Laboratoryjne oszacowanie efektywności transferu troficznego netto kongenerów PCB do pstrąga jeziorowego (Salvelinus namaycush) z jego ofiary

Podsumowanie

Przedstawiono technikę laboratoryjnego szacowania efektywności transferu troficznego netto kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb rybożernych z ich ofiary. Aby zmaksymalizować zastosowanie wyników laboratoryjnych w terenie, ryby rybożerne powinny być karmione rybami drapieżnymi, które są zwykle spożywane na polu.

Streszczenie

Technika laboratoryjnego szacowania efektywności transferu troficznego netto (γ) kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb rybożernych z ich zdobyczy jest opisana tutaj. Podczas 135-dniowego eksperymentu laboratoryjnego karmiliśmy pstrągiem jeziorowym (Coregonus hoyi) złowionym w jeziorze Michigan pstrągiem jeziorowym (Salvelinus namaycush) trzymanym w ośmiu zbiornikach laboratoryjnych. Bloater jest naturalną zdobyczą dla pstrąga jeziorowego. W czterech zbiornikach zastosowano stosunkowo wysokie natężenie przepływu, aby zapewnić stosunkowo wysoką aktywność pstrąga jeziorowego, podczas gdy w pozostałych czterech zbiornikach zastosowano niskie natężenie przepływu, co pozwoliło na niską aktywność pstrąga jeziorowego. Dla każdego zbiornika rejestrowano ilość pokarmu spożywanego przez pstrąga jeziorowego w każdym dniu eksperymentu. Każdy pstrąg jeziorowy został zważony na początku i na końcu eksperymentu. Na początku eksperymentu poświęcono od czterech do dziewięciu pstrągów jeziorowych z każdego z ośmiu zbiorników, a wszystkie 10 pstrągów jeziorowych pozostałych w każdym ze zbiorników poddano eutanazji pod koniec eksperymentu. Określiliśmy stężenia 75 kongenerów PCB w pstrągu jeziorowym na początku eksperymentu, w pstrągu jeziorowym na końcu eksperymentu oraz w pstrągu jeziorowym podawanym pstrągowi jeziorowemu podczas eksperymentu. Na podstawie tych pomiarów obliczono γ dla każdego z 75 kongenerów PCB w każdym z ośmiu zbiorników. Średnią γ obliczono dla każdego z 75 kongenerów PCB zarówno dla aktywnego, jak i nieaktywnego pstrąga jeziorowego. Ponieważ eksperyment został powtórzony w ośmiu zbiornikach, można było oszacować błąd standardowy dotyczący średniej γ. Wyniki tego typu eksperymentów są przydatne w modelach oceny ryzyka do przewidywania przyszłych zagrożeń dla ludzi i dzikich zwierząt jedzących skażone ryby w różnych scenariuszach skażenia środowiska.

Wprowadzenie

Spośród wszystkich czynników wpływających na tempo, w jakim ryby gromadzą zanieczyszczenia, skuteczność, z jaką ryby zatrzymują zanieczyszczenia z jedzenia, które jedzą, jest jednym z najważniejszych^1-3. Modele oceny ryzyka zostały opracowane w celu przewidywania przyszłych zagrożeń zarówno dla ludzi, jak i dzikich zwierząt jedzących skażone ryby w różnych scenariuszach skażenia środowiska, a wiarygodność tych prognoz zależy w decydującym stopniu od dokładności szacunków wydajności, z jaką ryby zatrzymują zanieczyszczenia ze swojego pożywienia⁴.

Efektywność, z jaką zanieczyszczenie w pokarmie spożywanym przez drapieżnika jest transportowane przez ścianę jelita, jest znana jako gross trofic transfer^{efficiency 5}. Część ilości zanieczyszczenia transportowanego przez ścianę jelita drapieżnika może ostatecznie zostać utracona w wyniku oczyszczenia i/lub przemiany metabolicznej. Efektywność, z jaką zanieczyszczenie zawarte w pożywieniu spożytym przez drapieżnika jest zatrzymywane przez drapieżnika, w tym wszelkie straty spowodowane eliminacją i przemianą metaboliczną, jest znana jako efektywność transferu troficznego netto⁶.

