Zewnątrzkomórkowy zapis tetrody drutowej w mózgu swobodnie chodzących owadów

Podsumowanie

Wcześniej opracowaliśmy technikę wszczepiania drutów tetrodowych do centralnego kompleksu mózgów karaluchów, która pozwala nam monitorować aktywność w poszczególnych jednostkach karaluchów na uwięzi. Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną wersję tej techniki, która pozwala nam również rejestrować aktywność mózgu u swobodnie poruszających się owadów.

Streszczenie

Rosnące zainteresowanie rolą aktywności mózgu w kontroli motorycznej owadów wymaga od nas możliwości monitorowania aktywności neuronalnej, podczas gdy owady zachowują się naturalnie. Wcześniej opracowaliśmy technikę wszczepiania drutów tetrody do centralnego kompleksu mózgów karaluchów, która pozwoliła nam rejestrować aktywność wielu neuronów jednocześnie, podczas gdy karaluch na uwięzi obracał się lub zmieniał prędkość chodzenia. Chociaż jest to duży postęp, preparaty na uwięzi zapewniają dostęp do ograniczonych zachowań i często brakuje im procesów sprzężenia zwrotnego, które zachodzą u swobodnie poruszających się zwierząt. Prezentujemy teraz zmodyfikowaną wersję tej techniki, która pozwala nam nagrywać z centralnego kompleksu swobodnie poruszających się karaluchów, gdy chodzą po arenie i radzą sobie z barierami poprzez skręcanie, wspinanie się lub drążenie tuneli. W połączeniu z szybkim nagrywaniem wideo i wycinaniem klastrów, możemy teraz powiązać aktywność mózgu z różnymi parametrami ruchu swobodnie zachowujących się owadów.

Wprowadzenie

Ten artykuł opisuje udany system rejestracji z neuronów w centralnym kompleksie (CC) karalucha, Blaberus discoidalis, gdy owad chodzi po arenie i ma do czynienia z obiektami, które powodują, że się obraca, tuneluje pod nim lub wspina się na przeszkody. Przewody można również podłączyć do stymulatora, aby wywołać aktywność w otaczającym neuropilu, a w konsekwencji zmiany w zachowaniu.

W ciągu ostatniej dekady wiele uwagi poświęcono rolom, jakie odgrywają różne regiony mózgu w kontrolowaniu zachowania owadów. Duża część tego skupienia została skierowana w stronę neuropils w linii środkowej mózgu, które są zbiorczo określane jako kompleks centralny (CC). Postęp został osiągnięty w wyniku szerokiej gamy technik ukierunkowanych na pytania o rolę CC w zachowaniu. Techniki te obejmują zarówno manipulacje neurogenetyczne, głównie u Drosophila, w połączeniu z analizą behawioralną^1-3, jak i techniki elektrofizjologiczne, które monitorują aktywność neuronalną w CC i próbują powiązać tę aktywność z parametrami istotnymi behawioralnie.

Techniki elektrofizjologiczne obejmują zapis wewnątrzkomórkowy z indywidualnie zidentyfikowanych neuronów^4-9 oraz zapis zewnątrzkomórkowy, często z wielokanałowymi sondami^10,11. Te dwie techniki są komplementarne. Zapis wewnątrzkomórkowy z ostrymi elektrodami lub plastrem całej komórki dostarcza bardzo szczegółowych danych na temat zidentyfikowanych neuronów, ale jest ograniczony do jednej lub dwóch komórek jednocześnie, wymaga ograniczonego ruchu lub nie wymaga go wcale i może być utrzymywany przez stosunkowo krótki okres czasu. Nagrania zewnątrzkomórkowe można łatwo ustawić, nie wymagają ograniczeń i mogą być przechowywane przez wiele godzin. Dzięki tetrodom wielokanałowym i cięciu klastrów można jednocześnie analizować dość duże populacje neuronów^9,12. Podczas gdy łatka z całych komórek została z powodzeniem wykorzystana u owadów na uwięzi¹³, uważamy, że istnieje również zapotrzebowanie na techniki, które pozwolą nam rejestrować aktywność neuronalną w mózgu przez długi czas u swobodnie zachowujących się owadów, które radzą sobie z barierami w poruszaniu się do przodu.

