Przedstawiono technikę laboratoryjnego szacowania efektywności transferu troficznego netto kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb rybożernych z ich ofiary. Aby zmaksymalizować zastosowanie wyników laboratoryjnych w terenie, ryby rybożerne powinny być karmione rybami drapieżnymi, które są zwykle spożywane na polu.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Laboratoryjne oszacowanie efektywności transferu troficznego netto kongenerów PCB do pstrąga jeziorowego (Salvelinus namaycush) z jego ofiary
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Technika laboratoryjnego szacowania efektywności transferu troficznego netto (γ) kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb rybożernych z ich zdobyczy jest opisana tutaj. Podczas 135-dniowego eksperymentu laboratoryjnego karmiliśmy pstrągiem jeziorowym (Coregonus hoyi) złowionym w jeziorze Michigan pstrągiem jeziorowym (Salvelinus namaycush) trzymanym w ośmiu zbiornikach laboratoryjnych. Bloater jest naturalną zdobyczą dla pstrąga jeziorowego. W czterech zbiornikach zastosowano stosunkowo wysokie natężenie przepływu, aby zapewnić stosunkowo wysoką aktywność pstrąga jeziorowego, podczas gdy w pozostałych czterech zbiornikach zastosowano niskie natężenie przepływu, co pozwoliło na niską aktywność pstrąga jeziorowego. Dla każdego zbiornika rejestrowano ilość pokarmu spożywanego przez pstrąga jeziorowego w każdym dniu eksperymentu. Każdy pstrąg jeziorowy został zważony na początku i na końcu eksperymentu. Na początku eksperymentu poświęcono od czterech do dziewięciu pstrągów jeziorowych z każdego z ośmiu zbiorników, a wszystkie 10 pstrągów jeziorowych pozostałych w każdym ze zbiorników poddano eutanazji pod koniec eksperymentu. Określiliśmy stężenia 75 kongenerów PCB w pstrągu jeziorowym na początku eksperymentu, w pstrągu jeziorowym na końcu eksperymentu oraz w pstrągu jeziorowym podawanym pstrągowi jeziorowemu podczas eksperymentu. Na podstawie tych pomiarów obliczono γ dla każdego z 75 kongenerów PCB w każdym z ośmiu zbiorników. Średnią γ obliczono dla każdego z 75 kongenerów PCB zarówno dla aktywnego, jak i nieaktywnego pstrąga jeziorowego. Ponieważ eksperyment został powtórzony w ośmiu zbiornikach, można było oszacować błąd standardowy dotyczący średniej γ. Wyniki tego typu eksperymentów są przydatne w modelach oceny ryzyka do przewidywania przyszłych zagrożeń dla ludzi i dzikich zwierząt jedzących skażone ryby w różnych scenariuszach skażenia środowiska.
Wprowadzenie
Spośród wszystkich czynników wpływających na tempo, w jakim ryby gromadzą zanieczyszczenia, skuteczność, z jaką ryby zatrzymują zanieczyszczenia z jedzenia, które jedzą, jest jednym z najważniejszych1-3. Modele oceny ryzyka zostały opracowane w celu przewidywania przyszłych zagrożeń zarówno dla ludzi, jak i dzikich zwierząt jedzących skażone ryby w różnych scenariuszach skażenia środowiska, a wiarygodność tych prognoz zależy w decydującym stopniu od dokładności szacunków wydajności, z jaką ryby zatrzymują zanieczyszczenia ze swojego pożywienia4.
Efektywność, z jaką zanieczyszczenie w pokarmie spożywanym przez drapieżnika jest transportowane przez ścianę jelita, jest znana jako gross trofic transferefficiency 5. Część ilości zanieczyszczenia transportowanego przez ścianę jelita drapieżnika może ostatecznie zostać utracona w wyniku oczyszczenia i/lub przemiany metabolicznej. Efektywność, z jaką zanieczyszczenie zawarte w pożywieniu spożytym przez drapieżnika jest zatrzymywane przez drapieżnika, w tym wszelkie straty spowodowane eliminacją i przemianą metaboliczną, jest znana jako efektywność transferu troficznego netto6.
