Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych

22.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51558

⸱

9 października 2014

 , 
1Institute of Health and Biomedical Innovation, Queensland University of Technology, 2RISystem AG

W tym artykule

Podsumowanie

Jednym z ograniczeń badań przedklinicznych w dziedzinie naprawy kości jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie gojącej się zmiany kostnej. Przedstawiamy projekt i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego do naprawy kości z możliwością zmiany sztywności stabilizatora in vivo.

Streszczenie

Mechaniczne środowisko wokół gojenia złamanej kości jest bardzo ważne, ponieważ decyduje o sposobie, w jaki złamanie będzie się goić. W ciągu ostatniej dekady pojawiło się duże zainteresowanie kliniczne poprawą gojenia kości poprzez zmianę środowiska mechanicznego poprzez stabilność fiksacji wokół zmiany. Jednym z ograniczeń przedklinicznych badań na zwierzętach w tej dziedzinie jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie dużego defektu segmentowego, a także osteotomią w trakcie gojenia. W tym artykule przedstawiono konstrukcję i zastosowanie zewnętrznego stabilizatora do badania gojenia dużych segmentowych ubytków kostnych lub osteotomii. Urządzenie to nie tylko pozwala na kontrolowaną sztywność osiową zmiany kostnej w trakcie jej gojenia, ale także umożliwia zmianę sztywności podczas procesu gojenia in vivo. Przeprowadzone eksperymenty wykazały, że stabilizatory były w stanie utrzymać 5-milimetrową przerwę w ubytku kości udowej u szczurów in vivo podczas nieograniczonej aktywności w klatce przez co najmniej 8 tygodni. Podobnie, nie zaobserwowaliśmy żadnych zniekształceń ani infekcji, w tym infekcji szpilkami przez cały okres gojenia. Wyniki te pokazują, że nasz nowo opracowany stabilizator zewnętrzny był w stanie osiągnąć powtarzalną i znormalizowaną stabilizację oraz zmianę środowiska mechanicznego dużych ubytków kostnych u szczurów in vivo i osteotomii różnej wielkości. Potwierdza to, że zewnętrzne urządzenie mocujące dobrze nadaje się do badań przedklinicznych z wykorzystaniem modelu szczurzego w zakresie regeneracji i naprawy kości.

Wprowadzenie

Wiele badań poszerzyło nasze zrozumienie mechanizmów biologicznych związanych z naprawą tkanki kostnej1-6. Wpływ warunków mechanicznych na naprawę kości, takich jak ruchy osiowe, ścinające i międzyfragmentacyjne (IFM), był szeroko badany7-15. W ciągu ostatnich kilku lat zaczęło pojawiać się coraz więcej badań opisujących wpływ środowiska mechanicznego na gojenie kości za pomocą złamań, osteotomii i dużych segmentowych ubytków kostnych w modelach in vivo. Dlatego potrzebne są niezawodne metody utrwalania, aby uzyskać powtarzalne i wiarygodne wyniki badań.

Środowisko mechaniczne wokół gojącego się złamania jest bardzo ważne, ponieważ decyduje o sposobie, w jaki złamanie będzie się goić. Dlatego wybór urządzenia do stabilizacji jest bardzo ważny i powinien być starannie dobrany w zależności od projektu badania i innych czynników, takich jak wielkość szczeliny i rodzaj złamania. Właściwości mechaniczne urządzenia fiksującego są jeszcze ważniejsze podczas badania gojenia się kości dużych ubytków kostnych w celu ustalenia fiksacji, która zapewnia nie tylko stałą wielkość szczeliny przez cały okres eksperymentu przy pełnym obciążeniu, ale także idealne środowisko mechaniczne dla gojącej się kości. Stabilizatory zewnętrzne są powszechnie stosowane w eksperymentalnych modelach gojenia złamań i dużych ubytków kostnych, ponieważ mają przewagę nad innymi urządzeniami do stabilizacji. Główną zaletą stabilizatorów zewnętrznych jest to, że pozwalają na zmianę środowiska mechanicznego w miejscu uszkodzenia in vivo bez wtórnej interwencji, co można osiągnąć poprzez zmianę lub regulację listwy stabilności urządzenia w trakcie eksperymentu w miarę postępu gojenia kości. Co więcej, pozwala na zastosowanie specyficznej miejscowej stymulacji mechanicznej w celu poprawy naprawy kości, a także daje możliwość pomiaru sztywności tkanki kalusa in vivo. Niemniej jednak urządzenia mają również kilka wad, do których należą: podrażnienie tkanek miękkich, infekcje i złamanie szpilki.

