Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej

13K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51235

⸱

28 maja 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1UFR des sciences de la santé - Simone Veil, Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines, 2Service de Physiologie - Explorations fonctionnelles, Hôpital Ambroise Paré, 3Services de Physiologie, Explorations Fonctionnelles, Réanimation Médicale et Centre d'Investigation Clinique et d'Innovation Technologique (Unité Inserm 805), Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines

W tym artykule

Podsumowanie

Niewydolność oddechowa jest główną przyczyną zgonów po urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym. Posiadanie powtarzalnego, mierzalnego i wiarygodnego przedklinicznego modelu zwierzęcego niewydolności oddechowej wywołanej częściowym uszkodzeniem szyjki macicy pomoże zrozumieć późniejszą neuroplastyczność układu oddechowego i nieoddechowego oraz umożliwi przetestowanie przypuszczalnych strategii naprawczych.

Streszczenie

Uraz rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym powoduje trwały paraliż i często prowadzi do niewydolności oddechowej. Do tej pory nie opracowano skutecznych metod terapeutycznych w celu poprawy/złagodzenia niewydolności oddechowej po wysokim urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym (SCI). W tym miejscu proponujemy mysi przedkliniczny model wysokiego SCI na poziomie metamerycznym szyjki macicy 2 (C2) w celu zbadania zróżnicowanej neuroplastyczności oddechowej po zmianach chorobowych. Technika polega na chirurgicznym częściowym urazie na poziomie C2, który wywoła porażenie przepony z powodu deaferentacji przeponowych neuronów ruchowych z ośrodków oddechowych znajdujących się w pniu mózgu. Przeciwległa strona urazu pozostaje nienaruszona i umożliwia zwierzęciu powrót do zdrowia. W przeciwieństwie do innych SCI, które wpływają na funkcję lokomotoryczną (na poziomie klatki piersiowej i odcinka lędźwiowego), funkcja oddechowa nie wymaga motywacji zwierząt, a kwantyfikacja deficytu/powrotu do zdrowia może być łatwo przeprowadzona (zapisy przepony i nerwu przeponowego, wentylacja całego ciała). Ten przedkliniczny model C2 SCI jest potężnym, użytecznym i niezawodnym modelem przedklinicznym do badania różnych zdarzeń neuroplastyczności oddechowej i nieoddechowej na różnych poziomach (molekularnym i fizjologicznym) oraz do testowania różnych przypuszczalnych strategii terapeutycznych, które mogą poprawić oddychanie u pacjentów z SCI.

Wprowadzenie

Uraz rdzenia kręgowego jest częstym urazem obserwowanym w populacji ludzkiej z dramatycznymi zdarzeniami, takimi jak trwały paraliż. Jednak ciężkość urazu zależy od poziomu i rozległości początkowego urazu. Niewydolność oddechowa jest główną przyczyną śmiertelności po urazie rdzenia kręgowego w górnej części odcinka szyjnego (SCI)1. Obecnie jedynym sposobem leczenia jest umieszczenie pacjenta pod respiratorem. Ze względu na to, że niewielu pacjentów można odłączyć od wspomagania wentylacji2 ze względu na spontaniczną rekonwalescencję, która następuje z opóźnieniem po zmianie chorobowej, pilna jest potrzeba opracowania nowych innowacyjnych nieinwazyjnych metod terapeutycznych3. Niezbędne jest posiadanie dobrego, ustandaryzowanego modelu przedklinicznego do zbadania wpływu SCI szyjki macicy na niewydolność oddechową, a tym samym do zbadania zastosowania przypuszczalnych strategii terapeutycznych.