Gross trofic transfer zanieczyszczeń organicznych do ryb z ich zdobyczy wydaje się różnić w zależności od właściwości chemicznych zanieczyszczeń, w tym przynależności lipidowej mierzonej współczynnikiem podziału oktanol-woda, Kow3,7. Zgodnie z empiryczną zależnością opracowaną przez firmę Thomann3, efektywność nanosu troficznego brutto jest stosunkowo wysoka, gdy log Kow jest równy wartości od 5 do 6. Wydajność transferu troficznego brutto spada wykładniczo w tempie 50% na jednostkę log Kow wraz ze wzrostem log Kow z 6 do 10, zgodnie z zależnością Thomanna3.
Niemniej jednak, wydajność troficzna brutto i netto kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb z ich zdobyczy nie wydaje się być zgodna z zależnością Thomann3 w większości przypadków. Chociaż wydajność troficzna kongenerów PCB do siei jeziornej (Coregonus clupeaformis) z jej pożywienia była zgodna z zależnością zaproponowaną przez firmę Thomann8, wydajność transferu troficznego kongenerów PCB była albo słabo związana, albo w ogóle nie miała związku z logarytmem Kow dla łososia atlantyckiego (Salmo salar)9, pstrąga tęczowego (Oncorhynchus mykiss)10, łososia coho (Oncorhynchus kisutch)11oraz szczupak północny (Esox lucius)11.
Ogólnym celem tego badania było przedstawienie techniki laboratoryjnej do szacowania efektywności transferu troficznego netto kongenerów PCB do ryby rybożernej od jej ofiary. Pstrąg jeziorowy (Salvelinus namaycush) został wybrany jako ryba rybożerna do naszego eksperymentu, ponieważ pstrąg jeziorowy jest stosunkowo łatwy w utrzymaniu w zbiornikach laboratoryjnych. Bloater (Coregonus hoyi) został wybrany jako ryba drapieżna, którą należy karmić pstrąga jeziorowego, ponieważ pstrąg jeziorowy jest zjadalany przez pstrąga jeziorowego w swoim naturalnym środowisku12. Ponadto ustaliliśmy, czy efektywność transferu troficznego netto dla pstrąga jeziorowego oszacowana na podstawie naszego eksperymentu laboratoryjnego jest zgodna z zależnością Thomann3. Ustaliliśmy również, czy stopień aktywności pstrąga jeziorowego miał istotny wpływ na efektywność transferu troficznego netto (γ) kongenerów PCB. Uważa się, że aktywność pstrąga jeziorowego w Wielkich Jeziorach Laurentyńskich ostatnio wzrosła, ponieważ zmiany w sieciach pokarmowych spowodowały, że pstrągi jeziorowe przeznaczają więcej energii na poszukiwaniepożywienia. Pstrąg jeziorowy został zmuszony do ćwiczeń w jednym zestawie zbiorników, poddając te pstrągi jeziorowe stosunkowo wysokim natężeniom przepływu, podczas gdy pozostałym trociom jeziorowym pozwolono pozostać stosunkowo nieaktywnymi, poddając je stosunkowo niskim natężeniom przepływu. Na koniec omówiono szczegółowe informacje na temat naszej procedury laboratoryjnej, których należy dokładnie przestrzegać, aby zapewnić najwyższy stopień dokładności szacunków γ i aby wyniki laboratoryjne miały zastosowanie w danej dziedzinie, a także przyszłe kierunki badań nad naszą techniką laboratoryjną. Efektywność transferu troficznego netto można oszacować zarówno w laboratorium, jak i w terenie, a zalety i wady są związane z obydwoma podejściami. Dokładność oszacowania γ zależy od dokładności oszacowania spożycia żywności. Ilość pokarmu spożywanego przez ryby w laboratorium można dokładnie określić, gdy przestrzegane są odpowiednie protokoły, podczas gdy ilość pokarmu spożywanego przez ryby w terenie jest zwykle szacowana za pomocą modelowania bioenergetycznego. Wykorzystanie modelowania bioenergetycznego w celu określenia ilości spożywanej żywności może wprowadzić znaczną dozę niepewności do szacunków spożycia żywności. Wykazano, że modele bioenergetyczne ryb szacują spożycie pokarmu bez wykrywalnego błędu systematycznego w przypadku pstrąga jeziorowego14,15, ale w przypadku siei jeziornej wykryto znaczne odchylenie w szacunkach modelu bioenergetycznego15,16. Z drugiej strony, oszacowania efektywności transferu troficznego netto oszacowanej w laboratorium mogą nie mieć zastosowania do pola ze względu na różnicę w dawkach karmienia między laboratorium a polem17. Dowody zarówno z laboratorium, jak i w terenie sugerują, że tempo karmienia może wpływać na γ14,17.
