Artykuł metodologiczny

Sekwencyjne obrazowanie in vivo osteogennych komórek macierzystych/progenitorowych podczas naprawy złamań

DOI:

10.3791/51289

⸱

23 maja 2014

 ,  ,  , 
1Center for Regenerative Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Stem Cell Institute, 2Wellman Center for Photomedicine and Center for Systems Biology, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ilościowy pomiar funkcji progenitora kości w gojeniu złamań wymaga technologii obrazowania seryjnego o wysokiej rozdzielczości. W tym miejscu przedstawiono protokoły wykorzystujące mikroskopię przyżyciową i śledzenie linii kostnych w celu sekwencyjnego obrazowania i ilościowego określenia migracji, proliferacji i różnicowania endogennych osteogennych komórek macierzystych / progenitorowych w procesie naprawy złamań kości.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kość przewraca się w sposób ciągły i jest wysoce regenerująca po urazie. Od dawna przypuszczano, że osteogenne komórki macierzyste/progenitorowe istnieją, ale dopiero niedawno udało się wykazać istnienie takich komórek in vivo. W tym artykule przedstawiono techniki obrazowania in vivo w celu zbadania roli endogennych osteogennych komórek macierzystych/progenitorowych (OSPC) i ich potomstwa w naprawie kości. Korzystając z modeli śledzenia komórek osteo-liniowych i przyżyciowego obrazowania indukowanych mikrozłamań w kości nazębnej, OSPC można bezpośrednio obserwować w ciągu pierwszych kilku dni po urazie, w których dochodzi do krytycznych zdarzeń we wczesnym procesie naprawy. Miejsca urazów mogą być sekwencyjnie obrazowane, ujawniając, że OSPC przemieszczają się do urazu, zwiększają swoją liczbę i różnicują się w osteoblasty tworzące kość. Metody te pozwalają badać rolę wewnętrznych i zewnętrznych regulatorów molekularnych komórek macierzystych w regeneracji i naprawie kości.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby zwyrodnieniowe kości i związana z wiekiem utrata masy kostnej, prowadząca do wysokiego ryzyka złamań osteoporotycznych, stały się głównym wyzwaniemw zakresie zdrowia publicznego1. Utrzymanie kości jest kontrolowane przez osteoblasty tworzące kości i osteoklasty resorbujące kości. Ubytki komórek kościotwórczych są główną przyczyną związanej z wiekiem utraty masy kostnej i chorób zwyrodnieniowych kości2,3. Podczas gdy szeroko zakrojone badania koncentrowały się na poprawie gojenia się złamań, odkrycie niezawodnych leków do leczenia chorób zwyrodnieniowych kości i odwrócenia słabości złamań osteoporotycznych pozostaje ważną kwestią. W związku z tym badanie źródła komórek tworzących kości i ich mechanizmów kontrolnych w regeneracji i naprawie kości dostarcza nowych informacji na temat poprawy regeneracji szkieletu i odwrócenia chorób związanych z utratą masy kostnej.

Istnienie multipotencjalnych komórek mezenchymalnych w szpiku kostnym zostało zaproponowane na podstawie identyfikacji populacji klonogennych, które mogą różnicować się w linie osteogenne, adipogenne i chondrogenne ex vivo4. Ostatnio wiele badań wykazało, że szkieletowe/mezenchymalne komórki macierzyste (SSC/MSC) są naturalnym źródłem osteoblastów i mają kluczowe znaczenie dla obrotu kostnego, przebudowy i naprawy złamań5,6. Ponadto nasze badanie śledzące linię wykazało, że dojrzałe osteoblasty mają nieoczekiwanie krótki okres półtrwania (~60 dni) i są stale uzupełniane przez komórki macierzyste/progenitorowe zarównow normalnych warunkach homeostatycznych, jak i naprawie złamań6. Jednak tożsamość komórek macierzystych in vivo i to, jak takie komórki reagują na uszkodzenia spowodowane złamaniami i zaopatrują komórki kościotwórcze, są niejasne. Dlatego ważne jest, aby opracować metodę, która będzie w stanie analizować migrację, proliferację i różnicowanie endogennych SSC/MSCs w warunkach fizjologicznych.

