniu obróć kość udową na boki, aby odsłonić przednią część dystalnej części kości udowej (ryc. 3A).
9. Aby przygotować miejsce operacji, wywierć bikortykalną prostokątną szczelinę w środku kości przez obie kory. Aby uniknąć przegrzania tkanki, irygacja solą fizjologiczną musi być utrzymywana przez cały czas wiercenia przez asystenta chirurgicznego. Przeprowadź wiercenie w trzech etapach:
   1. Najpierw przewierć korę przednią, odsłoniętą przez rozwarstwienie, za pomocą wiertła dentystycznego o średnicy 1,3 mm przymocowanego do rękojeści dentystycznej, aby utworzyć dwa otwory oddalone od siebie o 2,5 mm wzdłuż linii środkowej kości udowej.
   2. Następnie użyj drugiego wiertła (skręć wiertło dentystyczne 1,3 mm), aby przedłużyć te otwory przez przeciwległą korę, co spowoduje powstanie dwukorowych równoległych otworów.
   3. Na koniec połącz otwory za pomocą trzeciego, niestandardowego frezu do cięcia bocznego w kierunku bliższym i dystalnym, tworząc miejsce na implant (ryc. 3B).
10. Przeprowadź biodegradowalny szew przez ubytek kostny za pomocą dołączonej igły i wróć wokół zewnętrznej kory udowej.
11. Przeciągnij implant przez wolny koniec szwu i wprowadź go do ubytku, gdzie powinien być dopasowany ciśnieniowo. W ten sposób długa oś implantu powinna być ustawiona prostopadle do długiej osi kości udowej (ryc. 3C).
12. Zawiąż szew wokół bocznej części kości udowej, aby zapewnić stabilność implantu podczas rekonwalescencji pooperacyjnej i wczesnych etapów gojenia. Użyj pozostałego szwu, aby zamknąć tkankę mięśniową i zprzeciw tkance skórnej za pomocą zszywek chirurgicznych (spinki do ran 9 mm).
13. Sprawdzaj miejsca operacyjne pod kątem oznak infekcji i codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem upośledzonej zdolności poruszania się. Wyłącz z analizy zwierzęta, które nie odzyskują pełnej sprawności poruszania się lub te, które mają złamania kości udowej podczas składania w ofierze.

3. Pobieranie próbek

1. Uśmiercać zwierzęta 9 dni po operacji przez zwichnięcie szyjki macicy po ekspozycji na CO₂ .
2. Po złożeniu w ofierze odłączyć kość udową i oczyścić ją z tkanek miękkich. Przechowywać natychmiast w 15% roztworze buforowym sacharozy w celu utrzymania nawodnienia tkanek w ramach przygotowań do badań mechanicznych (Rysunek 4A).
   Uwaga: Próbki są przechowywane w roztworze buforowym sacharozy w celu utrzymania nawodnienia tkanek podczas transportu między obiektami. Próbki spędzą około 2-3 godzin w roztworze podczas przygotowania do badań mechanicznych.


3. Aby przygotować próbki do badań mechanicznych, należy przyciąć kość do szerokości implantów za pomocą cylindrycznego frezu diamentowego przymocowanego do systemu o dużej prędkości. Końcowe próbki testowe składają się z dwóch łuków kostnych przymocowanych do każdej powierzchni implantu (ryc. 4B). W przypadku łuków, które odpadają podczas przygotowania lub transportu, przypisz wartość badania mechanicznego 0 N.
   Uwaga: Ważne jest, aby być bardzo delikatnym i dokładnym podczas przycinania próbek, aby uniknąć uszkodzenia lub naprężenia interfejsu. Kostny modzel naprawczy może rosnąć wokół długiej osi implantu, a nawet do otworu podłużnego. Taki nadmiar kości musi zostać usunięty poprzez przycięcie próbek do dokładnych wymiarów implantu prostokątnego, ponieważ może to zniekształcić wyniki badań mechanicznych.