Gross trofic transfer zanieczyszczeń organicznych do ryb z ich zdobyczy wydaje się różnić w zależności od właściwości chemicznych zanieczyszczeń, w tym przynależności lipidowej mierzonej współczynnikiem podziału oktanol-woda, K_ow^3,7. Zgodnie z empiryczną zależnością opracowaną przez firmę Thomann³, efektywność nanosu troficznego brutto jest stosunkowo wysoka, gdy log K_ow jest równy wartości od 5 do 6. Wydajność transferu troficznego brutto spada wykładniczo w tempie 50% na jednostkę log K_ow wraz ze wzrostem log K_ow z 6 do 10, zgodnie z zależnością Thomanna³.

Niemniej jednak, wydajność troficzna brutto i netto kongenerów polichlorowanego bifenylu (PCB) do ryb z ich zdobyczy nie wydaje się być zgodna z zależnością Thomann³ w większości przypadków. Chociaż wydajność troficzna kongenerów PCB do siei jeziornej (Coregonus clupeaformis) z jej pożywienia była zgodna z zależnością zaproponowaną przez firmę Thomann⁸, wydajność transferu troficznego kongenerów PCB była albo słabo związana, albo w ogóle nie miała związku z logarytmem K_ow dla łososia atlantyckiego (Salmo salar)⁹, pstrąga tęczowego (Oncorhynchus mykiss)¹⁰, łososia coho (Oncorhynchus kisutch)¹¹oraz szczupak północny (Esox lucius)¹¹.

Ogólnym celem tego badania było przedstawienie techniki laboratoryjnej do szacowania efektywności transferu troficznego netto kongenerów PCB do ryby rybożernej od jej ofiary. Pstrąg jeziorowy (Salvelinus namaycush) został wybrany jako ryba rybożerna do naszego eksperymentu, ponieważ pstrąg jeziorowy jest stosunkowo łatwy w utrzymaniu w zbiornikach laboratoryjnych. Bloater (Coregonus hoyi) został wybrany jako ryba drapieżna, którą należy karmić pstrąga jeziorowego, ponieważ pstrąg jeziorowy jest zjadalany przez pstrąga jeziorowego w swoim naturalnym środowisku¹². Ponadto ustaliliśmy, czy efektywność transferu troficznego netto dla pstrąga jeziorowego oszacowana na podstawie naszego eksperymentu laboratoryjnego jest zgodna z zależnością Thomann³. Ustaliliśmy również, czy stopień aktywności pstrąga jeziorowego miał istotny wpływ na efektywność transferu troficznego netto (γ) kongenerów PCB. Uważa się, że aktywność pstrąga jeziorowego w Wielkich Jeziorach Laurentyńskich ostatnio wzrosła, ponieważ zmiany w sieciach pokarmowych spowodowały, że pstrągi jeziorowe przeznaczają więcej energii na poszukiwanie^pożywienia. Pstrąg jeziorowy został zmuszony do ćwiczeń w jednym zestawie zbiorników, poddając te pstrągi jeziorowe stosunkowo wysokim natężeniom przepływu, podczas gdy pozostałym trociom jeziorowym pozwolono pozostać stosunkowo nieaktywnymi, poddając je stosunkowo niskim natężeniom przepływu. Na koniec omówiono szczegółowe informacje na temat naszej procedury laboratoryjnej, których należy dokładnie przestrzegać, aby zapewnić najwyższy stopień dokładności szacunków γ i aby wyniki laboratoryjne miały zastosowanie w danej dziedzinie, a także przyszłe kierunki badań nad naszą techniką laboratoryjną. Efektywność transferu troficznego netto można oszacować zarówno w laboratorium, jak i w terenie, a zalety i wady są związane z obydwoma podejściami. Dokładność oszacowania γ zależy od dokładności oszacowania spożycia żywności. Ilość pokarmu spożywanego przez ryby w laboratorium można dokładnie określić, gdy przestrzegane są odpowiednie protokoły, podczas gdy ilość pokarmu spożywanego przez ryby w terenie jest zwykle szacowana za pomocą modelowania bioenergetycznego. Wykorzystanie modelowania bioenergetycznego w celu określenia ilości spożywanej żywności może wprowadzić znaczną dozę niepewności do szacunków spożycia żywności. Wykazano, że modele bioenergetyczne ryb szacują spożycie pokarmu bez wykrywalnego błędu systematycznego w przypadku pstrąga jeziorowego^14,15, ale w przypadku siei jeziornej wykryto znaczne odchylenie w szacunkach modelu bioenergetycznego^15,16. Z drugiej strony, oszacowania efektywności transferu troficznego netto oszacowanej w laboratorium mogą nie mieć zastosowania do pola ze względu na różnicę w dawkach karmienia między laboratorium a polem¹⁷. Dowody zarówno z laboratorium, jak i w terenie sugerują, że tempo karmienia może wpływać na γ^14,17.