Naprawa pęknięć to wielokomórkowy i dynamiczny proces regulowany przez szereg złożonych cytokin i czynników wzrostu7. Najpopularniejszym podejściem do badań złamań jest użycie modelu zwierzęcego ze złamaniem kości długiej oraz analiza kości za pomocą technik przekroju kości i immunofluorescencji8-10. Ten proces naprawy można monitorować za pomocą wielu technik obrazowania, w tym mikro-CT11, fluorescencji w bliskiej podczerwieni12 i obrazowania chemiluminescencyjnego13. Jednak każda technika ma pewne ograniczenia i nie ma skutecznego sposobu monitorowania funkcji SSC/MSC na poziomie komórkowym in vivo. Ostatnio opracowano mikroskopię przyżyciową konfokalną/dwufotonową, która jest wykorzystywana do wykrywania przeszczepionych komórek nowotworowych i hematopoetycznych komórek macierzystych w kontekście mikrośrodowiska szpiku kostnego, nawet w rozdzielczości pojedynczej komórki u żywych zwierząt14. Łącząc tę technologię z szeregiem modeli śledzenia linii, byliśmy w stanie określić, że osteogenne komórki macierzyste / progenitorowe mogą być genetycznie naznaczone przez przejściową aktywację promotora oporności na myksowirusa-1 (Mx1), a progenitory indukowane przez Mx1 mogą utrzymać większość dojrzałych osteoblastów w czasie, ale nie uczestniczą w generowaniu chondrocytów u dorosłej myszy6. Ponadto wykazaliśmy, że OSPC znakowane Mx1 dostarczają większość nowych osteoblastów w procesie gojenia złamań6.

Tutaj, korzystając z modeli śledzenia linii kostnych i mikroskopii przyżyciowej, dostarczany jest protokół do zdefiniowania in vivo kinetyki osteogennych komórek macierzystych/progenitorowych Mx1+ podczas naprawy złamań. Protokół ten oferuje obrazowanie sekwencyjne w celu śledzenia przemieszczania się osteogennych pni/progenitorów do miejsc złamań oraz ilościowego pomiaru ekspansji osteoprogenitorów we wczesnym procesie naprawy. Podejście to może być przydatne w wielu kontekstach, w tym w ocenie kandydatów terapeutycznych w celu poprawy naprawy kości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Myszy i kondycjonowanie wstępne

Uwaga: Wszystkie myszy były utrzymywane w warunkach wolnych od patogenów, a wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Massachusetts General Hospital. Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane w sterylnych warunkach przy użyciu sterylizowanego w autoklawie sterylnego sprzętu. Mx1-Cre15, Rosa26-loxP-stop-loxP-EYFP (Rosa-YFP) i Rosa26-loxP-stop-loxP-tdTomato (Rosa-Tomato) zostały zakupione w Jackson Laboratories. Myszy z osteokalcyną-GFP zostały dostarczone przez dr Henry'ego Kronenberga. Do ilościowej analizy migracji i proliferacji OSPC in vivo wykorzystano myszy Mx1-Cre + Rosa-YFP + (pojedynczy kolorowy reporter). Aby bardziej szczegółowo śledzić ich różnicowanie się w dojrzałe osteoblasty Osteocalcin+, użyliśmy trigenicznych myszy Mx1-Cre + Rosa-Tomato + Ocn-GFP+.