Niestety, takie implanty nie były dostępne "z półki" w momencie opracowywania implantu, a badacze byli zmuszeni do zaprojektowania własnych stabilizatorów do zamierzonego zastosowania. Dlatego jednym z ograniczeń badań w tej dziedzinie był brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie dużego defektu segmentowego, a także osteotomią w trakcie gojenia. Charakterystyka mechaniczna stabilizatora zewnętrznego jest definiowana i może być modulowana przez dużą liczbę zmiennych, które obejmują: odległość między kołkami, średnicę sworznia, materiał sworznia, liczbę kołków, długość pręta stabilizatora, numer pręta stabilizatora, materiał pręta stabilizatora, grubość pręta stabilizatora oraz odległość od powierzchni kości do pręta stabilizatora (przesunięcie). Co zaskakujące, udało się znaleźć tylko niedostatek badań, które badały mechaniczny wkład poszczególnych elementów stabilizatorów lub całych konfiguracji ramek stosowanych w badaniach na gryzoniach16,18,28. Na przykład wyniki jednego z badań wykazały, że jednym z głównych czynników decydujących o całkowitej sztywności konstrukcji mocującej była elastyczność kołków w odniesieniu do ich przesunięcia, średnicy i właściwości materiału28. Wyniki wyżej wymienionych badań jednoznacznie sugerują, że znajomość środowiska mechanicznego zapewnianego przez urządzenie fiksujące jest niezwykle ważna, a jednak w wielu przypadkach nie jest szczegółowo badana. W niniejszym artykule przedstawiono projekt, specyfikacje i implantację in vivo zewnętrznego stabilizatora, który rozwiązuje ten problem. Stabilizator ten pozwala również na modulację środowiska mechanicznego w miarę postępu gojenia, co umożliwia badanie mechanowrażliwości różnych etapów procesu gojenia in vivo. Dodatkowo, oprócz narzucania kontrolowanego i powtarzalnego lokalnego środowiska mechanicznego, jego dostępność pozwala również na modulację tego środowiska na różnych etapach gojenia się kości.

Stabilizator, który zaprojektowaliśmy, opierał się na zewnętrznej fiksacji, która jest szeroko stosowana do unieruchamiania złamań16-21 i modeli dużych wad u zwierząt doświadczalnych22-27. Różnica między naszym stabilizatorem zewnętrznym a innymi istniejącymi konstrukcjami opisywanymi w literaturze polega na tym, że ich listwa stabilizująca jest zabezpieczona, aby zapewnić pewny chwyt za pomocą drutów Kirschnera (drutów K). Ten typ konstrukcji wymaga ponownego dokręcania co dwa tygodnie (czasem nawet co tydzień), aby upewnić się, że odległość przesunięcia jest utrzymywana, gdy obciążenie jest przykładane przez obciążenie obciążnikowe, aby zapobiec poluzowaniu pręta stabilizującego. Jeśli takie poluzowanie nastąpi, pozwala to na niepożądane dodatkowe warunki obciążenia, takie jak kątowe, poprzeczne i skrętne ruchy ścinające do gojącej się kości (na podstawie osobistych doświadczeń, komunikacji z badaczami). Wiedząc o tym, zewnętrzny stabilizator został zaprojektowany w taki sposób, że w przypadku konieczności zmiany sztywności stabilizatora można to osiągnąć poprzez usunięcie elementów łączących przymocowanych do modułu głównego, w którym osadzone są kołki montażowe. Eksperyment pilotażowy in vivo został przeprowadzony na nowym prototypie stabilizatora zewnętrznego, aby upewnić się, że spełnia on wszystkie zaproponowane wymagania, zanim zostanie wyprodukowany w większych ilościach.