Metodologia użyta w niniejszym badaniu do szacowania γ w laboratorium ma zastosowanie do sytuacji, w których ryby drapieżne są karmione rybami drapieżnymi, a ilość ryb zjedzonych przez drapieżnika może być dokładnie śledzona. Aby to osiągnąć, eksperymentator musi zważyć całą żywność przed umieszczeniem w zbiorniku; Eksperymentator musi być w stanie usunąć całe niezjedzone jedzenie ze zbiornika, a następnie zważyć niezjedzone jedzenie. Ponadto powinien być dostępny odpowiedni zestaw mieszalników i mieszadeł, aby uzyskać wystarczający stopień homogenizacji próbek zarówno ryb drapieżnych, jak i drapieżnych. Wreszcie, oprzyrządowanie do chromatografii gazowej i spektrometrii mas stosowane do oznaczania stężeń kongenerów PCB musi być zdolne do wykrywania i oznaczania ilościowego poszczególnych kongenerów PCB przy stosunkowo niskich stężeniach.

Protokół

1. Eksperyment laboratoryjny

1. Zdobądź zdobycz, którą należy nakarmić rybę drapieżną podczas eksperymentu. Najlepiej, aby te zdobycze były chwytane w terenie, zamrażane i przechowywane w temperaturze około -30 °C. Należy rozważyć komercyjne operacje połowowe jako potencjalne źródło ryb drapieżnych.
2. Wprowadź ryby drapieżne do zbiorników laboratoryjnych, które mają być użyte w eksperymencie. Do każdego z 870-litrowych zbiorników wprowadzono do 15 ryb drapieżnych, a w poprzednich badaniach do 30 ryb drapieżnych wprowadzono do każdego z 2380-litrowych zbiorników.
3. Przyzwyczaj ryby drapieżne do diety wybranej ryby ofiarnej. Po zaaklimatyzowaniu się ryba drapieżna powinna pozostać na tej diecie przez 1-3 miesiące przed rozpoczęciem eksperymentu.
4. Odłóż na bok próbki ryb drapieżnych, losowo wybierając od 10 do 20 próbek złożonych z partii ryb drapieżnych. Liczba ryb drapieżnych w próbce złożonej może wynosić od 3 do 100, w zależności od wielkości ryb drapieżnych. Każda próbka złożona powinna być podwójnie zapakowana, zamrożona i przechowywana w temperaturze około -30 °C.
5. Rozpocznij eksperyment, składając w ofierze od 30 do 50% ryb w każdym ze zbiorników.
   1. Aby poddać rybę eutanazji, wymieszaj 8 g Finquel z 45 litrami wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieść rybę w pojemniku z roztworem Finquel.
   2. Po eutanazji umieść wszystkie ofiarowane ryby z jednego zbiornika w torbie, a następnie w podwójnej torbie i przechowuj w temperaturze około -30 °C do czasu przetwarzania.
   3. Zważyć każdą z ryb pozostałych w każdym ze zbiorników i zapisać wagę; do przeprowadzenia ważenia prawdopodobnie będzie potrzebny środek znieczulający.
   4. Aby znieczulić rybę, wymieszaj 4,6 g Finquel z 45 l wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieść rybę w pojemniku z roztworem Finquel.
   5. Odczekaj kilka minut, aż środek znieczulający zacznie działać, zanim zważysz rybę.
6. Każdego dnia eksperymentu rozmrozić odpowiednią ilość ryb drapieżnych i pokroić je na kawałki o wadze około 1 do 5 g. Zważ ilość ryb drapieżnych, które mają być umieszczone w każdym ze zbiorników, a następnie wrzuć kawałki ryb drapieżnych do każdego zbiornika i pozwól rybom drapieżnym na żerowanie przez około 1 godzinę. Następnie usuń całe niezjedzone jedzenie, pozostaw je do wyschnięcia na powietrzu przez około 20 minut, a następnie zważ niezjedzone jedzenie dla każdego ze zbiorników. Zapisuj ilość jedzenia umieszczonego w zbiorniku i ilość niezjedzonego jedzenia dla każdego ze zbiorników każdego dnia.
   UWAGA: W reprezentatywnym eksperymencie pstrągi jeziorowe były karmione taką ilością pokarmu, jaką spożyłyby podczas jednego okresu karmienia każdego dnia¹⁸. Jednak ryby drapieżne mogły być również umieszczane na stałych racjach^{żywnościowych 16,19}.
7. Zakończ eksperyment, składając w ofierze wszystkie pozostałe ryby drapieżne w każdym ze zbiorników. Aby poddać rybę eutanazji, wymieszaj 8 g Finquel z 45 litrami wody w dużym plastikowym pojemniku, a następnie umieść rybę w pojemniku z roztworem Finquel. Zapisz wagę każdej z ryb złożonych w ofierze. Aby uzyskać wiarygodne wyniki, eksperyment musi trwać co najmniej 100 dni, a najlepiej co najmniej 130 dni. Umieść wszystkie ryby ze zbiornika w jednej torbie, a następnie w podwójnej torbie i przechowuj w temperaturze około -30 °C do czasu przetworzenia.