  1. Aby oznaczyć komórki Mx1+ in vivo, przygotuj kwas poliinozynowo-policytydylowy (pIpC, 2,5 mg / ml) w sterylnym roztworze PBS i wstrzyknij 200 μl na 20 g myszy reporterowej Mx1-Cre + dootrzewnowo raz na drugi dzień przez 10 dni.
  2. Aby wyeliminować rezydujące komórki krwiotwórcze Mx1 +, należy napromienić myszy pojedynczą dawką 9,5 Gy. Po 24 godzinach napromieniania przeszczepić dożylnie komórki szpiku kostnego typu dzikiego (1x106 komórek/mysz)16. Uwaga: Ponieważ komórki indukowane Mx1 obejmują komórki hematopoetyczne i osteoklasty pochodzenia hematopoetycznego, eliminacja komórek krwiotwórczych Mx1 + poprawia jakość obrazowania i ilościowe oznaczanie komórek osteogennych Mx1 +.
  3. Po przeszczepie szpiku kostnego należy monitorować zwierzęta przez cztery do sześciu tygodni w celu pomyślnego ponownego zasiedlenia komórek dawcy.

2. Przygotowanie myszy

  1. Znieczulić mysz przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 50 μl ketaminy/ksylazyny (100 mg/kg, ksylazyny 12 mg/kg masy ciała) przy użyciu procedury zatwierdzonej przez IACUC. Uwaga: Czas działania może zostać wydłużony przez dodatkową dawkę ketaminy/ksylazyny.
  2. Ustal, czy mysz jest w pełni znieczulona przez brak reakcji na szczypanie palców u nóg i/lub ogona. (Opcjonalnie) Gdy mysz jest znieczulona, przymocuj maskę gazową izofluranową na nosie, przyklejając ją taśmą. Dostosuj poziom izofluranu, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni uspokojone.
  3. Przytnij włosy na skórze głowy za pomocą elektrycznego trymera lub małych nożyczek. Usuń fragmenty włosów i wysterylizuj odsłoniętą skórę wacikiem nasączonym 70% alkoholem. Zastosuj żel łzowy, aby zapobiec odwodnieniu rogówki.

3. Uraz spowodowany mikrozłamaniami

  1. Po upewnieniu się, że zwierzę jest w pełni uspokojone, wykonaj pojedyncze odwrócone nacięcie w kształcie litery L, aby otworzyć skórę głowy. Krótko wykonaj pierwsze poprzeczne nacięcie (mniej niż 1 cm), zaczynając od jednego ucha do drugiego ucha. Obrócić o ~60° i kontynuować nacinanie w kierunku nosa, aż do ~2-3 mm od nosa. Uwaga: To nacięcie minimalizuje tworzenie się tkanek bliznowatych nad obszarem, który ma być obrazowany.
  2. Oddziel płaty skóry, pociągając w kierunku boków kleszczami. Zarówno kości czołowe, jak i przecięcie szwów strzałkowych i koronalnych powinny być wyraźnie wyeksponowane.
  3. Oczyść otwartą powierzchnię, spłukując sterylnym PBS i delikatnie przecierając sterylną gazą lub wacikami, aż wszystkie resztki włosów zostaną usunięte.
  4. Aby wygenerować mikropęknięcia na kalwarii, jedną ręką przytrzymaj głowę myszy, a drugą igłę 30 G. Wykonać mikronakłucie (nawinąć o średnicy ~0,2 mm o głębokości < 1 mm) na lewej kości czołowej w pobliżu przecięcia szwów strzałkowych i koronalnych, wprowadzając końcówkę igły 30 G z delikatnym naciskiem i ruchem skręcającym. Uwaga: Bardzo ważne jest, aby nie dopuścić do wniknięcia igły do mózgu, minimalizując w ten sposób krwawienie i uszkodzenie tkanek.
  5. Zmień na większą igłę (20 lub 25 G) i poszerz otwór do nakłucia, przekręcając igłę (średnica ~0,5 mm).
  6. Powtórz krok 3.3-3.5, aby wygenerować drugie nakłucie na przeciwległej kości czołowej.
  7. Zetrzyj zranione miejsca poprzez ciągłe upuszczanie PBS, aż krwawienie ustanie.
    Uwaga: Krwawienie w miejscach złamań zakłóca prawidłowe obrazowanie i powoduje powstawanie blizn.
  8. Nałóż kroplę sterylnego roztworu soli fizjologicznej lub 2% Methocel na czaszkę, aby uniknąć wysuszenia. Uwaga: Nie pozwól, aby powierzchnia czaszki wyschła, ponieważ zmniejszy to klarowność obrazu. Ważne jest, aby użyć wystarczającej ilości żelu lub soli fizjologicznej, aby pokryć obszar.

