Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie konfokalne ograniczonych mieszanin koloidalno-polimerowych w stanie spoczynku i przepływu

11.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51461

⸱

20 maja 2014

 ,  , 
1Chemical and Biomolecular Engineering Department, University of Houston

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Mikroskopia konfokalna służy do obrazowania spoczynkowych i przepływających mieszanin koloidowo-polimerowych, które są badane jako układy modelowe dla atrakcyjnych zawiesin. Algorytmy analizy obrazu służą do obliczania wskaźników strukturalnych i dynamicznych dla cząstek koloidalnych, które mierzą zmiany spowodowane ograniczeniem geometrycznym.

Streszczenie

Zachowanie zamkniętych zawiesin koloidalnych z atrakcyjnymi interakcjami międzycząsteczkowymi jest kluczowe dla racjonalnego projektowania materiałów do bezpośredniego montażu1-3, dostarczania leków4, ulepszonego odzysku węglowodorów5-7 i płynnych elektrod do magazynowania energii8. Zawiesiny zawierające koloidy fluorescencyjne i polimery nieadsorpcyjne są atrakcyjnymi układami modelowymi, ponieważ stosunek promienia bezwładności polimeru do promienia cząstek i stężenie polimeru kontrolują odpowiednio zakres i siłę przyciągania międzycząsteczkowego. Dostrajając właściwości polimeru i udział objętościowy koloidów, można uzyskać płyny koloidalne, płyny klastrów, żele, kryształy i szkła9. Mikroskopia konfokalna, wariant mikroskopii fluorescencyjnej, pozwala na zobrazowanie optycznie przezroczystej i fluorescencyjnej próbki z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową w trzech wymiarach. W tej technice mały otwór lub szczelina blokuje emitowane światło fluorescencyjne z obszarów próbki, które znajdują się poza objętością ogniskową układu optycznego mikroskopu. W rezultacie obrazowany jest tylko cienki wycinek próbki w płaszczyźnie ogniskowej. Technika ta jest szczególnie dobrze przystosowana do badania struktury i dynamiki gęstych zawiesin koloidalnych w skali pojedynczych cząstek: cząstki są wystarczająco duże, aby można je było rozdzielić za pomocą światła widzialnego i dyfundować wystarczająco wolno, aby można je było uchwycić z typowymi prędkościami skanowania komercyjnych systemów konfokalnych10. Ulepszenia w szybkości skanowania i algorytmach analizy umożliwiły również ilościowe obrazowanie konfokalne przepływających zawiesin11-16,37. W tym artykule demonstrujemy eksperymenty z mikroskopią konfokalną w celu zbadania zachowania fazy zamkniętej i właściwości przepływu mieszanin koloidowo-polimerowych. W pierwszej kolejności przygotowujemy mieszaniny koloidalno-polimerowe, które są dopasowane pod względem gęstości i współczynnika załamania światła. Następnie przedstawiamy standardowy protokół obrazowania spoczynkowych gęstych mieszanin koloid-polimer w różnym zamknięciu w cienkich komórkach w kształcie klina. Na koniec demonstrujemy protokół obrazowania mieszanin koloidowo-polimerowych podczas przepływu mikrokanałowego.

Wprowadzenie

Ten artykuł demonstruje (a) obrazowanie konfokalne spoczynkowych i przepływających ograniczonych mieszanin koloidowo-polimerowych w dwóch i trzech wymiarach oraz (b) śledzenie cząstek i analizy korelacji wynikowych obrazów w celu uzyskania ilościowych informacji na temat zachowania fazy i właściwości przepływu.

Zawiesiny koloidalne z atrakcyjnymi interakcjami międzycząsteczkowymi pojawiają się wszędzie w zastosowaniach technologicznych jako materiały do montażukierowanego 1-3, dostarczania leków4, ulepszonego odzyskiwania węglowodorów5-7 i magazynowania energii8. Wspólną cechą tych zastosowań jest to, że cząstki muszą przepływać przez drobne geometrie, takie jak dysze, głowice drukujące, mikrokanały lub porowate media, i/lub być formowane w cienkie warstwy lub pręty. Techniki stosowane do badania struktury koloidów o rozmiarach mikronowych w ograniczonych geometriach, w tym mikroskopia elektronowa17,18, mikroskopia rentgenowska19 i mikroskopia dyfrakcji laserowej20, mogą być wykorzystywane do pomiaru struktury i dynamiki cząstek w mikroskali. Techniki te nie pozwalają jednak na dostęp do trajektorii poszczególnych cząstek, na podstawie których można obliczyć metryki strukturalne i dynamiczne w celu bezpośredniego porównania z symulacjami numerycznymi21,22.