W tym artykule technicznym opisujemy specyficzny przedkliniczny mysi model niewydolności oddechowej wywołanej przez częściowe SCI szyjki macicy na poziomie C2. Model ten jest obecnie używany przez kilka laboratoriów na całym świecie (dla recenzji: 4-13). Można jednak zaobserwować niewielkie różnice w procedurze chirurgicznej między różnymi badaczami, aby wygenerować ten konkretny mysi model uszkodzenia szyjki macicy. Wpływ C2 SCI na pojemność oddechową został po raz pierwszy opisany w 1895 roku przez Portera14. Hemisekcja szyjki macicy indukuje deaferencję przeponowych neuronów ruchowych z ich centralnego napędu (zlokalizowanego w rVRG w pniu mózgu, ryc. 1A) po ipsilateralnej stronie urazu, prowadząc do cichej aktywności nerwu przeponowego i późniejszego porażenia przepony. Przeciwległa strona pozostaje nienaruszona i pozwala zwierzęciu przetrwać. W przeciwieństwie do różnych SCI zlokalizowanych w dolnym segmencie kręgosłupa (na przykład uraz stłuczenia na poziomie C415), integralność jądra przeponowego neuronu ruchowego po obu stronach jest zachowana. Po urazie C2 szyjki macicy można zaobserwować pewną spontaniczną aktywność po stronie ipsilateralnej (przepona i przeponowa) z powodu aktywacji przeciwległych cichych szlaków synaptycznych, które przekroczyły linię środkową kręgosłupa na poziomie segmentu C3-C6 (skrzyżowane szlaki przeponowe, CPP, figura 1B). Aktywacja CPP, która z definicji jest hemisekcją C2 połączoną z kontralateralną frenikotomią, która indukuje ipsilateralną częściową regenerację nerwu przeponowego, może nastąpić od kilku godzin do tygodni po urazie16-18. Rzeczywisty korzystny wpływ tego szlaku CPP na regenerację oddechową jest ograniczony19 i należy opracować dalsze badania i leczenie w celu poprawy skali spontanicznej odbudowy3.

Ten protokół dostarcza potężnego typu przedklinicznego modelu mysiego do badania plastyczności oddechowej po zmianie chorobowej na różnych poziomach (fizjologia oddechowa od przed- i frenicznych neuronów ruchowych, interneuronów, molekularnych i komórkowych, na przykład lokomocji kończyny przedniej), a także model do testowania inwazyjnych i nieinwazyjnych strategii terapeutycznych mających na celu poprawę regeneracji oddechowej i lokomotorycznej po częściowym uszkodzeniu rdzenia kręgowego C2 w odcinku szyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ten protokół został zatwierdzony przez komisję etyki przewodniczącego RBUCE-UP ds. Doskonałości (Uniwersytet Paris Sud, umowa o grant nr 246556) oraz Université de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.

1. Przygotowanie wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych

  1. Wyczyść narzędzia chirurgiczne detergentem laboratoryjnym.
  2. Autoklaw narzędzi przed zabiegiem.
  3. Podczas sesji chirurgicznej wysterylizuj narzędzia, umieszczając końcówki w gorącym sterylizatorze kulkowym na 10 minut w temperaturze 180 °C między 2 operacjami.

2. Przygotowanie leków

  1. Przygotuj 2 strzykawki o pojemności 1 ml na leki przedznieczulające, koktajlowe i pooperacyjne.
  2. W zależności od masy ciała szczura przygotuj strzykawkę z lekami znieczulającymi: karprofenem (5 mg/kg), buprenorfiną (50 μg/kg), Baytrilem (5 mg/kg) i deksmedetomidyną (0,5 mg/kg). Uzupełnić objętość do 1 ml za pomocą pierścienia z mleczanami.
  3. Przygotować w innej strzykawce odwrócenie dla leków wstępnie znieczulających: Atipamezol (500 μg/kg).

3. Znieczulenie Szczura

  1. Podać zwierzęciu podskórnie roztwór leków przedznieczulających opisanych w kroku 2.2. Następnie umieść zwierzę z powrotem w klatce i poczekaj, aż pojawi się efekt uspokajający.
  2. Umieść szczura w zamkniętej komorze wypełnionej 5% izofluranem w 100%O2 i poczekaj, aż rytm oddechowy zwolni (około 30 sekund). Następnie wyjmij szczura z komory i umieść go na stole do intubacji.

4. Intubacja ustno-tchawiczacza

  1. Połóż zwierzę na plecach, a następnie zabezpiecz głowę, przykładając pasek przymocowany do jego przednich zębów do stołu.
  2. Za pomocą światła światłowodowego oświetl przestrzeń piersiową. Następnie umieść laryngoskop (lub wykonany na zamówienie, Jou i wsp.20 w celu uzyskania szczegółowych informacji) w pysku zwierzęcia. Wizualizuj struny głosowe.
  3. Wsuń i umieść prowadnicę ustno-tchawiczą w tchawicy (między strunami głosowymi). Wsuń rurkę ustno-tchawiczą (rozmiar cewnika 16 G) na prowadnicę.
  4. Zdejmij prowadnicę i sprawdź za pomocą lusterka krtaniowego umieszczonego na końcu rurki ustno-tchawiczej pod kątem obecności wilgoci, potwierdzając prawidłowe położenie rurki w tchawicy, a nie w przełyku.
  5. Podłączyć rurkę do respiratora gryzoni (wentylator 683 gryzoni, aparat Harvarda) i dostosować stężenie izofluranu do 2% (w 100%O2).
  6. Zabezpiecz rurkę ustno-tchawiczą taśmą chirurgiczną.