Głównym celem tego artykułu jest przedstawienie nowej metody chirurgicznej dla zewnętrznego stabilizatora stosowanego do dużych ubytków kostnych i osteotomii u szczurów, z możliwością zmiany sztywności in vivo podczas procesu gojenia. Ta metoda utrwalania jest stosowana in vivo na kości udowej szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokoły opieki nad zwierzętami i eksperymentów były przestrzegane zgodnie z wytycznymi NIH i zatwierdzone przez Beth Israel Deaconess Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee, Boston, MA. (Numer protokołu: 098-2009)

1. Przygotowanie materiałów i narzędzi chirurgicznych

  1. Przed użyciem wysterylizuj wszystkie materiały i narzędzia chirurgiczne używane do wykonywania operacji. Zapakuj potrzebne materiały, z tacą na narzędzia lub bez, w złożoną szmatkę lub owinięty papier i zaklej taśmą autoklawu do sterylizacji parowej. Temperatura autoklawu powinna wynosić 125-135 ºC przez 20-25 min czasu sterylizacji, a następnie 10-15 min czasu suszenia.
  2. Upewnij się, że w momencie operacji szczury mają 200-250 g. Jest to bardzo ważne, ponieważ jeśli szczury są cięższe, należy użyć stabilizatora o innym rozmiarze. W przypadku szczurów cięższych niż 250 g należy zastosować większą wersję zewnętrznego systemu stabilizatora.