Mikroskopia konfokalna to odmiana mikroskopii fluorescencyjnej, która umożliwia obrazowanie cienkich odcinków próbki fluorescencyjnej. W przypadku nauki o koloidach10 technika ta jest szczególnie przydatna do obrazowania głęboko w gęstych zawiesinach lub w trzech wymiarach. Algorytmy śledzenia cząstek23 zastosowane do dwu- lub trójwymiarowych szeregów czasowych mikrofotografii konfokalnych pozwalają na wyznaczenie trajektorii wszystkich widocznych cząstek. W rezultacie, połączenie mikroskopii konfokalnej i śledzenia cząstek zostało zastosowane do badania zachowania fazowego, struktury i dynamiki zawiesin koloidalnych, w tym uporządkowanych kryształów24-27 i nieuporządkowanych szkieł28-31 i żeli32-35.

Inne algorytmy analizy obrazu mogą być stosowane do pomiaru dynamiki cząstek z szeregów czasowych mikrofotografii konfokalnych. Na przykład dyfuzyjną dynamikę cząstek można badać, analizując fluktuacje intensywności w czasie za pomocą konfokalnej różnicowej mikroskopii dynamicznej36. Gdy przemieszczenia cząstek są większe niż odstępy między cząstkami, do pomiaru profili prędkości prędkości cząstek można zastosować korelację obrazu37 opartą na prędkości obrazu cząstek38-40. Połączenie algorytmów śledzenia i korelacji pozwoliło na pomiar dynamiki koloidalnej w układach podlegających powolnemu i szybkiemu przepływowi11-16,41-45.

Używamy mieszanin koloidowo-polimerowych jako modeli dla atrakcyjnych zawiesin koloidalnych9. W tych mieszaninach zakres i siła przyciągającego potencjału międzycząsteczkowego są kontrolowane poprzez stosunek promienia bezwładności polimeru do promienia cząstek, a stężenie polimeru i odpychanie elektrostatyczne jest kontrolowane przez dodanie monowartościowej soli organicznej46. Ponieważ oddziaływania międzycząsteczkowe mogą być dokładnie dostrojone, krzepnięcie tych mieszanin zostało szeroko zbadane za pomocą mikroskopii konfokalnej 34,47-51.

Tutaj demonstrujemy obrazowanie konfokalne i analizę obrazu37 spoczynkowych i przepływowych mieszanin koloid-polimer, w których frakcja objętościowa koloidu jest utrzymywana na stałym poziomie Φ = 0,15, które badają wpływ uwięzienia na zachowanie fazowe i właściwości przepływu tych mieszanin. Techniki te mają szerokie zastosowanie w układach cząstek stałych, które mają dopasowany współczynnik załamania światła i w których cząstki i/lub rozpuszczalnik mogą być znakowane barwnikiem fluorescencyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie mieszanin koloidalno-polimerowych

Uwaga: Ten protokół wykorzystuje cząsteczki poli(metakrylanu metylu) (PMMA), sterycznie stabilizowane za pomocą poli(kwasu 12-hydroksystearynowego) i znakowane barwnikiem fluorescencyjnym (takim jak czerwień nilowa, rodamina B lub fluoresceina), które zostały zsyntetyzowane według standardowej receptury52.