5. Chirurgia kręgosłupa

  1. Umieść zwierzę w brzusznej pozycji odleżynowej na podgrzewanej płytce operacyjnej, z nosem skierowanym pod kątem 90° do chirurga. Utrzymuj temperaturę ciała około 37,5 °C przez cały czas trwania zabiegu.
  2. Ogol włosy maszynką do strzyżenia między łopatkami i usuń włosy gazą.
  3. Oczyść skórę betadyną, a następnie 70% alkoholem. Powtórz ten krok 3 razy.
  4. Szczypanie palca u nogi wykonuje się przed rozpoczęciem operacji, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia.  Następnie wykonaj boczne nacięcie skóry rostro-doogonowo nożyczkami między łopatkami.
  5. Przetnij mięsień barkowo-ogonowy mięśnia akromiologicznego, podążając za ścięgnem, aby zapobiec krwawieniu. Następnie oddziel mięsień romboidalny, aby uzyskać dostęp do mięśni kręgosłupa (otaczających kręg).
  6. Wycofaj mięsień rdzeniowy z kręgu C1 do C3. Kręg C2 to kręg z wyraźną apofizą.
  7. Oczyść mięsień wokół grzbietowej części kręgu za pomocą sterylnych wacików.
  8. Zacznij ostrożnie usuwać apofizę C2 za pomocą rongeur. Następnie kontynuuj skrupulatnie, aż grzbietowy rdzeń kręgowy zostanie odsłonięty. Upewnij się, że laminektomia jest laminektomią grzbietową hemi. Zwróć szczególną uwagę na oponę twardą, która otacza rdzeń kręgowy i tętnice w pobliżu tego obszaru.
  9. Za pomocą kleszczy #55 rozetnij rostro-doogonowo oponę twardą wzdłuż C2, a następnie kontynuuj bocznie po każdej stronie rostralnej i ogonowej.
  10. Naniec płyn mózgowo-rdzeniowy.
  11. Wykonaj boczną sekcję pod korzeniem grzbietowym szyjki macicy nr 2 za pomocą mikronożyczek. Sprawdź za pomocą mikroskalpela, czy zakres zmiany jest wystarczająco blisko, aby dotrzeć do linii środkowej rdzenia kręgowego (patrz rysunek 2A, aby uzyskać widok grzbietowy urazu). Jeśli nie, można wykonać kolejne cięcie, aby dokończyć kontuzję. W przypadku krwawienia należy użyć sterylnych wacików. Uważaj, aby nie przejść na stronę przeciwległą, w przeciwnym razie zwierzę nie wyzdrowieje po urazie i będzie miało niewydolność oddechową.
  12. Zszyj mięśnie jako warstwę ochronną i zszyj skórę z powrotem. Oczyść ranę sterylną gazą nasączoną betadyną.
  13. Wyłącz parownik izofluranu i wstrzyknij leki odwracające działanie (Atipamezole [500 μg/kg, i.m.]), sprawdź temperaturę ciała.
  14. Gdy zwierzę zacznie oddychać przy respiratorze, odłącz rurkę dotchawiczą od respiratora, a następnie wyjmij rurkę ustno-tchawiczą. Umieść zwierzę w ogrzewanej klatce w celu odzyskania zdrowia.

6. Opieka pooperacyjna

Po operacji, zwierzęta są stale monitorowane, aby zapewnić jak najlepsze warunki do powrotu do zdrowia. Antybiotyki (Baytril, 5 mg/kg), przeciwzapalne (karprofen, 5 mg/kg) i buprenorfina (50 μg/kg) podaje się co 12 godzin przez pierwsze 2 dni po operacji, aby zapobiec infekcjom i zmniejszyć występowanie bólu pooperacyjnego. Szczury mają dostęp ad libitum do miękkiego pokarmu i wody (lub wody z galaretką na 1. dzień po operacji). Płyny podskórne mogą być stosowane w celu zapobiegania odwodnieniu w pierwszych dniach po operacji. Masa ciała i spożycie pokarmu są codziennie monitorowane. Ich środowisko jest wzbogacane przez cały eksperyment i czas po urazie (podwójna obudowa, rurki w klatkach).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zakres urazu

Sukces i powtarzalność tego konkretnego modelu eksperymentalnego zależą od doświadczenia każdego operatora/chirurga. Stopień późniejszego powrotu funkcji oddechowych (aktywność nerwu przeponowego i aktywność przepony) po urazie C2 jest skorelowany z pozostałą, oszczędzoną istoczą białą w części brzuszzno-bocznej21. Ponieważ uraz jest wykonywany ręcznie i wymaga wprawy chirurga, zakres każdego urazu musi zostać zweryfikowany za pomocą technik histologicz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Trudności techniczne związane z wykonaniem modelu szkody C2