2. Zabieg chirurgiczny i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego

  1. Kup szczury Sprague-Dawley (lub inny szczep) (samce lub samice, 200-250 g) od dowolnego certyfikowanego dostawcy zwierząt. Postępuj zgodnie z odpowiednimi protokołami opieki nad zwierzętami i protokołami eksperymentalnymi zgodnie z krajowymi wytycznymi, które zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt. Przed zabiegiem należy odczekać co najmniej 48 godzin okresu aklimatyzacji.
  2. W celu przeprowadzenia operacji należy przetransportować szczura do dedykowanej sali zabiegowej.
  3. Znieczulić szczura izofluranem najpierw za pomocą komory indukcyjnej, a następnie kontynuować z maską na twarz podłączoną do urządzenia do znieczulenia w ilości 1,5-2% w 1-1,5 lO2/min. Na początku operacji upewnij się, że zwierzę jest w głębokim znieczuleniu. Aby to zrobić, użyj techniki odruchu pedałów, wysuwając kończynę i ściskając palcami pajęczynę między palcami (nie samym palcem!). Zwierzę nie jest wystarczająco znieczulone, jeśli kończyna jest cofnięta, występuje skurcz mięśni lub jeśli zwierzę hałasuje.
  4. Po tym, jak szczur zostanie poddany głębokiemu znieczuleniu ogólnemu do zabiegu chirurgicznego, wstrzyknąć antybiotyk (cefazolinę, 20 mg/kg) i przeciwbólową buprenorfinę (dawka 0,08 mg/kg) domięśniowo w prawą nogę. Aby uniknąć dużej utraty płynów podczas zabiegu, przed zabiegiem należy podać podskórnie ciepłą, sterylną sól fizjologiczną w ilości 3-5% masy ciała, a jeśli jest to konieczne na końcu. Nałóż sterylną maść na oczy na oczy, aby utrzymać ich nawilżenie i zapobiec uszkodzeniom rogówki.
  5. Po wstrzyknięciu leku należy ogolić i oczyścić całą prawą tylną nogę szczura chlorohezadyną lub innym roztworem dezynfekującym, a następnie przenieść zwierzę na stół chirurgiczny. (Noga operowana musi być taka sama, jak ta, w którą została wstrzyknięta).
  6. Umieść zwierzę na rozgrzanej powierzchni w pozycji leżącej (Rysunek 1A). Upewnij się, że maska na twarz pozostaje na nosie i ustach po przeniesieniu na stół operacyjny i utrzymuj schemat znieczulenia, o którym mowa w 2.3). Ułożyć obszar zabiegu chirurgicznego sterylną zasłoną z okienkiem, tak aby odsłonięta była tylko noga przeznaczona do operacji.
  7. Wykonaj przybliżone nacięcie 3-4 cm (ryc. 1B) przez skórę biegnącą czaszkowo-bocznie na powierzchni prawej kości udowej od krętarza większego do okolicy nadkłykciowej kolana za pomocą skalpela (ryc. 1C). Odsłoń trzon kości udowej poprzez delikatne rozwarstwienie, oddzielając powięź szeroką i upewniając się, że tkanka mięśniowa nie została przecięta. Następnie oddziel M. vastus lateralis i M. biceps femoris i unieś M. tensor fasciae latae, aby odsłonić całą długość kości udowej (upewniając się, że nerw kulszowy jest zachowany; Rysunek 1D).
  8. W planowanym obszarze osteotomii należy przygotować kość udową wzdłuż środkowej części trzonu, uwalniając otaczającą tkankę mięśniową z kości udowej. Najpierw zacznij od umieszczenia windy Henahan prostopadle do odsłoniętej powierzchni kości udowej, a następnie za pomocą skalpela uwolnij mięsień w sąsiednim obszarze.
    1. Kontynuuj, posuwając się do przodu i obejdź kość udową, trzymając się blisko powierzchni kości, aż cała otaczająca tkanka mięśniowa zostanie uwolniona z całej środkowej części kości (gdzie powstanie ubytek), a tkanka mięśniowa zostanie całkowicie oczyszczona z kości. Robiąc to, bardzo ważne jest, aby trzymać się blisko powierzchni kości, aby uniknąć przecięcia głównych naczyń.
  9. W przypadku ubytku kostnego o wielkości 5 mm owiń pętlę 2 kawałki piły drucianej Gigli (0,22 mm) wokół kości w orientacji przyśrodkowo-bocznej (Rysunek 1E,F). Po zapętleniu piły drucianej umieść jeden element po dystalnej stronie kości udowej, blisko stawu kolanowego, a drugi kawałek po bliższej stronie w pobliżu stawu biodrowego. Zaciśnij kawałki piły drucianej Gigli z każdej strony za pomocą zakrzywionych kleszczy preparacyjnych i ligaturowych w kształcie litery S, tak aby pozostały w zamierzonym miejscu. Jeśli planowana jest osteotomia z pojedynczym cięciem, użyj tylko jednego kawałka piły drucianej.
  10. Użyj zewnętrznej płytki stabilizatora jako szablonu, aby określić dokładną pozycję implantu. Pozycja stabilizatora zewnętrznego musi znajdować się jak najbliżej środka kości udowej.
    1. Umieść zewnętrzną płytkę stabilizującą na przednio-bocznej powierzchni kości. Osiąga się to poprzez zewnętrzną rotację kości udowej. W tej pozycji warstwa tkanek miękkich jest najcieńsza, co zapobiega nadmiernemu naprężeniu tkanek miękkich pod płytką stabilizującą po zamknięciu rany.
    2. Następnie lekko unieś zewnętrzną płytkę stabilizatora z powierzchni kości, aby upewnić się, że otwory płytki są wyśrodkowane do powierzchni kości. Przytrzymaj zewnętrzny stabilizator małym zaciskiem, aby pozostał równoległy do osi podłużnej kości, a następnie użyj elektronarzędzia lub wiertarki ręcznej, aby wstępnie wywiercić pierwszy otwór po bliższej stronie kości udowej za pomocą wiertła 0,79 mm. Przed przejściem do przodu upewnij się, że końcówka wiertła jest nadal wyśrodkowana na powierzchni kości .
    3. Jeśli końcówka wiertła nadal się ślizga, użyj przeciwwgłębienia 1.00 mm (Rysunek 8F), aby wyśrodkować położenie pierwszego otworu. Przeciwdrążek powinien być użyty do ustawienia wszystkich pozostałych kołków montażowych. Zapewni to idealne wyrównanie wywierconych otworów i płytki stabilizatora względem powierzchni kości.