Potrzeba nagrywania, gdy owad porusza się i podskakuje w górę i w dół, popchnęła nas w kierunku pozakomórkowych metod nagrywania. Odnieśliśmy duży sukces w nagrywaniu w preparatach powściągliwych za pomocą dostępnych na rynku 16-kanałowych sond krzemowych¹¹, jednak niewielkie rozmiary nawet dużych karaluchów oznaczają, że sondy muszą być montowane poza ciałem. To, w połączeniu z delikatnością zębów sondy, sprawiło, że nie nadawały się one do przygotowania do swobodnego chodzenia. W dwóch poprzednich projektach użyliśmy wiązek cienkich drutów tworzących tetrodę, aby uzyskać podobne właściwości nagrywania, ale w bardziej wytrzymałym układzie. Te wiązki tetrody pozwoliły nam zarejestrować z uwiązanych karaluchów i powiązać aktywność jednostki CC ze zmianami prędkości chodzenia¹⁴ i skrętu wynikającymi z kontaktu anteny z prętem¹⁰.

Jakkolwiek użyteczne były i będą te preparaty na uwięzi, to jednak mają pewne ograniczenia. Po pierwsze, zachowania, które może wykonywać owad, są ograniczone do jednej płaszczyzny. Oznacza to, że z łatwością mogliśmy wywołać zmiany prędkości chodzenia lub skręcania, ale wspinanie się i drążenie tuneli nie było możliwe, przynajmniej przy typowym układzie uwięzi. Po drugie, nasze preparaty na uwięzi są "otwartą pętlą". Oznacza to, że nie pozwalają na normalne sprzężenie zwrotne związane z ruchem do systemu. Tak więc, gdy karaluch włączył naszą więź, jego świat wizualny nie został odpowiednio zmieniony. Możliwe jest zbudowanie systemów uwięzi w pętli zamkniętej, aby wprowadzić tego rodzaju sprzężenie zwrotne. Są one jednak ograniczone przez złożoność programowania i sprzętu symulowanego środowiska wizualnego. Niemniej jednak czuliśmy, że możemy ulepszyć nasze istniejące metody nagrywania na uwięzi, rejestrując zwierzę, które swobodnie porusza się po arenie lub torze i napotyka obiekty, tak jak robiłoby to w swoim naturalnym otoczeniu.

Chociaż bezprzewodowe systemy do rejestrowania aktywności mózgu¹⁵ byłyby idealne, obecne systemy mają ograniczenia w liczbie kanałów nagrywania, czasie pozyskiwania danych, żywotności baterii i wadze. W związku z tym zdecydowaliśmy się spróbować dostosować nasz system nagrywania na uwięzi do użytku w preparatach do swobodnego przemieszczania się. W miarę pojawiania się lepszych systemów bezprzewodowych, technikę tę można łatwo dostosować do takich urządzeń. System opisany w tym artykule jest lekki, działa bardzo dobrze i wydaje się, że ma niewielki szkodliwy wpływ na zachowanie karalucha. Dzięki niedrogiej, szybkiej kamerze i oprogramowaniu do cięcia klastrów, aktywność poszczególnych neuronów mózgowych może być powiązana z ruchem. W tym miejscu opisujemy przygotowanie drutów tetrody i ich wszczepienie do mózgu owada, a także techniki rejestrowania aktywności elektrycznej i ruchu oraz sposób, w jaki dane te można zebrać w celu późniejszej analizy.