2. Homogenizacja ryb

1. Wybierz zestaw kompozytów ryb drapieżnych i/lub ryb drapieżnych do rozmrożenia. Pozwól kompozytom częściowo się rozmrozić. Każdy kompozyt może wymagać od 0,5 do 1 godziny homogenizacji.
2. Za pomocą blenderów o odpowiedniej wielkości homogenizuj każdy z kompozytów. Dla każdego kompozytu umieścić próbkę (od 50 do 100 g) homogenatu w oczyszczonym, przepłukanym acetonem i oznakowanym słoiku. Następnie zakręć słoik i przechowuj słoik w temperaturze około -30 °C do czasu przetworzenia.
3. Umyć wszystkie urządzenia używane do homogenizacji ryb, a następnie odpowiednio spłukać wodą destylowaną i metanolem między próbkami.

3. Ekstrakcja

1. Odważyć 20,0 g rozmrożonej homogenizowanej tkanki rybnej w zlewce o pojemności 200 ml.
2. Dodaj około 40 g siarczanu sodu i dobrze wymieszaj szpatułką.
3. Dodać zastępczy roztwór kolca zawierający kongenery 30, 61, 161 i 166. Skok przy stężeniu, które daje końcowe stężenie 20 ng/ml w ekstrakcie.
4. Pozostawić próbkę do wyschnięcia w temperaturze pokojowej, mieszając co 20 minut.
5. Pozostawić próbkę do uzyskania konsystencji suchego piasku, po czym próbka jest gotowa do ekstrakcji.
6. Ustaw aparat do ekstrakcji Soxhleta z kolbą o pojemności 500 ml zawierającą wiórki teflonowe, Soxhleta i skraplacz.
7. Dodaj mieszankę suszonych ryb do szklanego naparstka z grubo spiekanym dnem w krążku lub gilzy papierowej.
8. Dodać 150 ml 50% heksanu i 50% dichlorometanu do zlewki używanej do próbki i wymieszać, zeskrobując ścianki zlewki szpatułką.
9. Przenieść rozpuszczalnik na górę Soxhleta z dołączoną kolbą i pozwolić mu przepłynąć przez kolbę Soxhleta i do kolby.
10. Powtórzyć po raz drugi z 150 ml.
11. Umieść Soxhlet z dołączoną kolbą na elemencie grzejnym i podłącz skraplacz.
12. Włącz element grzejny i doprowadź rozpuszczalnik do delikatnego wrzenia, a następnie ekstrahuj przez co najmniej 16 godzin, upewniając się, że do skraplaczy doprowadzona jest zimna woda.
13. Po pozostawieniu rozpuszczalnika do ostygnięcia należy sprawdzić, czy którakolwiek z kolb na próbki zawiera wodę. W przypadku kolb zawierających wodę dodać siarczan sodu i mieszać, aż woda zostanie wchłonięta przez siarczan sodu.
14. Zagęścić próbkę za pomocą koncentratora azotu lub zestawu szklanego Kaderna Danish (KD) z gorącą kąpielą wodną.
15. Pozostawić próbkę do odparowania do objętości mniejszej niż 2 ml, a następnie doprowadzić do końcowej objętości 5 ml za pomocą małych popłuczyń heksanu w celu przeniesienia próbki z używanego szkła do kolby miarowej o pojemności 5 ml.
16. Przenieść do fiolki o pojemności 10 ml i oznaczyć etykietą informacje o próbce.