Mysi model urazu C2 jest interesującym narzędziem do badania neuroplastyczności pourazowej układu oddechowego. Jednak etapy potrzebne do stworzenia powtarzalnego i wiarygodnego modelu są liczne, a każdy z nich może mieć wpływ na wynik badania. Na przykład podczas procesu intubacji należy zachować szczególną ostrożność, ponieważ rurka ustno-tchawicza może wywołać zapalenie tchawicy, co może prowadzić do różnych powikła...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez fundusze z Siódmego Programu Ramowego Unii Europejskiej (FP7/2007-2013) na podstawie umowy o grant nr 246556 (projekt europejski RBUCE-UP), HandiMedEx przyznany przez Francuską Radę Inwestycji Publicznych. Marcel Bonay był wspierany przez Chancellerie des Universités de Paris (Legs Poix), Fonds de Dotation Recherche en Santé Respiratoire, oraz Centre d'Assistance Respiratoire à Domicile d'Île de France (CARDIF)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zwierzę
Samiec Sprague Dawley RatJanvier225-250 g
Narzędzia chirurgiczne
Student Dumont #5 kleszczeFine Science Tool91150-20
Kleszcze studenckie Standard PatternFine Science Tool91100-12
Mayo-Stille NożyczkiFine Science Tool14013-15Zakrzywione
nożyczki sprężynowe Student VannasNarzędzie do nauki o nauce91500-09Proste
nożyczki sprężynowe - ostrza 8 mmNarzędzie do nauki15025-10Proste/
Friedman Pearson RongeurFine Science Tool16121-14Zakrzywiony
nóż preparacyjny - narzędziedo nauki z cienką końcówką10055-12Prosty
uchwyt igły Olsen-HegarFine Science Tool12002-14Ząbkowany
retraktor Weitlaner-LocktiteFine Science Tool17012-112x3
wchłanialne szwy chirurgiczneCentravetBYO001Rozmiar szwu 4-0
Equipment
Hot Bead SterylizatorFine Science Cewnik narzędziowy18000-45
 CentravetCAT18816 G
Laryngoskop
Przewód
Lustro krtanioweCentravetMIR011
Dzwonki z mleczanamiCentravetRIN020
StrzykawkaCentravet
Igła Centravet
O2Air LiquidI1001M20R2A001
683 RodentT Wentylator 115/230VHarvard Apparatus55-0000
Samodzielny waporyzatorWPIEZ-155
Cienka linia podgrzewanego łóżkaWPIEZ-211
Kanister z powietrzemWPIEZ-258
Narkotyki
CarprofenCentravet
RimadylCentravetRIM011
BuprenorphineCentravetBUP001
BaytrilCentravetBAY001
DexmedetomidineCentravetDEX010
AtipamezoleCentravetANT201
RoztwórBetadineCentravetVET002
IzofluranCentravetVET066
doprowadzający