Protokół

1. Przygotowanie drutów tetrodowych

1. Wyciągnij bardzo cienki drut nichromowy (średnica 12 μm, powłoka PAC) o długości około 1,1 m. Przymocuj przywieszkę do każdego końca. Zawieś drut na poziomym pręcie gwintowanym tak, aby oba końce znajdowały się na tej samej wysokości w pobliżu blatu.
2. Powtórz krok 1.1 dla drugiego drutu, wykonując dwa kolejne końce, co daje w sumie 4, i umieść go obok pierwszego drutu (około 1 cm pomiędzy nimi).
3. Sklej cztery końce razem za pomocą taśmy i przymocuj tag do zmotoryzowanego obrotowego urządzenia do nawijania. To urządzenie może być wykonane z niedrogiego silnika prądu stałego.
4. Nawiń tetrodę w jednym kierunku przez 2 min (60 obr./min) i rozwijaj ją w przeciwnym kierunku przez 30 sekund.
5. Użyj opalarki, aby połączyć ze sobą przewody. Nie dotykaj przewodów pistoletem. Użyj trzech przejść w górę iw dół z naprzemiennych kierunków, przy czym każde przejście zajmuje około 10 sekund.
6. Przetnij górną i dolną część nawiniętych drutów. Cztery przewody są skręcone i połączone ze sobą na jednym końcu, ale oddzielone na drugim.
7. Dodaj rurkę nośną. Wytnij rurkę polietylenową o długości 30 cm (średnica: wewnętrzna 0,28 mm, zewnętrzna 0,61 mm). Bardzo powoli i ostrożnie wkręć tetrodę w rurkę nośną, aby się nie załamywała.
8. Gdy bezpiecznik wyjdzie z drugiej strony, przeciągnij go tak, aby na obu końcach rurki prowadzącej znajdowała się równa długość drutu.
9. Chwyć oddzielny koniec każdego drutu za pomocą kleszczy. Używając podstawy płomienia palnika gazowego, ostrożnie spal izolację z ostatnich 2 lub 3 mm każdego drutu. Podgrzej drut, aż zacznie się żarzyć, ale nie zwija.
10. Podłącz tetrodę do adaptera gniazda IC męsko-żeńskiego, który pasuje do Twojego urządzenia nagrywającego. Włóż odizolowany koniec każdego przewodu do innego gniazda adaptera za pomocą kleszczyków. Ustabilizuj przewód w gnieździe za pomocą małego mosiężnego kołka. Użyj cienkiej lutownicy punktowej i napełnij gniazdo stopionym lutowiem. Uważaj, aby nie zetknąć delikatnego drutu z lutownicą.
11. Sprawdź impedancję każdego przewodu i impedancję wewnętrzną każdej pary przewodów.
    1. Umieść stopiony, skręcony koniec w pojemniku z solą fizjologiczną i podłącz przewód z drutu miedzianego od soli fizjologicznej do omomierza.
    2. Podłącz drugi koniec miernika do styku gniazda zawierającego przewód. Impedancja każdego przewodu powinna być poniżej 3 MΩ.
    3. Jeśli powyższe wartości nie zostaną osiągnięte, spróbuj ponownie wykonać połączenia lutowane.
    4. Wyjmij przewody z soli fizjologicznej, spłucz końcówki wodą i przetestuj impedancję między przewodami dla każdej pary (n = 6). Impedancja wewnętrzna powinna wynosić powyżej 5 MΩ.
    5. Jeśli powyższe wartości nie zostaną osiągnięte, odetnij niewielką ilość końcówki na stopionym końcu i przetestuj ponownie.
    6. Wyrzuć każdy zestaw przewodów, który nie spełnia obu wymagań dotyczących impedancji dla wszystkich przewodów.
12. Zabezpiecz tetrodę.
    1. Złóż małe prostokątne pudełko papierowe nieco większe niż adapter gniazda.