4. Testy mechaniczne

Niestandardowa forma do odłamywania została zaprojektowana do doniczkowania każdej próbki, tworząc powtarzalną i dokładną metodę przygotowania próbek do testów mechanicznych. Konstrukcja pozwala na odizolowanie obszaru kości wokół implantu o grubości 0,5 mm w celu uzyskania spójnej strefy testowej, przy jednoczesnym utrzymaniu próbki wyśrodkowanej i całkowicie poziomej podczas procesu zalewania, co pozwala na przyłożenie siły bezpośrednio prostopadłej do powierzchni implantu. Na rysunku 5 znajdują się pełne rysunki techniczne, a na rysunku 6 znajdują się końcowe komponenty.

Uwaga: Wszystkie testy przeprowadzaj za pomocą mechanicznego urządzenia testującego, działającego z prędkością poprzeczną 30 mm/min. Do jakościowej oceny kości resztkowej po badaniu można użyć mikroskopu preparacyjnego.

1. Zalewanie próbek i badania mechaniczne
   1. Usunąć próbki z roztworu buforowego sacharozy i delikatnie osuszyć.
   2. Umieść próbkę w niestandardowej formie. Wsuń szpilkę poziomo przez otwory w ściankach formy i przez otwór w środku implantu. Umieść płytkę stabilizującą po tylnej stronie formy, aby ustabilizować implant (ryc. 7).
   3. Wypełnij podstawę formy płynnym kompozytem dentystycznym i utwardzaj przez 60 sekund za pomocą światła utwardzającego o wysokiej intensywności.
      Uwaga: Ważne jest, aby wybrać kompozyt, który nie twardnieje w reakcji egzotermicznej, ponieważ takie wytwarzane ciepło może wpływać na właściwości tkanki.
   4. Po utwardzeniu otwórz formę i wyjmij stwardniały blok próbki. Narysuj cienką czarną linię markerem permanentnym na łuku bocznym w celu identyfikacji.
   5. Zamocuj prefabrykowaną replikę próbki testowej w imadle i wyśrodkuj urządzenie na podstawie mechanicznego przyrządu testującego.
   6. Zabezpiecz próbkę w imadle i przełóż nylonową linkę przez otwór w implancie (ryc. 8). Przymocuj luźne końce do środka ruchomej poprzecy. Aby zachować spójność, zawsze najpierw oznacz i przetestuj boczną stronę. Powtórz proces z łukiem przyśrodkowym.

Wyniki

Wszystkie zwierzęta zwiększały swoją aktywność ambulatoryjną wraz z upływem czasu po powrocie do zdrowia po operacji. Jest to ważne, ponieważ obciążenie ma zróżnicowany wpływ na topografie o różnych zakresach skali, o czym niedawno informowaliśmy¹². Reprezentatywną krzywą siły/przemieszczenia dla próbek badanych po przeprowadzeniu badań mechanicznych przedstawiono na rysunku 9A, a uśrednione dane dla każdej powierzchni implantu przedstawiono na rysunku 9B. Zarejestrowano maksy...