3. Metoda implantacji zewnętrznego stabilizatora za pomocą prowadnicy piły

  1. Upewnij się, że płyta stabilizatora zewnętrznego nie jest zamontowana do góry nogami przed przypięciem jej do prowadnicy piły. Określ to, porównując rozmiar otworów na płycie. Prawidłowa strona to otwór o większej średnicy skierowany do góry. Jeśli różnica między rozmiarem otworów w stabilizatorze nie jest widoczna, użyj przeciwobciążnika.
    1. Włóż końcówkę przeciwobgłębia do jednego z otworów w płytce stabilizatora, jeśli przeciwzagłębik łatwo pasuje do otworu, to jest to górna strona stabilizatora, jednak jeśli końcówka przeciwwgłębika nie pasuje, to jest to dolna strona stabilizatora i należy ją odpowiednio odwrócić w celu implantacji.
      (Ważne: Upewnij się, że wiercisz prostopadle do osi podłużnej kości, ponieważ zapewni to idealną orientację stabilizatora do powierzchni kości. Kierunek pierwszego wywierconego otworu określa ostateczną orientację stabilizatora na kości. Pamiętaj, że kołki montażowe są tej samej długości, a jeśli stabilizator nie jest równoległy do osi podłużnej kości, odległość między stabilizatorem a kością będzie się zbyt mocno różnić i może uniemożliwić wszystkim czterem kołkom mocującym penetrację obu kory).
    2. Po potwierdzeniu orientacji przypnij płytkę do prowadnicy piły (Rysunek 2A,B), a następnie przypnij zespół do kości tak, aby pierwszy wstępnie wywiercony otwór był wyrównany z pierwszym otworem na płycie (Rysunek 2C). Użyj kwadratowego klucza nasadowego 0.70 mm włożonego do wiertarki ręcznej, aby wbić pierwszy kołek montażowy w otwór. Umożliwi to powtarzalne pozycjonowanie pozostałych kołków montażowych.
    3. Po umieszczeniu pierwszego kołka montażowego na miejscu, wywierć najbardziej odległy otwór od pierwszego kołka montażowego po stronie dystalnej i wbij drugi kołek montażowy w otwór. Kolejność implantacji dwóch środkowych kołków montażowych nie jest ważna.

4. Metoda implantacji zewnętrznego stabilizatora bez prowadnicy piły:

Nakładanie zewnętrznego stabilizatora może być również wykonane bez użycia prowadnicy piły. Początkowe etapy implantacji stabilizatora zewnętrznego są takie same aż do momentu zamocowania unitu z prowadnicą piły na kości (krok 3.1). Jeśli prowadnica piły nie jest używana, bardzo ważne jest, aby utrzymać płytkę mocującą we właściwej orientacji podczas całej procedury aplikacji. Kość udowa musi być zewnętrznie obrócona w kierunku przednio-bocznym.