  1. Przygotować mieszaninę bromku cykloheksylu (CXB) i dekahydronaftalenu (DHN) w proporcji 3:1 jako rozpuszczalnik podstawowy. Mieszanina ta prawie odpowiada gęstości i współczynnikowi załamania cząstek. Dodać do rozpuszczalnika sól organiczną, chlorek tetrabutyloamoniowy (TBAC)46, o stężeniu 1,5 mM, aby częściowo przesiać ładunki na cząstkach.
  2. Aby precyzyjnie określić gęstość cząstek, należy przygotować zawiesinę o przybliżonym ułamku objętościowym cząstek Φ = 0,10 w rozpuszczalniku CXB:DHN. Odwirować zawiesinę o sile 800 x g przez 75 minut i dodawać kroplami CXB lub DHN, aby poprawić dopasowanie wyporności. W tych eksperymentach zmierzono gęstość cząstek PMMA na ρ = 1,223 g/ml.
  3. Przygotować skoncentrowaną zawiesinę cząstek PMMA (tutaj Φ = 0,40) w mieszaninie rozpuszczalnika CXB:DHN.
  4. Przygotować stężony roztwór polistyrenu liniowego (PS) w mieszaninie rozpuszczalników CXB:DHN. Tutaj przygotowuje się roztwór PS o masie cząsteczkowej Mw ≈ 3 000 000 (promień bezwładności rg = 15 nm) o stężeniu cp ≈ 50 mg/ml.
  5. Wymieszać mieszaniny podstawowe cząstek, polimerów i rozpuszczalników o odpowiedniej masie, aby sformułować zawiesiny o pożądanych stężeniach cząstek i polimerów.
    Uwaga: Tutaj zawiesiny cząstek monorozproszonych przygotowuje się przy stałym ułamku objętościowym koloidu Φ = 0,15 i zmiennym stężeniu polimeru w objętości swobodnej53 cp = 0–25 mg/ml, a zawiesiny dwurozproszone zawierające cząstki koloidalne o dwóch wielkościach, z których każda ma odrębny znacznik fluorescencyjny, przygotowuje się przy ustalonym całkowitym ułamku objętościowym koloidu Φ = 0,15, stosunek ułamka objętościowego małych cząstek r = 0,50, a stężenie polimeru w wolnej objętości 5 lub 25 mg/ml.
  6. Po przygotowaniu każdej zawiesiny dodawać kroplami CXB lub DHN i odwirowywać próbki o stężeniu 800 x g przez co najmniej 75 minut, aby potwierdzić, że cząstki i skupiska w zawiesinie pozostają dopasowane pod względem wyporności.
  7. Równowaga wszystkich próbek przez co najmniej 24 godziny przed eksperymentami obrazowymi.

2. Eksperymenty z próbkami w stanie spoczynku: zachowanie fazowe

  1. Aby określić zachowanie fazy masowej, należy wykonać prostokątne komory ze szklanych szkiełek nakrywkowych (rysunek 1a). W przypadku mieszanin koloidalno-polimerowych w tym badaniu, komory o grubości h = 1 mm (ustawionej przez grubość szkiełka mikroskopowego) dają zachowanie masowe.
  2. Aby uzyskać dostęp do wielu powłok w jednym eksperymencie mikroskopowym, należy wytworzyć cienkie komory w kształcie klina, używając pojedynczego szkiełka nakrywkowego jako przekładki na jednym klinie (ryc. 1b). Kąt otwarcia komory wynosi <0,5°, dzięki czemu w jednym polu widzenia ściany są prawie równoległe. Reprezentatywna komora umożliwia dostęp do grubości uwięzienia od h = 6 do >100 μm.