4. Oczyszczanie ekstraktu

1. Przygotować zakwaszony żel krzemionkowy, dodając 44 g stężonego kwasu siarkowego do 100 g aktywowanego żelu krzemionkowego.
2. Dodać 10 g zakwaszonego żelu krzemionkowego do małej kolumny chromatograficznej zawierającej na dnie małą zatyczkę waty szklanej.
3. Dodać 1 ml ekstraktu próbki do kolumny po wstępnym oczyszczeniu kolumny 10 ml heksanu.
4. Eluować kolumnę za pomocą 20 ml heksanu i zebrać w stożkowej szklanej probówce o pojemności 20 ml.
5. Umieść szklaną rurkę na parowniku azotu (N-Vap) pod strumieniem azotu i zanurz w gorącej wodzie.
6. Odparować do mniej niż 1 ml, ale nie do wyschnięcia.
7. Wyjąć z aparatu N-Vap i przenieść do kolby miarowej o pojemności 1 ml z małymi popłuczynami heksanu.
8. Przenieść do fiolki z automatycznym samplerem o pojemności 1,8 ml oznaczonej informacjami o próbce.
9. Wstrzyknąć 4 μl wzorca wewnętrznego do fiolki. Próbka jest teraz gotowa do analizy.

5. Analiza metodą chromatografii gazowej – spektrometria mas z wykorzystaniem ujemnej jonizacji chemicznej

1. Do kalibracji przyrządu należy używać wzorców: Wzorce są dostępne w mieszaninach składających się z grup dobrze oddzielonych kongenerów. Mieszaniny 1-5 składają się z prawie wszystkich kongenerów występujących w Arochlors 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254 i 1260. Mix 1 jest używany jako wielopoziomowa mieszanka kalibracyjna, a liniowość systemu potwierdza się poprzez przygotowanie co najmniej pięciu poziomów kalibracji w stężeniach od 2 do 100 ng/ml. Mieszanki 2-5 są stosowane jako kalibracje jednopunktowe dla każdego kongeneru.
2. Ustawić system chromatografii – spektrometrii mas w trybie ujemnej jonizacji chemicznej z wodorem jako gazem nośnym (1 ml/min) i metanem jako gazem odczynnikowym.
3. Do separacji należy użyć kolumny kapilarnej ze stopionej krzemionki (60 m × średnicy wewnętrznej 0,25 mm) pokrytej DB-XLB o grubości warstwy 0,25 μm. Zaprogramować temperaturę pieca od 60 do 212 °C przy 25 °C/min, następnie do 260 °C przy 1 °C/min, a następnie do 280 °C przy 4 °C/min, z końcowym czasem podtrzymania 4 min. Temperaturę wtryskiwacza i przewodu przesyłowego należy ustawić na 280 °C. Wstrzyknąć od 1 do 2 μl próbki w trybie wtrysku bez podziału.
4. Analizować wszystkie wzorce i próbki metodą wzorca wewnętrznego przy użyciu ¹³dekachlorobifenylu znakowanego C.
5. Przeprowadzić kontrolę wstępnej kalibracji, uruchamiając wzorzec drugiego źródła i Aroclors 1242 i 1260, a następnie porównać przewidywane wartości dla kongenerów Aroclor z ilościami zaobserwowanymi w tej procedurze kontrolnej.
6. Po pomyślnym zakończeniu procedury wstępnej kalibracji należy przeprowadzić pełną analizę wszystkich próbek. Przeprowadzaj kontrolę kalibracji co dziesięć próbek, używając dowolnej mieszaniny kalibracyjnej z początkowej kalibracji.