Dyskusja

Przedstawiony tutaj model badań mechanicznych zapewnia ulepszoną metodę oceny zakotwiczenia kości w powierzchniach potencjalnego implantu, ponieważ pozwala na dokładne prostopadłe lub równoległe wyrównanie badanej próbki z osią przyłożonej siły rozrywającej; i ogranicza strefę złamania do pół milimetra od powierzchni implantu. Model ten można łatwo włączyć do badań porównujących skuteczność dowolnego zakresu powierzchni modyfikowanych chemicznie lub mechanicznie; ale nie nadaje się do gładkich powierzchni, ponieważ można...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Dulbecco' s Fosforanowy roztwór buforowy (DPBS)	Gibco Life Technologies, Burlington, ON, Kanada	14190-250
10% neutralny buforowany roztwór formaliny	Sigma-Aldrich Co. LLC., Kanada	HT501128-4L
Specjalnie zaprojektowane implanty prostokątne (komercyjnie czysty tytan; wymiary: 4 mm x 2,5 mm x 1,3 mm z otworem 0,7 mm wywierconym centralnie w dół długiej osi)	Biomet 3i, FL, USA	N/A
Specjalnie zaprojektowana forma zrywana	Biomet 3i, FL, USA	N/A
Isoflurane	Baxter Internationl Inc.	Nie dotyczy
Buprenorfina	Bedford Laboratories	Nie dotyczy
10% betadyny	Bruce Medical, MA, US	FR-2200-90
Skalpel	Almedic, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada	2586-M36-0100
Ostrze skalpela #15 (sterylne)	Magna, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada	2586
Winda okostna #24G	Spectrum Surgical, OH, USA	EX7
Kleszcze	Almedic, Medstore, University of Toronto, Kanada	7747-A10-108
Kleszcze do tkanek	Almedic, Medstore, University of Toronto, Kanada	7722-A10-308
Nożyczki	Almedic, Medstore, University of Toronto	7603-A8-240
Tkanina chłonna Serweta ogólnego przeznaczenia (sterylna)	Vitality Medyczna	1089
Gaza (niesterylna)	VWR	89133-260
Igły 25G X 5/8" (jednorazowe)	BD, Kanada	305122
Strzykawki (sterylne)	VWR, Kanada	CABD309653
Sterownik igieł	Almedic, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada	A17-132
Dynarex Rękawice chirurgiczne (sterylne)	Amazon.com	2475
Maski chirurgiczne	Fisherbrand, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada	296360759
0,9% sterylnej soli fizjologicznej	Marka House, Medstore, Uniwersytet w Toronto, Kanada	1011-L8001
Maszynki do strzyżenia włosów	Remington, US	N/A
4-0	Synetura	SL5627G
Klipsy	do ran 9 mmBecton Dickinson, MD, USA	427631
Rękojeść dentystyczna ImplantMED DU 900 i WS-75	W& H Dentalwerk, Austria	DU1000US
Wiertło kręte 1,3 mm	Brasseler, GA, USA	203.21.013
Wiertło dentystyczne 1,3 mm	Biomet 3i, FL, USA	niestandardowy
cylindryczny frez boczny 1,2 mm	Biomet 3i, FL, USA	niestandardowy
cylindryczny frez diamentowy	Brasseler, GA, USA	H1.21.014
Szybki system wiercenia dentystycznego	Rękojeść: KaVo Dental Corporation, IL, USA	Nie dotyczy
Sterowanie rękojeścią: DCI International, OR, USA
99,5% ultra czysta sacharoza	BioShop Canada Inc., Burlington, ON, Kanada	57-50-1
Płynny kompozyt dentystyczny	Filtek Supreme Ultra Flowable Restorative, 3M ESPE, St Paul, Minnesota, USA	6033XW
Szafirowa lampa utwardzająca Plasma Arc o wysokiej intensywności	Den-Mat Holdings, Santa Maria, CA, USA	Nie dotyczy
Instron 4301 z ogniwem obciążnikowym 1000 N	Instron, Norwood, MA, USA	Nie dotyczy
Mikroskop preparacyjny Leica Wild M3Z Stereozoom	Leica, Heerbrugg, Szwajcaria	Nie dotyczy
Kamera cyfrowa QImaging Micropublisher 5.0 RTV w połączeniu z oprogramowaniem do akwizycji QCapture 2.90.1	QImaging, Surrey, BC, Kanada	Nie dotyczy
Elektroniczna suwmiarka cyfrowa	Fred V. Fowler Company, Inc., Newton, MA, USA	Nie dotyczy
Mechaniczny przyrząd testowy	Instron, Norwood, MA, USA	Nie dotyczy