Metodologia użyta w niniejszym badaniu do szacowania γ w laboratorium ma zastosowanie do sytuacji, w których ryby drapieżne są karmione rybami drapieżnymi, a ilość ryb zjedzonych przez drapieżnika może być dokładnie śledzona. Aby to osiągnąć, eksperymentator musi zważyć całą żywność przed umieszczeniem w zbiorniku; Eksperymentator musi być w stanie usunąć całe niezjedzone jedzenie ze zbiornika, a następnie zważyć niezjedzone jedzenie. Ponadto powinien być dostępny odpowiedni zestaw mieszalników i mieszadeł, aby uzyskać wystarczający stopień homogenizacji próbek zarówno ryb drapieżnych, jak i drapieżnych. Wreszcie, oprzyrządowanie do chromatografii gazowej i spektrometrii mas stosowane do oznaczania stężeń kongenerów PCB musi być zdolne do wykrywania i oznaczania ilościowego poszczególnych kongenerów PCB przy stosunkowo niskich stężeniach.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Eksperyment laboratoryjny
- Pozyskać ryby ofiary, które będą podawane rybom drapieżnikom podczas eksperymentu. Najlepiej, aby ryby te zostały złowione w terenie, zamrożone i przechowywane w temperaturze około -30 °C. Jako potencjalne źródło ryb ofiar można rozważyć komercyjne łowiska.
- Wprowadzić ryby drapieżniki do zbiorników laboratoryjnych wykorzystywanych w eksperymencie. W poprzednich badaniach16,18 do każdego ze zbiorników o pojemności 870 L wprowadzono do 15 ryb drapieżników, a do każdego ze zbiorników o pojemności 2 380 L do 30 ryb drapieżników.
- Zaaklimatyzować ryby drapieżniki do diety opartej na wybranych rybach ofiarach. Po aklimatyzacji ryby drapieżniki powinny pozostawać na tej diecie przez 1-3 miesiące przed rozpoczęciem eksperymentu.
- Odsączyć próbki ryb ofiar poprzez losowy wybór od 10 do 20 prób zbiorczych z partii ryb ofiar. Liczba ryb w jednej próbie zbiorczej może wynosić od 3 do 100, w zależności od wielkości ryb ofiar. Każda próba zbiorcza powinna zostać umieszczona w podwójnym worku, zamrożona i przechowywana w temperaturze około -30 °C.
- Rozpocząć eksperyment poprzez uśmiercenie od 30 do 50% ryb w każdym ze zbiorników.
- Aby przeprowadzić eutanazję ryb, zmieszać 8 g preparatu Finquel z 45 L wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieścić ryby w pojemniku z roztworem Finquel.
- Po uśmierceniu wszystkie ryby z jednego zbiornika umieścić w worku, następnie w drugim worku (podwójne pakowanie) i przechowywać w temperaturze około -30 °C do czasu przetworzenia.
- Zważyć każdą z pozostałych w zbiornikach ryb i zapisać ich masę; do przeprowadzenia ważenia prawdopodobnie będzie potrzebny środek znieczulający.
- Aby znieczulić ryby, zmieszać 4,6 g preparatu Finquel z 45 L wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieścić ryby w pojemniku z roztworem Finquel.
- Odczekać kilka minut, aż środek znieczulający zacznie działać, przed ważeniem ryb.