4. Obrazowanie przyżyciowe

  1. (Opcjonalnie) Przed obrazowaniem niektórym myszom wstrzykuje się barwnik naczyniowy, aby uwidocznić naczynia krwionośne. Wstrzyknąć retroorbitalnie 20 μl niedocelowego Qtracker 705 (2 μM roztwór w 50 mM buforze boranowym) rozcieńczonego w 80 ml PBS. Użyj strzykawki insulinowej, aby zminimalizować straty odczynników. Jeśli sygnał nie jest wystarczająco jasny, mogą być wymagane dodatkowe ilości.
  2. Włącz skaner. Uwaga: Wielokątny skaner laserowy umożliwia jednoczesną wielokanałową akwizycję obrazu z szybkością wideo (30 klatek na sekundę). Skanowanie z szybkością wideo jest bardzo ważne w przypadku obrazowania żywych zwierząt.
  3. Włącz laser wielofotonowy (femto-sekundowy laser tytanowo-szafirowy). Ustaw długość fali na 880 nm i dostosuj moc do obrazowania kości w drugiej generacji harmonicznej (440 nm). W przypadku wzbudzenia GFP i tdTomato włącz lasery na ciele stałym 491 nm i 561 nm.
  4. Włącz detektory PMT (lampa fotopowielacza) dla każdego sygnału (filtr pasmowo-przepustowy 435 ± 20 nm dla generowania drugiej harmonicznej, filtr pasmowo-przepustowy 528 ± 19 nm dla GFP i 590 ± 20 dla tdTomato). (Opcjonalnie) Do wykrywania sygnału Qtracker 705 należy użyć lasera helowo-neonowego o długości fali 638 nm i filtra pasmowo-przepustowego 695 ± 27,5 nm.
  5. Umieść zwierzę na zmotoryzowanym stoliku mikroskopu z osią XYZ. Utrzymuj mysz w najwygodniejszej pozycji dzięki elektrycznej poduszce grzewczej, która pomaga utrzymać temperaturę ciała (zmniejsza to ryzyko utraty przez zwierzęta). Użyj taśmy do przytrzymania myszy, aby zminimalizować ruch podczas obrazowania i utrzymać obrazowany obszar tak poziomo, jak to możliwe.
  6. Nałóż kroplę ciepłego 2% żelu metylocelulozowego lub roztworu soli fizjologicznej na czaszkę, aby uniknąć wysuszenia. Umieść szkło nakrywkowe na obszarze obrazowania. Użyj obiektywu o małym powiększeniu (obiektyw zanurzony w wodzie 30x i 0,9 NA), aby zeskanować kalwarię.
  7. Korzystając ze sterownika osi XYZ, znajdź powierzchnię kalwarii, wykrywając sygnał SHG z kości i zidentyfikuj kluczowe miejsce punktu orientacyjnego, takie jak przecięcie szwów strzałkowych i szwów koronalnych. Uzyskaj obraz i zapisz współrzędne XYZ.
  8. Kontynuuj poszukiwanie lokalizacji urazu, obserwując sygnały SHG i fluorescencyjne.
  9. Po znalezieniu miejsc uszkodzenia lub obszaru zainteresowania uzyskaj obraz najlepszej płaszczyzny ogniskowej zawierającej SHG i sygnały fluorescencyjne z komórek będących przedmiotem zainteresowania. Zapisz współrzędne XYZ i odległość do przecięcia szwów strzałkowych i koronalnych, aby określić ich dokładne położenie dla kolejnych rund obrazowania.
  10. Aby zebrać 3D struktury komórkowe i kostne urazów złamań, rejestruj obrazy za pomocą stosów Z (odstęp 2 - 5 μm) z głębokością ~100 μm od powierzchni kości śródkostnej. Po zakończeniu obrazowania jednej strony urazu należy powtórzyć proces obrazowania dla kolejnych miejsc urazu.