  3. Zbuduj komory na podstawie szkiełka nakrywkowego do obrazowania pod mikroskopem odwróconym i uszczelnij żywicą epoksydową utwardzaną promieniami UV, która nie rozpuszcza się w mieszaninie rozpuszczalników CXB-DHN.
  4. Próbki obrazowe za pomocą mikroskopu konfokalnego. Protokół ten demonstruje obrazowanie za pomocą konfokalnego skaningu liniowego podłączonego do odwróconego mikroskopu wyposażonego w 100-krotną soczewkę olejową o aperturze numerycznej NA = 1,40.
  5. Wzbudzić barwniki za pomocą źródła laserowego. Tutaj długości fal λ = 491 lub 561 nm są używane do wzbudzania odpowiednio barwników fluoresceiny i rodaminy/czerwieni nilowej.
  6. W systemie skanowania punktowego wygeneruj obraz, szybko skanując punkt ogniskowy w poprzek próbki (w płaszczyźnie x-y) za pomocą oprogramowania konfokalnego. Dwuwymiarowy obraz o wymiarach 512 x 512 pikseli, obejmujący około 50 μm x 50 μm, można uzyskać w 1/32 sekundy. Popraw jakość obrazu, uśredniając wiele obrazów lub wydłużając czas akwizycji.
  7. Zlokalizuj dno komory (z = 0), na przykład skupiając się na cząstkach przyklejonych do jej dna. W tej konfiguracji wysokość (z) wzrasta wraz ze wzrostem ostrości w komorze.
  8. Jako przykład scharakteryzuj wpływ uwięzienia na dynamikę cząstek, uzyskując dwuwymiarowe szeregi czasowe obrazów (w płaszczyźnie x-y) w środkowej płaszczyźnie komory. W typowym eksperymencie uzyskuje się 500 obrazów o wymiarach 512 x 512 pikseli z szybkością 1 klatki/s (odstęp czasu ∆t = 1 sekunda).
  9. Jako drugi przykład, scharakteryzuj trójwymiarową strukturę cząstek, uzyskując trójwymiarową serię obrazów (x,y,z). W typowym eksperymencie dwuwymiarowe obrazy (512 pikseli x 512 pikseli) są uzyskiwane w wielu pozycjach z w komorze, ze stałym odstępem ∆z = 0,2 μm między kolejnymi obrazami ustawionymi przez piezo. Stos objętościowy o grubości h = 30 μm zawiera zatem 151 obrazów.
  10. Lokalizuj i śledź cząstki w czasie w 2D lub 3D za pomocą oprogramowania do śledzenia cząstek napisanego w IDL23,54-56, MATLAB57,58, LabView59 lub Python60. Algorytmy te zazwyczaj pozwalają na rozdzielenie środków cząstek w zakresie 40–50 nm. Pomyślne śledzenie cząstek wymaga, aby cząstki poruszały się mniej niż odstępy między cząstkami między kolejnymi klatkami.
  11. Na podstawie pozycji cząstek oblicz wskaźniki strukturalne i dynamiczne. Trzy wygodne metryki pokazane tutaj to funkcja korelacji par 3D g(r)61, przemieszczenie średniokwadratowe 2-D (MSD)58,62 oraz samodzielna część 2-D funkcji korelacji van Hove'a G s(x,t)58. Te dwie ostatnie metryki można również obliczyć w 3D.