- Każdego dnia eksperymentu rozmrozić odpowiednią ilość ryb ofiar i pokroić je na kawałki o masie około 1 do 5 g. Odważyć ilość ryb ofiar przeznaczoną do każdego ze zbiorników, następnie wrzucić kawałki ryb do zbiorników i pozwolić rybom drapieżnikom żerować przez około 1 h. Następnie usunąć cały niezjedzony pokarm, pozostawić go do wyschnięcia na powietrzu przez około 20 min, a następnie zważyć niezjedzony pokarm dla każdego ze zbiorników. Każdego dnia zapisywać ilość pokarmu podanego do zbiornika oraz ilość niezjedzonego pokarmu dla każdego ze zbiorników.
UWAGA: W eksperymencie reprezentatywnym pstrągi jeziorne były karmione taką ilością pokarmu, jaką były w stanie skonsumować podczas jednego okresu karmienia każdego dnia18. Jednak ryby drapieżniki można również poddać stałym racjom pokarmowym16,19. - Zakończyć eksperyment poprzez uśmiercenie wszystkich pozostałych ryb drapieżników w każdym ze zbiorników. Aby przeprowadzić eutanazję ryb, zmieszać 8 g preparatu Finquel z 45 L wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieścić ryby w pojemniku z roztworem Finquel. Zapisać masę każdej z uśmierconych ryb. Dla uzyskania wiarygodnych wyników eksperyment musi trwać co najmniej 100 dni, a najlepiej co najmniej 130 dni. Wszystkie ryby ze zbiornika umieścić w jednym worku, następnie w drugim worku i przechowywać w temperaturze około -30 °C do czasu przetworzenia.
2. Homogenizacja tkanek ryb
- Wybierz zestaw kompozytów ryb drapieżnych i/lub ryb ofiar do rozmrożenia. Pozostaw kompozyty do częściowego rozmrożenia. Homogenizacja każdego kompozytu może zająć od 0,5 do 1 h.
- Przy użyciu blenderów o odpowiedniej wielkości zhomogenizuj każdy z kompozytów. Dla każdego kompozytu umieść próbkę (od 50 do 100 g) homogenatu w czystym, wypłukanym acetonem i opisanym słoiku. Następnie zakręć słoik i przechowuj go w temperaturze około -30 °C do czasu przetworzenia.
- Umyj cały sprzęt użyty do homogenizacji ryb, a następnie odpowiednio wypłucz go wodą destylowaną i metanolem pomiędzy próbkami.
3. Ekstrakcja
- Odważyć 20,0 g rozmrożonej homogenizowanej tkanki rybiej do zlewki o pojemności 200 ml.
- Dodać około 40 g siarczanu sodu i dokładnie wymieszać szpatułką.
- Dodać roztwór wzorca zastępczego zawierający kongenery 30, 61, 161 i 166. Dawkować w stężeniu, które zapewni końcowe stężenie 20 ng/ml w ekstrakcie.
- Pozostawić próbkę do wyschnięcia w RT, mieszając co 20 min.
- Pozostawić próbkę do momentu uzyskania konsystencji suchego piasku, po czym próbka jest gotowa do ekstrakcji.
- Złożyć aparat do ekstrakcji Soxhleta, używając kolby o pojemności 500 ml z teflonowymi kamyczkami wrzenia, ekstraktora Soxhleta i chłodnicy.
- Przenieść wysuszoną mieszaninę tkanki rybiej do szklanego dziurawka z dnem z grubego spieku szklanego lub do dziurawka papierowego.
- Do zlewki użytej do przygotowania próbki dodać 150 ml mieszaniny 50% heksanu i 50% dichlorometanu, mieszając i zgarniając szpatułką osad ze ścianek zlewki.
- Przenieść rozpuszczalnik do górnej części ekstraktora Soxhleta z podłączoną kolbą i pozwolić mu przejść przez ekstraktor do kolby.
- Powtórzyć procedurę drugi raz, ponownie używając 150 ml.
- Umieścić ekstraktor Soxhleta z podłączoną kolbą na elemencie grzejnym i podłączyć chłodnicę.