  1. Przytrzymaj zewnętrzną płytkę stabilizatora za pomocą małego zacisku lub zakrzywionych kleszczy preparacyjnych i ligaturowych w kształcie litery S tak, aby była równoległa do osi podłużnej kości (ryc. 3A). Zastosowanie pierwszego kołka mocującego określi ustawienie stabilizatora, dlatego rotacja kości musi zostać zachowana do momentu włożenia pierwszego kołka (rysunek 3B). Po umieszczeniu pierwszego kołka ostrożnie użyj kleszczyków, aby przytrzymać płytkę stabilizatora, która działa jak prowadnica wiertła.
  2. Włóż wiertło do drugiego otworu – jest to otwór najbardziej dystalny w stosunku do planowanej szczeliny osteotomii (ryc. 3C). Przed wierceniem sprawdź, czy drugi otwór ma taką samą orientację jak pierwszy otwór; Upewnij się również, że po zakończeniu wiercenia obie kory są penetrowane.
  3. Włóż kwadratowy klucz nasadowy 0,70 mm do wiertarki ręcznej, a następnie włóż kołek montażowy do końcówki. Ostrożnie włóż go do płyty zewnętrznego stabilizatora, nie tracąc wyrównania pierwszego wstępnie wywierconego otworu.
  4. Gdy tylko końcówka zetknie się z kością, zacznij obracać klucz pod ciągłym obciążeniem osiowym przyłożonym do bliższego końca wiertarki ręcznej. Po około 5 pełnych obrotach upewnij się, że gwint na bliższym końcu kołka mocującego zaczepia się o korpus zewnętrznej płytki mocującej. Ten wątek blokuje system. Przestań się obracać, gdy koniec nici kostnej znajdzie się blisko górnej powierzchni kości (Rysunek 3D).
  5. Po umieszczeniu kołków po najbardziej dystalnej i proksymalnej stronie nawiercić wstępnie pozostałe dwa środkowe otwory. Kolejność implantacji dwóch środkowych szpilek nie jest ważna (ryc. 3C).
  6. Po umieszczeniu zewnętrznego stabilizatora użyj piły drucianej Gigli 0,22 mm skierowanej przez prowadnicę piły, aby wykonać wadę segmentową (Rysunek 4A). W przypadku wybrania tej drugiej metody prowadnica piły jest przycinana przed wykonaniem wady.
    1. W tym celu przełóż piłę drucianą Gigli o średnicy 0,22 mm przez 2 rowki pod kością udową (ryc. 5A), aby utworzyć 5-milimetrową wadę poprzez ruch posuwisto-zwrotny w przód iw tył (ryc. 5B) przy użyciu odpowiedniego irygacji (użyj strzykawki o pojemności 5 ml do dozowania soli fizjologicznej w momencie powstania wady). Aby uniknąć uszkodzenia tkanki miękkiej, po zakończeniu osteotomii przeciąć drut piły blisko kości z jednej strony. Zdejmij prowadnicę piły (Rysunek 4B).
  7. Po utworzeniu ubytku lub osteotomii należy zdjąć prowadnicę piły i zamknąć ranę warstwami, najpierw mięsień (ryc. 4C), a następnie skórę (ryc. 4D). Przed zamknięciem rany należy leczyć ubytek zgodnie z planem zapisanym w protokole badania. Zamknij warstwę mięśniową i powięź szeroką za pomocą szwu Ethibond vicryl 4-0, a skórę za pomocą szwu Ethicon Monocryl 3-0. Unikaj przeciągania materiału do szycia po niesterylnych powierzchniach podczas szycia ran. Uwaga: Aby uniknąć gryzienia rany, szew nie może kończyć się dystalnie do dolnego implantu. Podobnie zamiast szwu można użyć kleju do skóry.
  8. W pierwszych trzech dniach po operacji podawaj szczurowi środek przeciwbólowy co 12 godzin i antybiotyk co 24 godziny. Oczywiście, pooperacyjny schemat leków będzie się różnić w zależności od marki i marki leków stosowanych przez każdego badacza (patrz instrukcje specyfikacji leku).
  9. Należy często monitorować zwierzęta po zabiegu, aby upewnić się, że dochodzą do siebie po znieczuleniu, a dopiero potem należy je zwrócić do obiektu trzymania. Przez pierwsze kilka dni po operacji należy zapewnić indywidualne zakwaterowanie, aby upewnić się, że nie ma żadnych komplikacji.
  10. Monitoruj wodę, spożycie pokarmu i masę ciała po operacji, aby upewnić się, że zwierzę nie odczuwa bólu i stresu. Jeśli zwierzę wykazuje obniżony poziom aktywności, trudności w poruszaniu się (możliwa awaria implantu), ataksja, zaniedbana, tłusta sierść, plamy porfirynowe wokół oczu i nozdrzy, zgarbiona postawa, niewydolność oddechowa, zmniejszone spożycie pokarmu i wody itp., skonsultuj się z weterynarzem.