6. Obliczanie efektywności transferu troficznego netto

1. Obliczyć sprawność transferu troficznego netto, γ, dla każdej kombinacji kongeneru w zbiorniku i PCB, stosując następujące równanie:
   , gdzie [PCB_f] jest średnim stężeniem kongeneru PCB w rybie drapieżnej w zbiorniku na koniec eksperymentu, W_f oznacza średnią wagę ryby drapieżnej w zbiorniku na koniec eksperymentu, [PCB_i] jest średnim stężeniem kongenerów PCB ryb drapieżnych w zbiorniku na początku doświadczenia, W_i oznacza średnią masę ryby drapieżnej na początku doświadczenia, a ilość spożytego kongeneru PCB odnosi się do masy kongeneru PCB spożytego średnio przez każdego pstrąga jeziorowego w zbiorniku w trakcie doświadczenia.
2. Obliczyć mianownik w powyższym równaniu, mnożąc średnie stężenie kongeneru PCB w kompozytach z ryb drapieżnych przez średnią ilość (wagę) ryb drapieżnych zjedzonych na rybę drapieżną w zbiorniku w trakcie całego trwania doświadczenia.

Wyniki

Pstrąg jeziorowy wykazał znaczny wzrost podczas eksperymentu, ponieważ początkowa średnia waga pstrąga jeziorowego wahała się od 694 do 907 g, podczas gdy końcowa średnia waga pstrąga jeziorowego wahała się od 853 do 1,566 g (Tabela 1). Średnia ilość pokarmu spożywanego przez pstrąga jeziorowego w trakcie 135-dniowego eksperymentu wahała się od 641 do 2649 g. Średnie stężenia kongenerów PCB w pstrągu jeziorowym wzrosły w trakcie eksperymentu, ponieważ średnie stężenia kongenerów PCB wahały się od 0,01 do...

Dyskusja

Aby uzyskać najdokładniejsze oszacowanie γ, eksperymentator musi być w stanie dokładnie śledzić zarówno ilość żywności umieszczonej w każdym ze zbiorników, jak i ilość niezjedzonego pokarmu w każdym ze zbiorników w trakcie trwania eksperymentu. Aby to osiągnąć, eksperymentator musi być w stanie usunąć cały niezjedzony pokarm ze zbiorników i dokładnie określić jego wagę. Oprócz dokładnego śledzenia pokarmu faktycznie spożywanego przez ryby drapieżne, dokładne oszacowanie γ może również zależeć od wystarczającego czasu trw...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Zbiorniki z włókna szklanego 870 l	Jednostki chłodzące	RT-430-1
Zbiorniki z włókna szklanego 2,380 l	Jednostki chłodzące	RT-630-1
Metanosulfonian trikainy (Finquel)	Argent Chemical Laboratories, Inc.	C-FINQ-UE-100G	Eugenol może być również stosowany jako środek znieczulający.
Nóż szefa kuchni Ashland	Chicago Sztućce	SKU 1106336
Deska do krojenia	Mikser pionowy Williams-Sonoma	3863586
Hobart (40 litrów)	Hobart Corporation
1.9 l	Robot Coupe, Inc.	RSI 2Y1
Worki polietylenowe (różne rozmiary)	Arcan Inc.
Słoiki chemiczne	Chem	220-0125
Waga elektroniczna ładowana od góry	Mettler Toledo	Mettler PM 6000
Siarczan sodu, bezwodny - granulowany	EMD	SX0760E-3
Gilzy ekstrakcyjne szklane (45 mm x 130 mm)	Wilmad-Lab Glass	LG-7070-114
Wióry teflonowe	Chemware	919120
Szybki koncentrator próbek azotu Vap	Labconco	7910000
Koncentrator azotu N-Vap	Organomation	112
Szkło ekstrakcyjne Soxhleta (500 ml)	Szkło Wilmad-Lab	LG-6900-104
Heksan	Burdick & Jackson	Kat. 211-4
Dichlorometan	Burdick & Jackson	Kat. 300-4
Żel krzemionkowy	BDH	Kat. BDH9004-1KG
Grzałka ekstrakcyjna Labl Line 5000	Lab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS z jonizacją chemiczną	Agilent	5973N
Roztwór wzorca wewnętrznego	Cambridge Isotope Laboratories	EC-1410-1.2
Wzorce kalibracji kongenerów PCB	Kolumna Accustandard	C-CSQ-SET
DB-XLB (60 m x 0,25 mm, 0,25 mikrona)	Agilent/ J& W	122-1262