- Włączyć element grzejny i doprowadzić rozpuszczalnik do łagodnego wrzenia, a następnie prowadzić ekstrakcję przez minimum 16 hr, upewniając się, że do chłodnic dostarczana jest zimna woda.
- Po ochłodzeniu rozpuszczalnika sprawdzić, czy w którejś z kolb z próbkami znajduje się woda. Do kolb zawierających wodę dodać siarczan sodu i mieszać okrężnie, aż woda zostanie wchłonięta przez siarczan sodu.
- Skoncentrować próbkę za pomocą koncentratora azotowego lub zestawu szklanego Kaderna Danish (KD) z kąpielą wodną.
- Odparować próbkę do objętości mniejszej niż 2 ml, a następnie doprowadzić do końcowej objętości 5 ml, używając niewielkich ilości heksanu do wypłukania próbki z użytego szkła do kolby miarowej o pojemności 5 ml.
- Przenieść do fiolki o pojemności 10 ml i opisać informacjami o próbce.
4. Oczyszczanie ekstraktu
- Przygotować zakwaszony żel krzemionkowy, dodając 44 g stężonego kwasu siarkowego do 100 g aktywnego żelu krzemionkowego.
- Wprowadzić 10 g zakwaszonego żelu krzemionkowego do małej kolumny chromatograficznej, w której dnie znajduje się niewielka wkładka z waty szklanej.
- Po uprzednim przemyciu kolumny 10 ml heksanu, nałożyć na nią 1 ml ekstraktu z próbki.
- Przeprowadzić elucję z kolumny za pomocą 20 ml heksanu i zebrać frakcję do stożkowej szklanej probówki o pojemności 20 ml.
- Umieścić szklaną probówkę w aparacie do odparowywania azotowego (N-Vap) pod strumieniem azotu, zanurzając ją w gorącej wodzie.
- Odparować rozpuszczalnik do objętości poniżej 1 ml, nie doprowadzając do całkowitego wysuszenia.
- Wyjąć probówkę z aparatu N-Vap i przenieść zawartość do kolby miarowej o pojemności 1 ml, przepłukując naczynie niewielką ilością heksanu.
- Przenieść roztwór do fiolki do autosamplera o pojemności 1,8 ml, opatrzonej informacjami o próbce.
- Dodać do fiolki 4 μl standardu wewnętrznego. Próbka jest teraz gotowa do analizy.
5. Analiza metodą chromatografii gazowej sprzężonej z spektrometrią mas z wykorzystaniem negatywnej jonizacji chemicznej
- Użyj wzorców do kalibracji instrumentu: wzorce są dostępne w postaci mieszanin składających się z grup dobrze rozdzielonych kongenerów. Mieszaniny 1-5 zawierają niemal wszystkie kongenery występujące w Arochlorach 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254 i 1260. Mieszanina 1 jest stosowana jako wielopoziomowa mieszanina kalibracyjna, a liniowość układu jest potwierdzana poprzez przygotowanie co najmniej pięciu poziomów kalibracyjnych o stężeniach od 2 do 100 ng/ml. Mieszaniny 2-5 służą do kalibracji jednopunktowej dla każdego kongeneru.
- Ustaw system chromatografii – spektrometrii mas w trybie negatywnej jonizacji chemicznej z wodorem jako gazem nośnym (1 ml/min) i metanem jako gazem reagentowym.
- Do rozdziału użyj kapilarnej kolumny z topionego kwarcu (60 m × 0.25 mm średnicy wewnętrznej) powleczonej fazą DB-XLB o grubości warstwy 0.25-μm. Zaprogramuj temperaturę pieca od 60 do 212 °C z szybkością 25 °C/min, następnie do 260 °C z szybkością 1 °C/min, a potem do 280 °C z szybkością 4 °C/min, z końcowym czasem utrzymania 4 min. Temperatury wtryskiwacza i linii transferowej należy ustawić na 280 °C. Wstrzyknij od 1 do 2 μl próbki, korzystając z trybu wtrysku bez podziału (splitless).