5. Zmiana sztywności zewnętrznego stabilizatora In vivo

  1. Jeśli protokół badania wymaga zmiany sztywności stabilizatora podczas procesu gojenia in vivo, osiąga się to poprzez wymianę elementów łączących zabezpieczonych specjalnymi blokującymi za pomocą kwadratowej skrzynki kluczy 0,5 mm dołączonej do wiertarki ręcznej. W przypadku tej procedury należy znieczulić szczura (patrz 2.3 w protokole) i podać środek przeciwbólowy (patrz 2.4 w protokole) tylko raz w czasie zabiegu (ryc. 6A).
    1. Uspokój szczura, a następnie włóż końcówkę kwadratowego klucza oczkowego 0,50 mm do blokującej przymocowanej z boku zmontowanego stabilizatora i zacznij ostrożnie obracać go w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aż kołek znajdzie się w połowie wysunięty (Rysunek 6B). Po zakończeniu tej części powtórz procedurę dla drugiego kołka, który znajduje się po tej samej stronie zewnętrznej płytki stabilizatora (Rysunek 6C).
    2. Gdy oba kołki po tej samej stronie są w połowie wysunięte, użyj kleszczyków lub zacisku, aby delikatnym ruchem usunąć element łączący po przeciwnej stronie (Rysunek 6D). Element łączący powinien łatwo odpadać, jeśli tak się nie stanie, wykonaj dodatkowe kilka obrotów na obu blokujących, aby upewnić się, że końcówka blokującej nie jest osadzona w elemencie łączącym.
    3. Po wyjęciu elementu łączącego wsuń żądany element łączący o sztywności w miejsce usuniętego (Rysunek 6E) i z przeciwnej strony za pomocą kwadratowego klucza oczkowego zacznij obracać, aż śruba blokująca znajdzie się w połowie wysunięta po przeciwnej stronie (Rysunek 6F). Powtórz tę samą procedurę dla drugiej blokującej (Rysunek 6G). Ważne: będzie to wymagało przełączenia na przeciwną stronę płyty, aby upewnić się, że obie blokujące znajdują się w połowie po stronie, po której wymieniono element łączący (Rysunek 6H,I).
    4. Po pomyślnym wykonaniu tej części należy usunąć drugi element łączący (Rysunek 6J) i zastąpić go tym samym elementem łączącym o sztywności, co ten wymieniony po przeciwnej stronie (Rysunek 6K). Po umieszczeniu drugiego elementu łączącego na swoim miejscu zacznij wkręcać blokującą, aż końcówka blokującej wyjdzie z przeciwnej strony płytki, a końcówka blokującej wyjdzie w tym samym stopniu z każdej strony (Rysunek 6L). Powtórz tę samą procedurę dla drugiej blokującej (Rysunek 6M,N). Ta procedura trwa około 15 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Specyfikacje projektowe

Stabilizacja kości udowej szczura za pomocą systemu stabilizacji zewnętrznej umożliwia wykonanie osteotomii o wielkości od 0,5 do 5 mm. System stabilizacji zewnętrznej to blokowany stabilizator zewnętrzny wykonany z polieteroeteroketonu (PEEK – [korpus główny]) oraz stopu tytanu, aluminium i niobu (TAN – [piny mocujące]), który charakteryzuje się prostą, powtarzalną i regulowaną konstrukcją i jest dostępny w czterech różnych stopniach sztywności: 10, 40, 70 i 100% (gdzie 1...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszymi etapami zabiegu chirurgicznego w celu stworzenia dużego ubytku kostnego są: 1) wybór odpowiedniej masy ciała szczura do wielkości zewnętrznego stabilizatora; 2) utrzymanie sterylnego środowiska podczas zabiegu; oraz 3) zgodnie z protokołem zabiegu chirurgicznego.

Głównym celem tego badania było zaprojektowanie, wyprodukowanie i scharakteryzowanie nowego, zewnętrznego stabilizatora o zmiennej sztywności dla modelu dużej wady kości udowej szczura oraz wykorzystanie tego stabiliza...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autor Romano Matthys jest pracownikiem firmy RISystem AG Davos w Szwajcarii, która produkuje implanty, instrumenty i materiały eksploatacyjne używane w tym artykule. Autorka Vaida Glatt nie ma konkurencyjnych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez fundację AO (S-08-42G) i RISystem AG.