    2. Przenieś adapter do pudełka tak, aby męska strona znajdowała się na dole. Przebij pudełko tak, aby wszystkie kołki po stronie męskiej znajdowały się na zewnątrz pudełka, podczas gdy reszta adaptera znajdowała się wewnątrz pudełka.
    3. Przyklej rogi pudełka na zewnątrz. Użyj małych kawałków dwustronnej taśmy klejącej po wewnętrznej stronie pudełka, aby ustabilizować pojedyncze pasma drutu. Przewód powinien być zabezpieczony w momencie wychodzenia z pudełka.
    4. Wymieszaj szybko ustawioną 2-częściową żywicę epoksydową i wlej do pudełka, aby zabezpieczyć adapter i wszystkie przewody.
    5. Przymocuj bliski koniec rurki prowadzącej do jednej strony pudełka za pomocą wosku dentystycznego, ale pozostaw rurkę otwartą, tak aby tetroda mogła być swobodnie przeciągana na obu końcach.
13. Naostrz tetrodę.
    1. Przed każdym eksperymentem odetnij czubek tetrody ostrym ostrzem skalpela, a nie nożyczkami. Zapobiega to zgniecaniu i rozsuwaniu końcówek drutu, zapewniając jednocześnie czystą, płaską krawędź do następnego kroku.
       1. Użyj małego narzędzia obrotowego zamontowanego pionowo z tarczami szlifierskimi o średniej i drobnej ziarnistości (można je połączyć na jednej platformie), aby wypolerować tetrodę i usunąć część izolacji końcówki. Przytrzymaj pakiet w pobliżu jego końca za pomocą kleszczy. Przechyl koniec zestawu drutu pod kątem 45° w stosunku do tarczy szlifierskiej i delikatnie przyłóż go do wirującej tarczy o umiarkowanej prędkości przez około 1 lub 2 sekundy na podłożu, a następnie na drobnym ziarnie. Powtórz to jeszcze trzy razy, za każdym razem obracając wiązkę osiowo o 90°. Bardzo ważne jest, aby kierunek wirowania tarcz szlifierskich był oddalony od płytkiego kąta końców drutu, w przeciwnym razie może dojść do rozdzielenia drutów.
       2. Pożądany rezultat przekształca koniec wiązki z prostej krawędzi w spiczastą końcówkę z niewielką ilością izolacji usuniętą z końca każdego drutu. Sprawdź punkt za pomocą mikroskopu preparacyjnego przed poszyciem tetrody. Jeśli na końcówce wystąpi strzępienie, ponownie przyciąć i wypolerować.
       3. Jeśli test impedancji podczas kolejnego etapu powlekania wykaże wyjątkowo niskie wartości między drutami (mniej niż 4 MΩ), oznacza to, że zbyt dużo materiału usunięto podczas etapu polerowania. Wytnij ponownie i ponownie wypoleruj tetrodę.
    2. Umieść tetrodę na talerzu. Umieść końcówkę tetrody w nasyconym roztworze siarczanu miedzi (85 ml wody, 5 ml kwasu siarkowego, 50 g siarczanu miedzi). Płytkę na każdy przewód prądem 2,5 μA za pomocą izolatora bodźców. Wstrzyknij prąd na 1 sekundę, zatrzymaj się na 1 sekundę i powtórz ten proces 4 razy.
    3. Sprawdź impedancję każdego przewodu i impedancję każdej pary przewodów. Impedancja każdego przewodu powinna wynosić od 0,5 do 1 MΩ, a impedancja pośrednia powinna przekraczać 4 MΩ.
    4. Zamontuj adapter na scenie czołowej wielokanałowego systemu nagrywania.
    5. Przymocuj wygiętą szpilkę do owadów do mikromanipulatora. Przymocuj końcówkę tetrody do szpilki przeciw owadom za pomocą wosku dentystycznego