- Przeanalizuj wszystkie wzorce i próbki metodą standardu wewnętrznego, stosując decachlorobifenyl znakowany 13C.
- Przeprowadź weryfikację kalibracji wstępnej, analizując drugi wzorzec źródłowy oraz Aroclory 1242 i 1260, a następnie porównaj wartości przewidywane dla kongenerów Arocloru z ilościami uzyskanymi w tej procedurze sprawdzającej.
- Po pomyślnym zakończeniu procedury kalibracji wstępnej wykonaj pełną analizę wszystkich próbek. Przeprowadzaj kontrolę kalibracji co dziesięć próbek, używając dowolnej z mieszanin kalibracyjnych wykorzystanych podczas kalibracji wstępnej.
6. Obliczenie netto efektywności transferu troficznego
- Oblicz netto efektywność transferu troficznego, γ, dla każdej kombinacji zbiornika i kongeneru PCB, korzystając z następującego równania:
![Równanie bioakumulacji PCB, γ=([PCBₚ]Wₚ- [PCBᵢ]Wᵢ)/spożyte PCB, badanie chemiczne.](/files/ftp_upload/51496/51496eq1.jpg "figure-protocol-1")
, gdzie [PCBf] to średnie stężenie kongeneru PCB u ryb drapieżnych w zbiorniku na koniec eksperymentu, Wf to średnia masa ryb drapieżnych w zbiorniku na koniec eksperymentu, [PCBi] to średnie stężenie kongeneru PCB u ryb drapieżnych w zbiorniku na początku eksperymentu, Wi to średnia masa ryb drapieżnych na początku eksperymentu, a ilość spożytego kongeneru PCB odnosi się do masy kongeneru PCB spożytego średnio przez każdą pstrąga jeziornego w zbiorniku w trakcie trwania eksperymentu. - Oblicz mianownik w powyższym równaniu, mnożąc średnie stężenie kongeneru PCB w kompozytach ryb ofiar przez średnią ilość (masę) ryb ofiar zjedzonych przez jedną rybę drapieżną w zbiorniku w całym przebiegu eksperymentu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Pstrągi jeziorne wykazały znaczny przyrost masy w trakcie eksperymentu; początkowe średnie masy pstrągów jeziornych mieściły się w przedziale od 694 do 907 g, natomiast końcowe średnie masy pstrągów jeziornych wynosiły od 853 do 1 566 g (Tabela 1). Średnia ilość pokarmu spożytego przez pstrąga jeziornego w ciągu 135-dniowego eksperymentu wynosiła od 641 do 2 649 g. Średnie stężenia kongenerów PCB w pstrągach jeziornych wzrosły w trakcie eksperymentu; na początku badania średnie stężenia kongenerów PCB mi...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Aby uzyskać najdokładniejsze oszacowanie γ, eksperymentator musi być w stanie dokładnie śledzić zarówno ilość żywności umieszczonej w każdym ze zbiorników, jak i ilość niezjedzonego pokarmu w każdym ze zbiorników w trakcie trwania eksperymentu. Aby to osiągnąć, eksperymentator musi być w stanie usunąć cały niezjedzony pokarm ze zbiorników i dokładnie określić jego wagę. Oprócz dokładnego śledzenia pokarmu faktycznie spożywanego przez ryby drapieżne, dokładne oszacowanie γ może również zależeć od wystarczającego czasu trw...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Podziękowania
Ta praca została częściowo sfinansowana przez Komisję Rybołówstwa Wielkich Jezior i Instytut Zasobów Wodnych Annis. Używanie nazw handlowych, produktów lub firm nie oznacza poparcia ze strony rządu Stanów Zjednoczonych. Ten artykuł jest wkładem 1867 U.S. Geological Survey Great Lakes Science Center.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Zbiorniki z włókna szklanego 870 l | Jednostki chłodzące | RT-430-1 | |