3. Eksperymenty przepływowe: Właściwości przepływu

  1. Wykonaj prostą komorę przepływową za pomocą szklanej mikrokapilary o kwadratowym przekroju (100 μm x 100 μm), która jest przymocowana do rurki teflonowej. Użyj szklanych szkiełek nakrywkowych, aby podeprzeć kapilarnę i zapewnić sztywność mechaniczną, jak pokazano na schemacie na rysunku 7.
  2. Załaduj mieszaninę koloidowo-polimerową do szklanej strzykawki. Podłączyć strzykawkę do pompy strzykawkowej lub pneumatycznego systemu dozowania płynu.
  3. Zamontuj konfigurację komory przepływowej na mikroskopie odwróconym. Utrzymuj strzykawkę, komorę przepływową i wylot na tej samej wysokości, aby zminimalizować wpływ grawitacji na profil przepływu.
  4. Kontrolować natężenie przepływu zawiesiny przez komorę przepływową za pomocą objętościowego natężenia przepływu (dla pompy strzykawkowej) lub zastosowanego ciśnienia (dla komory ciśnieniowej). Średnia prędkość zawiesiny w mikrokanaliku zależy również od składu zawiesiny. Typowe wartości maksymalnej prędkości w kwadratowym mikrokanale mierzone w tym miejscu to 200–2 000 μm/s.
  5. Podczas przepływu uzyskaj konfokalne szeregi czasowe 2D z dużą liczbą klatek na sekundę. W tym przypadku 500 obrazów o wymiarach 512 pikseli x 512 pikseli jest rejestrowanych z prędkością 32 klatek/s (odstęp czasowy Δt = 1/32 s) na różnych wysokościach nad dnem mikrokanału (z = 0 μm) w zakresie od z = 5–50 μm. Każdy obraz obejmuje mniej więcej połowę wymiaru bocznego (y) mikrokanału, jak pokazano we wstawce do rysunku 7. Jeśli cząsteczki wydają się eliptyczne, zwiększ liczbę klatek na sekundę akwizycji.
  6. Podobnie jak w eksperymentach w stanie spoczynku, zlokalizuj cząstki w 2D za pomocą standardowych algorytmów lokalizacji i śledzenia cząstek w IDL lub MATLAB. W przypadku powolnych przepływów, w których cząstki poruszają się mniej niż średnia odległość między cząstkami między ramkami, należy użyć algorytmów śledzenia, aby uzyskać trajektorie.
  7. Użyj korelacji obrazu, aby obliczyć profile prędkości dla szybkich przepływów.
    1. Podziel obraz na obrazy poziome o stałej wysokości (y) wzdłuż kierunku przepływu (x). Dla dwóch obrazów sekwencyjnych I1 (x,y) i I2 (x,y) przesuń ten ostatni obraz o współczynnik Δx, a następnie oblicz kowariancję krzyżową między I1 (x,y) i I2 (x+Δx,y).
    2. Zidentyfikuj pozycję piku histogramu wartości Δx, które maksymalizują kowariancję krzyżową między każdą parą obrazów, aby uzyskać średnią prędkość adwekcji w każdym położeniu bocznym y. Jeśli ten rozkład nie jest silnie szczytowy, uzyskuj obrazy z większą liczbą klatek na sekundę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby zademonstrować obrazowanie konfokalne i śledzenie cząstek, zbadaliśmy wpływ ograniczenia przestrzennego na zachowanie fazowe mieszanin koloid-polimer63-65. W tych eksperymentach średnica koloidu wynosiła 2a = 0.865 μm. Ułamk objętościowy koloidu ustalono na poziomie Φ = 0.15, a stężenie polimeru cp zmieniano w zakresie od 0 do 23.6 mg/ml. Reprezentatywne obrazy konfokalne przedstawiono na Rysunku 263, w lewej kolumnie. Na podstawie pozycji cząstek uz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zawiesiny koloidalne są szeroko badane jako modele zachowania w fazie zamkniętej, ponieważ cząstki koloidalne o rozmiarach mikronów wykazują znacznie wolniejszą dynamikę niż atomy i cząsteczki, a zatem mogą być łatwo obrazowane i śledzone wczasie10. W przypadku tych podstawowych badań zrozumienie wpływu przyciągania międzycząsteczkowego na zachowanie w fazie zamkniętej daje możliwość zbadania zjawisk takich jak kondensacja kapilarna i parowanie21,22,67. Ponadto zamknięte atrakcyjne zawieszenia pojaw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez University of Houston New Faculty Grant, grant zalążkowy od Texas Center for Superconductivity oraz American Chemical Society Petroleum Research Fund (52537-DNI).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Bromek cykloheksyluSigma Aldrich135194Numer CAS  108-85-0, Waga molekularna = 163,06, Stosowany w rozpuszczalniku
magazynowym DecahydronapthaleneSigma AldrichD251Numer CAS 91-17-8, Masa cząsteczkowa = 138,25, Stosowany w rozpuszczalniku magazynowym
Nil RedSigma Aldrich72485Barwnik fluorescencyjny
Fluoresceina 5(6)-izotiocyjanianSigma AldrichF3651Barwnik fluorescencyjny
Rodamina BSigma Aldrich83689Barwnik fluorescencyjny
Dynamiczne rozpraszanie światła Brookhaven InstrumentsSprzęt BI-APDDLS używany do pomiaru wielkości cząstek
Polistyren Varian/AgilentPL20138-23Polistyren (polimer) do indukowania przyciągania zubożenia
Tetrabutyl (chlorek amonu) (TBAC)Sigma Aldrich86870sól monowartościowa
Klej UVNorland KlejNOA 68TNumer katalogowy 68T01 (klej utwardzany promieniami UV)
VT EyeVisitechVT Skanerkonfokalny
do oczu VT InfinityVisitechVT Skanerkonfokalny
Mikroskop Wirówka mikroskopu odwróconegoLeicaDMI3000B
Thermo ScientificSorvall ST 161-5,000 obr./min
Rurki teflonowemałe częściSLTT 26-72Rurka ścienna Zeus PTFE Sublite 26 AWG 0,016 "ID x 0,003" Ścienna
epoksydowaDevconDA051epoksydowa
Micromate/Cadence5004szklana strzykawka z metalowym luerem Końcówka zamka
Końcówki strzykawek Nordson701846232 GA 
Pompa strzykawkowa System pomp New Era Inc.NE1002XProgramowalna pompa mikroprzepływowa (syringepump.com)
Waga wagowaMettler ToledoAB204-S0,0001-220 g
Cząstki PMMAsyntetyzowanecząstki koloidalne z poli(metakrylanu metylu)
nieskończoności żywica 5 min Strzykawka Precyzyjne końcówki