2. Przygotowanie zwierząt

1. Znieczulij karalucha lodem.
2. Gdy karaluch przestanie się poruszać, przymocuj karalucha pionowo do płaskiej powierzchni korka za pomocą dużych kołków siodłowych, które siedzą okrakiem na owadzie, ale nie penetrują żadnej części jego ciała.
3. Przenieś preparat do plastikowego pojemnika i umieść lód wokół zwierzęcia, aby zminimalizować przepływ krwi i ruchy ciała.
4. Umieść plastikowy kołnierz na szyi, aby podeprzeć głowę i umieść wosk dentystyczny wokół głowy, aby ją ustabilizować.
5. Wytnij małe okienko między oczkami żyletką i usuń naskórek z głowy.
6. Usuń tkankę łączną i tłuszcz za pomocą kleszczy, aby odsłonić mózg.
7. Umieść trochę soli fizjologicznej z karaluchów w torebce głowy, aby pokryć tkankę mózgową.
8. Aby usunąć pochewkę mózgu, użyj cienkich kleszczy, aby delikatnie chwycić osłonkę na górze mózgu i użyj innych cienkich kleszczy, aby rozerwać osłonkę w obszarze wszczepionego drutu.
9. Otwórz mały otwór w torebce głowy przed mózgiem za pomocą szpilki przeciw owadom. Włóż do otworu oplot z trzech izolowanych drutów miedzianych o większej średnicy (56 μm), aby służył jako elektroda odniesienia/uziemiająca.
10. Opuść końcówkę tetrody na powierzchnię mózgu za pomocą mikromanipulatora i umieść ją w pobliżu obszaru mózgu będącego przedmiotem zainteresowania.
11. Ostrożnie umieść dwa małe kawałki cienkiego arkusza octanu (2 mm x 1 mm), nieco większe niż otwór w torebce głowy, przed i za tetrodą.
12. Włącz system nagrywania.
13. Powoli opuść tetrodę 150-250 μm poniżej powierzchni mózgu, w zależności od jakości nagrania.
14. Wyłącz system nagrywania.
15. Przesuń dwa kawałki arkusza octanu jak najbliżej tetrody, nie dotykając jej (Rysunek 1A).
16. Podgrzej małą szpatułkę lub spłaszczoną igłę podskórną i włóż ją do wosku dentystycznego tak, aby na końcu szpatułki znajdował się płynny wosk. Ostrożnie dotknij szpatułką drugiego końca każdego kawałka arkusza octanu od tetrody, aby płynny wosk mógł spłynąć na każdy kawałek i uszczelnić szczelinę między nim a naskórkiem głowy.
17. Powtórz krok 2.16. Za każdym razem upuść niewielką ilość płynnego wosku na arkusz octanu. Rozpocznij proces z dala od tetrody i stopniowo zbliżaj się do niej. Ostatecznie tetroda zostanie zakotwiczona w wosku dentystycznym. Unikaj dostania się gorącego wosku do jamy ustnej i na mózg.
18. Użyj tej samej metody, co w krokach 2.16 i 2.17, aby zakotwiczyć elektrodę odniesienia/uziemiającą za pomocą wosku.
19. Podgrzej wosk, który mocuje tetrodę do mikromanipulatora, aby uwolnić z niego tetrodę.
20. Zapętl tetrodę w wosku dentystycznym na głowie, aby zapewnić odciążenie (ryc. 1B).
21. Przykryj pętlę odciążającą woskiem dentystycznym (Rysunek 1C).
22. Ostrożnie usuń ograniczenia i przenieś preparat na szalkę Petriego. Ogranicz preparat grzbietową stroną do góry za pomocą dużych kołków siodłowych.
23. Przymocuj pręt do przedplecza za pomocą pistoletu do klejenia. Jest to drewniany kij, który rozciąga się od przedplecza nad brzuchem.
24. Przymocuj końcówkę rurki tetrody do tylnego końca pręta za pomocą wosku dentystycznego.
25. Zakotwicz tetrodę i elektrodę referencyjną/uziemiającą do przedniego końca pręta za pomocą wosku dentystycznego.
26. Wyciągnij tetrodę z końcówki gniazda rurki tak bardzo, jak to możliwe, ale nie ciągnij jej, aby wyeliminować ryzyko, że zwierzę może uszkodzić część tetrody na zewnątrz rurki (rysunek 1D).
27. Usuń wszystkie ograniczenia. Przymocuj elektrodę referencyjną/uziemiającą do rurki tetrody za pomocą wosku dentystycznego.
28. Przed jakimkolwiek eksperymentem należy odczekać co najmniej 60 minut, aż zwierzę dojdzie do siebie po znieczuleniu lodowym.

3. Procedury eksperymentalne

1. Podłącz komputer zarówno z systemem nagrywania, jak i diodą LED za pomocą USB do portu szeregowego.
2. Rozpocznij nagrania neuronowe.
3. Rozpocznij nagrywanie wideo z szybkością 20 klatek na sekundę do eksperymentów chodzących za pomocą pakietu akwizycji obrazu Motmot¹⁶ lub 120 kl./s do eksperymentów wspinaczkowych przy użyciu szybkiej kamery.
4. Umieść karalucha na arenie z pleksiglasu o wymiarach 40 cm x 40 cm do eksperymentów z chodzeniem lub na arenie o długości 58 cm, szerokości 5 cm i wysokości 5 cm do eksperymentów wspinaczkowych. Arena spacerowa posiada przezroczystą barierę rozciągającą się od środka prawej ściany do środka areny, nad którą znajduje się scena główna. Bariera służy do uniemożliwienia zwierzętom chodzenia w miejscach, w których widok kamery jest zasłonięty przez scenę główną. Arena wspinaczkowa ma akrylowy blok (o wysokości 1,2 cm lub 1,8 cm i szerokości 5 cm) lub półce umieszczonej na porównywalnej wysokości pośrodku.
5. Wygeneruj impuls TTL z komputera za pomocą dostosowanego polecenia MATLAB. (s=serial('COM4'); fopen(s); s.RequestToSend='off'/s.RequestToSend='on'/; fclose(s); delete(s);). Impuls TTL generuje znacznik czasu dla systemu nagrywającego i włącza lub wyłącza diodę LED.
6. Pozwól karaluchowi eksplorować arenę, dopóki nie przestanie się poruszać na dłużej niż 30 sekund w celu przeprowadzenia eksperymentów z chodzeniem. Pozwól karaluchowi wspiąć się na blok/półkę lub tunel przez półkę w celu eksperymentów wspinaczkowych.
7. Zatrzymaj nagrywanie wideo.
8. Zatrzymaj nagrania neuronowe.
9. Zapisz znacznik czasu wygenerowany przez impuls TTL.
10. Usuń karalucha z areny i odczekaj co najmniej 3 minuty.
11. Powtórz kroki 3.2-3.10 dla następnej próby.
12. Po zakończeniu wszystkich nagrań przepuść przez 5 sekund prąd stały o natężeniu 5 μA przez jedną z końcówek drutu (anodę) i elektrodę odniesienia (katodę), aby wprowadzić miedź do mózgu na końcówce drutu.