| Zbiorniki z włókna szklanego 2,380 l | Jednostki chłodzące | RT-630-1 | |
| Metanosulfonian trikainy (Finquel) | Argent Chemical Laboratories, Inc. | C-FINQ-UE-100G | Eugenol może być również stosowany jako środek znieczulający. |
| Nóż szefa kuchni Ashland | Chicago Sztućce | SKU 1106336 | |
| Deska do krojenia | Mikser pionowy Williams-Sonoma | 3863586 | |
| Hobart (40 litrów) | Hobart Corporation | ||
| 1.9 l | Robot Coupe, Inc. | RSI 2Y1 | |
| Worki polietylenowe (różne rozmiary) | Arcan Inc. | ||
| Słoiki chemiczne | Chem | 220-0125 | |
| Waga elektroniczna ładowana od góry | Mettler Toledo | Mettler PM 6000 | |
| Siarczan sodu, bezwodny - granulowany | EMD | SX0760E-3 | |
| Gilzy ekstrakcyjne szklane (45 mm x 130 mm) | Wilmad-Lab Glass | LG-7070-114 | |
| Wióry teflonowe | Chemware | 919120 | |
| Szybki koncentrator próbek azotu Vap | Labconco | 7910000 | |
| Koncentrator azotu N-Vap | Organomation | 112 | |
| Szkło ekstrakcyjne Soxhleta (500 ml) | Szkło Wilmad-Lab | LG-6900-104 | |
| Heksan | Burdick & Jackson | Kat. 211-4 | |
| Dichlorometan | Burdick & Jackson | Kat. 300-4 | |
| Żel krzemionkowy | BDH | Kat. BDH9004-1KG | |
| Grzałka ekstrakcyjna Labl Line 5000 | Lab Line Instruments | ||
| Agilent 5973 GC/MS z jonizacją chemiczną | Agilent | 5973N | |
| Roztwór wzorca wewnętrznego | Cambridge Isotope Laboratories | EC-1410-1.2 | |
| Wzorce kalibracji kongenerów PCB | Kolumna Accustandard | C-CSQ-SET | |
| DB-XLB (60 m x 0,25 mm, 0,25 mikrona) | Agilent/ J& W | 122-1262 |
Bibliografia
- Madenjian, C. P., Carpenter, S. R., Rand, P. S. Why are the PCB concentrations of salmonine individuals from the same lake so highly variable? Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 51 (4), 800-807 (1994).
- Madenjian, C. P., et al. Net trophic transfer efficiency of PCBs to Lake Michigan coho salmon from their prey. Environmental Science and Technology. 32 (20), 3063-3067 (1998).
- Thomann, R. V. Bioaccumulation model of organic chemical distribution in aquatic food chains. Environmental Science and Technology. 23 (6), 699-707 (1989).
- Calabrese, E. J., Baldwin, L. A. Performing ecological risk assessments. , Lewis. Boca Raton, Florida. (1993).
- Madenjian, C. P., et al. Variation in net trophic transfer efficiencies among 21 PCB congeners. Environmental Science and Technology. 33 (21), 3768-3773 (1999).
- Jackson, L. J., Schindler, D. E. Field estimates of net trophic transfer of PCBs from prey fishes to Lake Michigan salmonids. Environmental Science and Technology. 30 (6), 1861-1865 (1996).
- Gobas, F. A. P. C., Muir, D. C. G., Mackay, D. Dynamics of dietary bioaccumulation and faecal elimination of hydrophobic organic chemicals in fish. Chemosphere. 17 (5), 943-962 (1988).
- Madenjian, C. P., O’Connor, D. V., Rediske, R. R., O’Keefe, J. P., Pothoven, S. A. Net trophic transfer efficiencies of polychlorinated biphenyl congeners to lake whitefish (Coregonus clupeaformis) from their food. Environmental Toxicology and Chemistry. 27 (3), 631-636 (2008).
- Isosaarl, P., Kiviranta, H., Lie, Ø, Lundebye, A. K., Ritchie, G., Vartiainen, T. Accumulation and distribution of polychlorinated dibenzo-p-dioxin, dibenzofuran, and polychlorinated biphenyl congeners in Atlantic salmon (Salmo salar). Environmental Toxicology and Chemistry. 23 (7), 1672-1679 (2004).