5. Procedury pooperacyjne

  1. Po obrazowaniu przepłukać miejsce obrazowania sterylnym roztworem soli fizjologicznej, aby usunąć żel metylocelulozowy z czaszki. Za pomocą sterylnego wacika nałóż niewielką ilość maści z potrójnym antybiotykiem na powierzchnię. Zakryj płaty skóry i ponownie zamknij skórę głowy za pomocą chirurgicznego szycia. Można to zrobić za pomocą hipoalergicznej nici do szycia (wchłanialny szew poliglaktynowy) i igły do szycia w rozmiarze 5-0. Uwaga: Dobra technika szycia minimalizuje powstawanie blizn.
  2. Leczyć wszystkie zwierzęta wstrzyknięciem IP 0,05-0,1 mg/kg buprenorfiny co 12 godzin przez 48 godzin po zabiegu. Trzymaj zwierzęta w ciepłej komorze rekonwalescencji, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności. Po 3 do 5 dniach ponownie otwórz szew i powtórz czynności obrazowania przyżyciowego, aby śledzić zmiany komórkowe podczas gojenia się złamań.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stabilizowany model złamania kości długiej jest popularny w badaniach nad złamaniami. Jednak modele kości długich lub dużych złamań powodują wielokrotne uszkodzenia tkanek i dlatego mają ograniczenia w ilościowym pomiarze funkcji komórek kostnych. Rozwinęliśmy minimalnie inwazyjny uraz (średnica mniejsza niż 1 mm z minimalną lub żadną inwazją do opony twardej) na kościach czołowych calwarii z wierceniem igłowym (ryc. 1A-1C). Wybraliśmy widok z góry kości czołowych kości kalwarycznej do obrazowania mi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Regulacja szkieletowych komórek macierzystych może mieć ogromne znaczenie dla określenia lepszych metod regeneracji kości. Obrazowanie ilościowe i sekwencyjne na poziomie komórkowym było wyzwaniem technicznym. Chociaż mysi model złamania kości długiej jest szeroko stosowany i nadaje się do badań biomechanicznych 17, jego głębokie umiejscowienie tkanek, nierówny rozmiar złamania, uszkodzenie tkanek miękkich i zastosowanie stabilizujących stabilizatorów mają ograniczone sekwencyjne obrazowanie przyżyciowe. W tym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy C. Parkowi za przeczytanie rękopisu. Praca ta była wspierana przez NIAMS w ramach Nagrody Numer K01AR061434 oraz Nagrody Stypendialnej Towarzystwa Białaczki i Chłoniaka (5127-09) dla D.P oraz grantów National Institutes of Health dla C.P.L. i D.T.S. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
C57BL/6J (H-2B)Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME)000664
Chlorowodorek ketaminy do wstrzykiwańBionichepharma67457-001-10  Wielkość fiolki: 10 ml (50 mg/ml)
Sterylny roztwór ksylazynyLloyd Inc.NADA# 139-236
Buprenorfina HlBEDFORD LABNDC 55390-100-10Fiolka: 0,3 mg / ml, Dawki: 0,05-0,1 mg / kg
DPBS, 1XCORNING cellgro21-031-CV
Podkładki nasączone alkoholem (70% alkoholu izopropylowego)Kendall WEBCOL5110
Drobne nożyczki chirurgiczneFST14568-09
Bardzo cienkie kleszczeFST11150-10
VICRYL*Plus NiciEthiconVCP490G
Qtracker 705 niecelowana kropka kwantowaInvitrogenQ21061
Methocel 2%OmmiVision
pIpC (kwas poliinozynowo-policytydylowy)   SigmaP0913-50MG100 μ l (2,5 mg/ml w PBS) dla 10 g myszy
Mai Tai Przestrajalne ultraszybkie laserySpectra Physics
Dual Calypso 491 + 532 nm DPSSCobolt AB
Radius-635 HeNe laserKoherent
laser