Bibliografia

  1. Shereda, L. T., Larson, R. G., Solomon, M. J. Local stress control of spatiotemporal ordering of colloidal crystals in complex flows. Physical Review Letters. 101, 038301-0310 (2008).
  2. Conrad, J. C., et al. Designing colloidal suspensions for directed materials assembly. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 16, 71-79 (2011).
  3. Lewis, J. A. Direct ink writing of 3D functional materials. Advanced Functional Materials. 16, 2193-2204 (2006).
  4. Mishra, B., Patel, B. B., Tiwari, S. Colloidal nanocarriers: a review on formulation technology, types and applications toward targeted drug delivery. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 6, 9-24 (2010).
  5. Maitland, G. C. Oil and gas production. Curr. Opin. Colloid Interface Sci. 5, 301-311 (2000).
  6. Kelessidis, V., Maglione, R., Tsamantaki, C., Aspirtakis, Y. Optimal determination of rheological parameters for Herschel–Bulkley drilling fluids and impact on pressure drop, velocity profiles and penetration rates during drilling. J. Petrol. Sci. Eng. 53, 203-224 (2006).
  7. Ponnapati, R., et al. Polymer-functionalized nanoparticles for improving waterflood sweep efficiency: Characterization and transport properties. Industrial and Engineering Chemistry Research. 50, 13030-13036 (2011).
  8. Duduta, M., et al. Semi-solid lithium rechargeable flow battery. Advanced Energy Materials. 1, 511-516 (2011).
  9. Poon, W. C. K. The physics of a model colloid-polymer mixture. Journal of Physics: Condensed Matter. 14, (2002).
  10. Prasad, V., Semwogerere, D., Weeks, E. R. Confocal microscopy of colloids. Journal of Physics: Condensed Matter. 19, 113102-1110 (2007).
  11. Kogan, M., Solomon, M. J. Electric-field-induced yielding of colloidal gels in microfluidic capillaries. Langmuir. 26, 1207-1213 (2010).
  12. Frank, M., Anderson, D., Weeks, E. R., Morris, J. F. Particle migration in pressure-driven flow of a Brownian suspension. Journal of Fluid Mechanics. 493, 363-378 (2003).
  13. Isa, L., Besseling, R., Morozov, A. N., Poon, W. C. K. Velocity oscillations in microfluidic flows of concentrated colloidal suspensions. Physical Review Letters. 102, 058302-0510 (2009).
  14. Isa, L., Besseling, R., Poon, W. C. K. Shear zones and wall slip in the capillary flow of concentrated colloidal suspensions. Physical Review Letters. 98, (2007).
  15. Semwogerere, D., Morris, J. F., Weeks, E. R. Development of particle migration in pressure-driven flow of a Brownian suspension. Journal of Fluid Mechanics. 581, 437-451 (2007).
  16. Semwogerere, D., Weeks, E. R. Shear-induced particle migration in binary colloidal suspensions. Phys. Fluids. 20, (2008).
  17. Ramiro-Manzano, F., Bonet, E., Rodriguez, I., Meseguer, F. Layering transitions in confined colloidal crystals: The hcp-like phase. Physical Review E. 76, 050401-0510 (2007).
  18. Ramiro-Manzano, F., Meseguer, F., Bonet, E., Rodriguez, I. Faceting and commensurability in crystal structures of colloidal thin films. Physical Review Letters. 97, 028304-0210 (2006).
  19. Hilhorst, J., et al. hree-dimensional structure and defects in colloidal photonic crystals revealed by tomographic scanning transmission X-ray microscopy. Langmuir. 28, 3614-3820 (2012).
  20. Luo, Y. -Y., Hu, S. -X., Lu, Y., Mai, Z. -H., Li, M. Real time observation of partial dislocations in thin colloidal crystals. Applied Physics Letters. 95. 174107, (2009).
  21. Binder, K., Horbach, J., Vink, R. L. C., De Virgiliis, A. Confinement effects on phase behavior of soft matter systems. Soft Matter. 4, 1555-1568 (2008).
  22. De Virgiliis, A., Vink, R. L. C., Horbach, J., Binder, K. From capillary condensation to interface localization transitions in colloid-polymer mixtures confined in thin-film geometry. Physical Review E. 78, 041604-0410 (2008).