- Buckman, A. H., Brown, S. B., Hoekstra, P. F., Solomon, K. R., Fisk, A. T. Toxicokinetics of three polychlorinated biphenyl technical mixtures in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Environmental Toxicology and Chemistry. 23 (7), 1725-1736 (2004).
- Burreau, S., Axelman, J., Broman, D., Jakobsson, E. Dietary uptake in pike (Esox lucius) of some polychlorinated biphenyls, polychlorinated naphthalenes and polybrominated diphenyl ethers administered in natural diet. Environmental Toxicology and Chemistry. 16 (12), 2508-2513 (1997).
- Madenjian, C. P., DeSorcie, T. J., Stedman, R. M. Ontogenic and spatial patterns in diet and growth of lake trout in Lake Michigan. Transactions of the American Fisheries Society. 127 (2), 236-252 (1998).
- Paterson, G., Whittle, D. M., Drouillard, K. G., Haffner, G. D. Declining lake trout (Salvelinus namaycush) energy density: are there too many salmonid predators in the Great Lakes? Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 66 (6), 919-932 (2009).
- Madenjian, C. P., O’Connor, D. V., Nortrup, D. A. A new approach toward evaluation of fish bioenergetics models. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 57 (5), 1025-1032 (2000).
- Madenjian, C. P., Pothoven, S. A., Kao, Y. C. Reevaluation of lake trout and lake whitefish bioenergetics models. Journal of Great Lakes Research. 39 (2), 358-364 (2013).
- Madenjian, C. P., et al. Evaluation of a lake whitefish bioenergetics model. Transactions of the American Fisheries Society. 135 (1), 61-75 (2006).
- Madenjian, C. P., O’Connor, D. V., Chernyak, S. M., Rediske, R. R., O’Keefe, J. P. Evaluation of a chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) bioenergetics model. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 61 (4), 627-635 (2004).
- Madenjian, C. P., David, S. R., Rediske, R. R., O’Keefe, J. P. Net trophic transfer efficiencies of polychlorinated biphenyl congeners to lake trout (Salvelinus namaycush) from its prey. Environmental Toxicology and Chemistry. 31 (12), 2821-2827 (2012).
- Madenjian, C. P., O'Connor, D. V. Laboratory evaluation of a lake trout bioenergetics model. Transactions of the American Fisheries Society. 128 (5), 802-814 (1999).
- Ballschmiter, K., Bacher, R., Mennel, A., Fischer, R., Riehle, U., Swerev, M. The determination of chlorinated biphenyls, chlorinated dibenzodioxins, and chlorinated dibenzofurans by GC-MS. HRC Journal of High Resolution Chromatography. 15 (4), 260-270 (1992).
- Madenjian, C. P., David, S. R., Pothoven, S. A. Effects of activity and energy budget balancing algorithm on laboratory performance of a fish bioenergetics model. Transactions of the American Fisheries Society. 141 (5), 1328-1337 (2012).
- Lieb, A. J., Bills, D. D., Sinnhuber, R. O. Accumulation of dietary polychlorinated biphenyls (Aroclor 1254) by rainbow trout. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 22 (4), 638-642 (1974).
- Niimi, A. J., Oliver, B. G. Biological half-lives of polychlorinated biphenyl (PCB) congeners in whole fish and muscle of rainbow trout (Salmo gairdneri). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 40 (9), 1388-1394 (1983).
- Gobas, F. A. P. C., Wilcockson, J. B., Russell, R. W., Haffner, G. D. Mechanism of biomagnification in fish under laboratory and field conditions. Environmental Science and Technology. 33 (1), 133-141 (1999).
- Dmitrovic, J., Chan, S. C. Determination of polychlorinated biphenyl congeners in human milk by gas chromatography – negative chemical ionization mass spectrometry after sample clean-up by solid-phase extraction. Journal of Chromatography B. 778 (1-2), 147-155 (2002).
- Zorn, M. E., Gibbons, R. D., Sonzogni, W. C. Weighted least-squares approach to calculating limits of detection and quantification by modeling variability as a function of concentration. Analytical Chemistry. 69 (15), 3069-3075 (1997).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