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Harada, S., Rodan, G. A. Control of osteoblast function and regulation of bone mass. Nature. 423, 349-355 (2003).
  2. Manolagas, S. C., Parfitt, A. M. What old means to bone. Trends Endocrinol Metab. 21, 369-374 (2010).
  3. Khosla, S., Riggs, B. L. Pathophysiology of age-related bone loss and osteoporosis. Endocrinol Metab Clin North Am. 34, 1015-1030 (2005).
  4. Friedenstein, A. J., Chailakhyan, R. K., Latsinik, N. V., Panasyuk, A. F., Keiliss-Borok, I. V. Stromal cells responsible for transferring the microenvironment of the hemopoietic tissues. Cloning in vitro and retransplantation in vivo. Transplantation. 17, 331-340 (1974).
  5. Mendez-Ferrer, S., et al. Mesenchymal and haematopoietic stem cells form a unique bone marrow niche. Nature. 466, 829-834 (2010).
  6. Park, D., et al. Endogenous Bone Marrow MSCs Are Dynamic, Fate-Restricted Participants in Bone Maintenance and Regeneration. Cell Stem Cell. 10, 259-272 (2012).
  7. Schindeler, A., McDonald, M. M., Bokko, P., Little, D. G. Bone remodeling during fracture repair: The cellular picture. Semin Cell Dev Biol. 19, 459-466 (2008).
  8. Holstein, J. H., et al. Rapamycin affects early fracture healing in mice. Br J Pharmacol. 154, 1055-1062 (2008).
  9. Maes, C., et al. Osteoblast precursors, but not mature osteoblasts, move into developing and fractured bones along with invading blood vessels. Dev Cell. 19, 329-344 (2010).
  10. Grcevic, D., et al. In vivo fate mapping identifies mesenchymal progenitor cells. Stem Cells. 30, 187-196 (2012).
  11. O'Neill, K. R., et al. Micro-computed tomography assessment of the progression of fracture healing in mice. Bone. 50, 1357-1367 (2012).
  12. Kovar, J. L., et al. Near-infrared-labeled tetracycline derivative is an effective marker of bone deposition in mice. Anal Biochem. 416, 167-173 (2011).
  13. Mayer-Kuckuk, P., Boskey, A. L. Molecular imaging promotes progress in orthopedic research. Bone. 39, 965-977 (2006).
  14. Lo Celso, C., et al. Live-animal tracking of individual haematopoietic stem/progenitor cells in their niche. Nature. 457, 92-96 (2009).
  15. Kuhn, R., Schwenk, F., Aguet, M., Rajewsky, K. Inducible gene targeting in mice. Science. 269, 1427-1429 (1995).
  16. Duran-Struuck, R., Dysko, R. C. Principles of bone marrow transplantation (BMT): providing optimal veterinary and husbandry care to irradiated mice in BMT studies. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 48, 11-22 (2009).
  17. Tu, Q., et al. Osterix overexpression in mesenchymal stem cells stimulates healing of critical-sized defects in murine calvarial bone. Tissue Eng. 13, 2431-2440 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Osteogenic Stem Progenitor CellsIn Vivo ImagingFracture RepairIntravital ImagingCalvarial BoneMX1 Positive CellsBone Marrow TransplantationMicrofracture GenerationSequential ImagingStem Cell Tracking

Powiązane artykuły