  23. Crocker, J. C., Grier, D. G. Methods of digital video microscopy for colloidal studies. J. Colloid Interface Sci. 179, 298-310 (1996).
  24. Gasser, U., Weeks, E. R., Schofield, A. B., Pusey, P. N., Weitz, D. A. Real-space imaging of nucleation and growth in colloidal crystallization. Science. 292, 258-262 (2001).
  25. Alsayed, A. M., Islam, M. F., Zhang, J., Collings, P., Yodh, A. G. Premelting at defects within bulk colloidal crystals. Science. 309, 1207-1210 (2005).
  26. Leunissen, M. E., et al. Ionic colloidal crystals of oppositely charged particles. Nature. 437, 235-240 (2005).
  27. Nagamanasa, K. H., Gokhale, S., Ganapathy, R., Sood, A. K. Confined glassy dynamics at grain boundaries in colloidal crystals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108. , 11323-11326 (2011).
  28. Kaya, D., Green, N. L., Maloney, C. E., Islam, M. F. Normal modes and density of states of disordered colloidal solids. Science. 329, 656-658 (2010).
  29. Weeks, E. R., Crocker, J. C., Levitt, A. C., Schofield, A. B., Weitz, D. A. Three-dimensional direct imaging of structural relaxation near the colloidal glass transition. Science. 287, 627-631 (2000).
  30. Sarangapani, P. S., Schofield, A. B., Zhu, Y. Direct experimental evidence of growing dynamic length scales in confined colloidal liquids. Phys. Rev. E. 83, 030502-0310 (2011).
  31. Sarangapani, P. S., Schofield, A. B., Zhu, Y. Relationship between cooperative motion and the confinement length scale in confined colloidal liquids. Soft Matter. 8, 814-818 (2012).
  32. Dibble, C. J., Kogan, M., Solomon, M. J. Structure and dynamics of colloidal depletion gels: Coincidence of transitions and heterogeneity. Phys. Rev. E. 74, 041403-0410 (2006).
  33. Dibble, C. J., Kogan, M., Solomon, M. J. Structural origins of dynamical heterogeneity in colloidal gels. Phys. Rev. E. 77, 050401-0510 (2008).
  34. Lu, P. J., et al. Gelation of particles with short-range attraction. Nature. 453, 499-504 (2008).
  35. Hsiao, L. C., Newman, R. S., Glotzer, S. C., Solomon, M. J. Role of isostaticity and load-bearing microstructure in the elasticity of yielded colloidal gels. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109. , 16029-16034 (2012).
  36. Lu, P. J., et al. Characterizing concentrated, multiply scattering, and actively driven fluorescent systems with confocal differential dynamic microscopy. Physical Review Letters. 108, 218103-2110 (2012).
  37. Besseling, R., Isa, L., Weeks, E. R., Poon, W. C. K. Quantitative imaging of colloidal flows. Advances In Colloid and Interface Science. 146. , 1-17 (2009).
  38. Wereley, S. T., Meinhart, C. D. Micron-resolution particle image velocimetry. Microscale Diagnostic Techniques. , 1-62 (2005).
  39. Angele, K. P., Suzuki, Y., Miwa, J., Kasagi, N. Development of a high-speed scanning micro PIV system using a rotating disc. Measurement Science and Technology. 17, 1639-1646 (2006).
  40. Klein, S. A., Posner, J. D. Improvement in two-frame correlations by confocal microscopy for temporally resolved micro particle imaging velocimetry. Measurement Science and Technology. 21, 105409-1010 (2010).
  41. Derks, D., Wu, Y. L., Van Blaaderen, A., Imhof, A. Dynamics of colloidal crystals in shear flow. Soft Matter. 5, 1060-1065 (2009).
  42. Ballesta, P., Besseling, R., Isa, L., Petekidis, G., Poon, W. C. K. Slip and flow of hard sphere colloidal glasses. Physical Review Letters. 101, 258301-2510 (2008).
  43. Rajaram, B., Mohraz, A. Microstructural response of dilute colloidal gels to nonlinear shear deformation. Soft Matter. 6, 2246-2259 (2010).
  44. Rajaram, B., Mohraz, A. Dynamics of shear-induced yielding and flow in dilute colloidal gels. Physical Review E. 84, (2011).
  45. Rajaram, B., Mohraz, A. Steady shear microstructure in dilute colloid–polymer mixtures. Soft Matter. 8, 3699-3707 (2012).
  46. Yethiraj, A., Van Blaaderen, A. A colloidal model system with an interaction tunable from hard sphere to soft and dipolar. Nature. 421, 513-517 (2003).