4. Analiza offline

1. Synchronizuj dane wideo i neuronowe, łącząc klatkę, w której przełączane jest światło LED, ze znacznikiem czasu zarejestrowanym przez system nagrywania w tym momencie.
2. Zaznacz lokalizacje końcówek przewodów. Zastosować procedury intensyfikacji Timms do wytrącania i obserwacji miedzi w sekcjach szeregowych^{12 μm 17}. Wydatne osady powinny być widoczne w 3-8 sąsiadujących ze sobą odcinkach (około 18-48% długości grzbietowej płaszczyzny brzusznej obszaru, z którego nagrywamy) (ryc. 2).
3. Koreluj określone impulsy elektryczne z aktywnością pojedynczych neuronów. Postępuj zgodnie z procedurami sortowania spajków szczegółowo opisanymi w innym miejscu^10,14,18. Użyj programu KlustaKwik (wersja 1.5, autor K. Harris, Rutgers University) do generowania początkowego, automatycznego grupowania. Zaimportuj je do programu MClust (wersja 3.5, autorzy A.D. Redish i wsp., University of Minnesota) w celu dalszego udoskonalenia i analizy (Rysunek 3).
4. Śledź ruchy karalucha. W przypadku eksperymentów z chodzeniem wyodrębnij pozycję (wizualnego) środka ciężkości karalucha i jego orientację ciała w każdej klatce nagrań wideo za pomocą Caltech Multiple Fly Tracker (wersja 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) i powiązanego zestawu narzędzi FixErrors dla MATLAB¹⁹. W przypadku eksperymentów wspinaczkowych wyodrębnij pozycję bloku oraz głowy i przedplecza karalucha w każdej klatce filmu za pomocą pakietu oprogramowania do analizy ruchu.

Wyniki

Zarejestrowaliśmy aktywność neuronalną 50 jednostek z CC w 27 preparatach podczas eksperymentów dotyczących chodzenia. Dla 15 z tych preparatów (23 jednostki) przeprowadzono również eksperymenty dotyczące wspinania się. Poszczególne jednostki są nazwane zgodnie z numerami preparatów i jednostek (np. „unit 1-2” oznacza preparat 1, jednostkę 2).

Klatki z filmu przedstawiające jedną próbę wspinaczki pokazano na Rysunku 4. Cały film jest dostępny w dodatkowym Film...

Dyskusja

Podczas gdy wcześniejsze badania elektrofizjologiczne nad CC lub innymi obszarami mózgu owadów dostarczyły nam wglądu w centralną kontrolę zachowania, większość z nich przeprowadzono w preparatach z ograniczeniami^9,11 lub na uwięzi^10,14. W rezultacie doznania sensoryczne i stan fizjologiczny zwierzęcia mogą bardzo różnić się od tych w środowisku naturalnym. Co więcej, zadania behawioralne, które zwierzę może wykonać, są w takich sytuacjach ograniczone do jednej płaszczyzny. Tutaj przedstawiliśmy met...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Drut nichromowy	Sandvik Heating Technology	Kanthal RO-800	Zastosowanie do tetrody
Biomedyczne rurki polietylenowe	AM Systems	800700	Zastosowanie do rurek tetrodowych
Lynx-8	Neuralynx		Służy do nagrywania wielu jednostek
Cheetah 32	Neuralynx		Służy do nagrywania wielu jednostek
Szybka kamera	Basler	A602f	Służy do nagrywania wideo dla eksperymenty z chodzeniem
Szybka kamera	Casio	EX-FC150	Służy do nagrywania wideo do eksperymentów wspinaczkowych
WINanalyze		Winanalyze wersja 1.4 3D Służy	do śledzenia wideo
MATLAB	MathWorks	MATLAB R2012b	Służy do generowania impulsów TTL i analizy danych offline