Bibliografia

  1. Frankel, H. L., et al. Long-term survival in spinal cord injury: a fifty year investigation. Spinal Cord. 36, 266-274 (1998).
  2. Ramer, M. S., Harper, G. P., Bradbury, E. J. Progress in spinal cord research - a refined strategy for the International Spinal Research Trust. Spinal Cord. 38, 449-472 (2000).
  3. Zimmer, M. B., Nantwi, K., Goshgarian, H. G. Effect of spinal cord injury on the respiratory system: basic research and current clinical treatment options. J Spinal Cord Med. 30, 319-330 (2007).
  4. Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromuscular adaptations to respiratory muscle inactivity. Respir Physiol Neurobiol. 169, 133-140 (2009).
  5. Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon and recovery of function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 85-93 (2009).
  6. Nantwi, K. D. Recovery of respiratory activity after C2 hemisection (C2HS): involvement of adenosinergic mechanisms. Respir Physiol Neurobiol. 169, 102-114 (2009).
  7. Sandhu, M. S., et al. Respiratory recovery following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 169, 94-101 (2009).
  8. Lane, M. A., Lee, K. Z., Fuller, D. D., Reier, P. J. Spinal circuitry and respiratory recovery following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 123-132 (2009).
  9. Seeds, N. W., Akison, L., Minor, K. Role of plasminogen activator in spinal cord remodeling after spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169, 141-149 (2009).
  10. Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475, 196-200 (2011).
  11. Vinit, S. Cervical spinal cord injuries and respiratory insufficiency: a revolutionary treatment. Med Sci (Paris. 28, 33-36 (2012).
  12. Kastner, A., Gauthier, P. Are rodents an appropriate pre-clinical model for treating spinal cord injury? Examples from the respiratory system). Exp Neurol. 213, 249-256 (2008).
  13. Vinit, S., Lovett-Barr, M. R., Mitchell, G. S. Intermittent hypoxia induces functional recovery following cervical spinal injury. Physiol Neurobiol. 169, 210-217 (2009).
  14. Porter, W. T. The Path of the Respiratory Impulse from the Bulb to the Phrenic Nuclei. J Physiol. 17, 455-485 Forthcoming.
  15. Nicaise, C., et al. Phrenic motor neuron degeneration compromises phrenic axonal circuitry and diaphragm activity in a unilateral cervical contusion model of spinal cord injury. Exp Neurol. 235, 539-552 (2012).
  16. Goshgarian, H. G. The crossed phrenic phenomenon: a model for plasticity in the respiratory pathways following spinal cord injury. J Appl Physiol. 94, 795-810 (2003).
  17. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23, 1137-1146 (2006).
  18. Fuller, D. D., Johnson, S. M., Johnson, R. A., Mitchell, G. S. Chronic cervical spinal sensory denervation reveals ineffective spinal pathways to phrenic motoneurons in the rat. Neurosci Lett. 323, 25-28 (2002).
  19. Dougherty, B. J., Lee, K. Z., Lane, M. A., Reier, P. J., Fuller, D. D. Contribution of the spontaneous crossed-phrenic phenomenon to inspiratory tidal volume in spontaneously breathing rats. J Appl Physiol. 112, 96-105 (2012).
  20. Jou, I. M., et al. Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge. J Appl Physiol. 89, 1766-1770 (2000).
  21. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165, 245-253 (2009).
  22. Vinit, S., Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Lipopolysaccharide attenuates phrenic long-term facilitation following acute intermittent hypoxia. Respir Physiol Neurobiol. 176, 130-135 (2011).
  23. Ahmad, F., Wang, M. Y., Levi, A. D. Hypothermia for Acute Spinal Cord Injury-A Review. World Neurosurg. , (2013).
  24. Lovett-Barr, M. R., et al. Repetitive intermittent hypoxia induces respiratory and somatic motor recovery after chronic cervical spinal injury. J Neurosci. 32, 3591-3600 (2012).
  25. Minor, K. H., Akison, L. K., Goshgarian, H. G., Seeds, N. W. Spinal cord injury-induced plasticity in the mouse--the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 200, 486-495 (2006).
  26. Baussart, B., Stamegna, J. C., Polentes, J., Tadie, M., Gauthier, P. A new model of upper cervical spinal contusion inducing a persistent unilateral diaphragmatic deficit in the adult rat. Neurobiol Dis. 22, 562-574 (2006).
  27. Golder, F. J., et al. Breathing patterns after mid-cervical spinal contusion in rats. Exp Neurol. 231, 97-103 (2011).
  28. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235, 197-210 (2012).
  29. Vinit, S., et al. Axotomized bulbospinal neurons express c-Jun after cervical spinal cord injury. Neuroreport. 16, 1535-1539 (2005).
  30. Guenther, C. H., Windelborn, J. A., Tubon, T. C., Yin, J. C., Mitchell, G. S. Increased atypical PKC expression and activity in the phrenic motor nucleus following cervical spinal injury. Exp Neurol. 234, 513-520 (2012).
  31. Mantilla, C. B., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Motoneuron BDNF/TrkB signaling enhances functional recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 247, 101-109 (2013).
  32. Vinit, S., Darlot, F., Aoulaiche, H., Boulenguez, P., Kastner, A. Distinct expression of c-Jun and HSP27 in axotomized and spared bulbospinal neurons after cervical spinal cord injury. J Mol Neurosci. 45, 119-133 (2011).
  33. Windelborn, J. A., Mitchell, G. S. Glial activation in the spinal ventral horn caudal to cervical injury. Respir Physiol Neurobiol. 180, 61-68 (2012).
  34. Vinit, S., Stamegna, J. C., Boulenguez, P., Gauthier, P., Kastner, A. Restorative respiratory pathways after partial cervical spinal cord injury: role of ipsilateral phrenic afferents. Eur J Neurosci. 25, 3551-3560 (2007).
  35. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183, 186-192 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Aktywno nerwu przeponowegohemiparali przeponyuraz kr gu C2chirurgiczna hemilaminektomiastosowanie respiratora dla gryzonitechniki histologicznerejestracja aktywno ci nerwowo mi niowejskrzy owana droga nerwu przeponowego
Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.