  47. Campbell, A. I., Anderson, V., Van Duijneveldt, J. S., Bartlett, P. Dynamical arrest in attractive colloids: The effect of long-range repulsion. Physical Review Letters. 94, 208301-2010 (2005).
  48. Klix, C. L., Royall, C. P., Tanaka, H. Structural and dynamical features of multiple metastable glassy states in a colloidal system with competing interactions. Physical Review Letters. 104, 165702-1610 (2010).
  49. Sedgwick, H., Egelhaaf, S. U., Poon, W. C. K. Clusters and gels in systems of sticky particles. Journal of Physics: Condensed Matter. 16, 10-1088 (2004).
  50. Zhang, T. H., Klok, J., Tromp, R. H., Groenewold, J., Kegel, W. K. Non-equilibrium cluster states in colloids with competing interactions. Soft Matter. 8, (2012).
  51. Dinsmore, A. D., Prasad, V., Wong, I. Y., Weitz, D. A. Microscopic structure and elasticity of weakly aggregated colloidal gels. Physical Review Letters. 96, (2006).
  52. Antl, L., et al. The preparation of poly(methyl methacrylate) latices in nonaqueous media. Colloid Surf. 17, 67-78 (1986).
  53. Aarts, D. G. A. L., Tuinier, R., Lekkerkerker, H. N. W. Phase behaviour of mixtures of colloidal spheres and excluded-volume polymer chains. Journal of Physics: Condensed Matter. 14, 7551-7561 (2002).
  54. Crocker, J. C., Weeks, E. R. Particle tracking using IDL. , (2011).
  55. Grier Grier, D. G. Lab Downloadable Software. , (2012).
  56. Smith, R., Friendly Spalding, G. U. ser- Freeware Image Segmentation and Particle Tracking. , (2005).
  57. Blair, D. L., Dufresne, E. R. The Matlab Particle Tracking Code Repository. , (2008).
  58. Kilfoil, M. L. Biological Physics Software. , (2009).
  59. Milne, G. Particle Tracking. , (2006).
  60. Caswell, T. trackpy: A pure python implementation of Crocker-Grier for single particle tracking. , (2012).
  61. Weeks, E. R. IDL routines to calculate the pair correlation function g(r). , (2005).
  62. Breedveld, V., Crocker, J. C., Weeks, E. R. M. S. D. , (2005).
  63. Spannuth, M., Conrad, J. C. Confinement-induced solidification of colloid-polymer depletion mixtures. Phys. Rev. Lett. 109, (2012).
  64. Spannuth, M., Conrad, J. C. Dynamics of confined colloid-polymer mixtures. AIP Conf. Proc. 1518, 351-356 (2013).
  65. Pandey, R., Conrad, J. C. Dynamics of confined depletion mixtures of polymers and bidispersed colloids. Soft Matter. , (2013).
  66. Pandey, R., Conrad, J. C. Effects of attraction strength on microchannel flow of colloid–polymer depletion mixtures. Soft Matter. 8, 10695-10703 (2012).
  67. Gelb, L., Gubbins, K. E., Radhakrishnan, R., Sliwinska-Bartkowiak, M. Phase separation in confined systems. Reports on Progress in Physics. 62, 1573-1659 (1999).
  68. Parthasarathy, R. Rapid accurate particle tracking by calculation of radial symmetry centers. Nature Methods. 9, 724-726 (2012).
  69. Peng, B., vander Wee, E., Imhof, A., Van Blaaderen, A. Synthesis of monodisperse, highly cross linked, fluorescent PMMA particles by dispersion polymerization. Langmuir. 28, 6776-6785 (2012).
  70. Elsesser, M. T., Hollingsworth, A. D., Edmond, K. V., Pine, D. J. Large core-shell poly(methyl methacrylate) colloidal clusters: synthesis, characterization, and tracking. Langmuir. 27, 917-927 (2011).
  71. Dullens, R. P. A., Derks, D., van Blaaderen, A., Kegel, W. K. Monodisperse core-shell poly(methyl methacrylate latex colloids). Langmuir. 19, 5963-5966 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikroskopia konfokalnazachowanie fazy ograniczonejprzep yw w mikrokanaleledzenie cz stekkom rki w kszta cie klinadopasowanie wsp czynnika za amania wiat a do g sto cikoloidy fluorescencyjnepolimery nieadsorbuj cealgorytmy analizy obrazu
Obrazowanie konfokalne ograniczonych mieszanin koloidalno-polimerowych w stanie spoczynku i przepływu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.