Chcielibyśmy bardzo serdecznie podziękować zespołowi Stephana Zeitera z AO Research Institute w Davos, Szwajcaria za tak uprzejme umożliwienie nam korzystania z ich sal operacyjnych do filmowania tego zabiegu chirurgicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
RatExFix simple 100%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.120
RatExFix simple 70%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.123
RatExFix simple 40%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.121
RatExFix simple 10%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.122
RatExFix Element połączeniowy 100%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.130
RatExFix Element przyłączeniowy 70%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.131
RatExFix Element przyłączeniowy 40%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.132
RatExFix Element przyłączeniowy 10%RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.612.133
RatExFix KorpusgłównyRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.611.101
Śruba blokująca RatExFixRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.412.110
RatExFix Kołek montażowy 0,85 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.412.100
RatExFix Prowadnica piły 100% 5 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.312.100
Akumulator Pen 6V+RISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.390.211
Wiertarka ręcznaRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.390.130
Wiertło 0,79 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.593.203
Piła linowa zębata 0,22 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.590.100
Klucz płasko-oczkowy kwadratowy 0,70 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.590.112
Pudełko kwadratowe klucz 0,50 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.590.111
Końcówka centrująca 1,00 mmRISystem AG Davos, SzwajcariaRIS.592.205
Rękojeść ostrza skalpelado nauki precyzyjnej
Ostrze skalpela (rozmiar 15)Kleszcze do tkanek Fisher Scientific
Narzędzia
precyzyjnej NożyczkiNarzędzia
RetraktorNarzędzia
Uchwyt igłyNarzędzia
wysokiej jakości Winda Henahan Narzędzia
Zakrzywione kleszcze preparacyjne i ligaturowe w kształcie litery S Narzędzia2
Kleszcze opatrunkoweNarzędzia2
Sterylna serweta z okienkiemFisher Scientificdo operacji
Sterylna gazaFisher Scientificdo chirurgii
Strzykawka 5 ml Fisher Naukowy  do irygacji
wady igły 24-27G Fisher Naukowy  do irygacji wady
1 cc Strzykawki insulinowe Fisher Scientificdo wstrzykiwań leków
sterylna sól fizjologiczna Fisher Scientificdo irygacji ubytków kostnych
sterylne rękawiceFisher Scientificdo wykonywania operacji
chlorohezadynyFisher Scientificroztwór dezynfekujący do miejsca operowanego
Szew Vicryl 4-0 z SH-1Fisher Scientificdo szycia mięśni 
Szew Ethibond 3-0 Fisher Scientificdo zszywania skóry
IzofluorSigma-Aldrichdo znieczulenia
BuprenorfinaSigma-Aldrichanalgezja w trakcie i po zabiegu
CefazolinSigma-Aldrichw trakcie i po zabiegu 
Szczury Sprague-Dawley lub dowolny inny szczepCharles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA, USA) 
Narzędzia do naukido nauk ścisłychdo nauk ścisłychdo naukido nauki Fine Science Fine Science antybiotyk

Bibliografia

  1. Einhorn, T. A., Lane, J. M., Burstein, A. H., Kopman, C. R., Vigorita, V. J. The healing of segmental bone defects induced by demineralized bone matrix. A radiographic and biomechanical study. J Bone Joint Surg Am. 66, 274-279 (1984).
  2. Feighan, J. E., Davy, D., Prewett, A. B., Stevenson, S. Induction of bone by a demineralized bone matrix gel: a study in a rat femoral defect model. J Orthop Res. 13, 881-891 (1995).
  3. Hunt, T. R., Schwappach, J. R., Anderson, H. C. Healing of a segmental defect in the rat femur with use of an extract from a cultured human osteosarcoma cell-line (Saos-2). A preliminary report. J Bone Joint Surg Am. 78, 41-48 (1996).
  4. Jazrawi, L. M., et al. Bone and cartilage formation in an experimental model of distraction osteogenesis. J Orthop Trauma. 12, 111-116 (1998).
  5. Probst, A., Jansen, H., Ladas, A., Spiegel, H. U. Callus formation and fixation rigidity: a fracture model in rats. J Orthop Res. 17, 256-260 (1999).
  6. Richards, M., Huibregtse, B. A., Caplan, A. I., Goulet, J. A., Goldstein, S. A. Marrow-derived progenitor cell injections enhance new bone formation during distraction. J Orthop Res. 17, 900-908 (1999).
  7. Aro, H. T., Chao, E. Y. Bone-healing patterns affected by loading, fracture fragment stability, fracture type, and fracture site compression. Clin Orthop Relat Res. , 8-17 (1993).
  8. Augat, P., et al. Shear movement at the fracture site delays healing in a diaphyseal fracture model. J Orthop Res. 21, 1011-1017 (2003).
  9. Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16, 475-481 (1998).
  10. Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing. J Orthop Res. 15, 577-584 (1997).
  11. Claes, L., Eckert-Hubner, K., Augat, P. The fracture gap size influences the local vascularization and tissue differentiation in callus healing. Langenbecks Arch Surg. 388, 316-322 (2003).
  12. Duda, G. N., et al. Interfragmentary motion in tibial osteotomies stabilized with ring fixators. Clin Orthop Relat Res. , 163-172 (2002).
  13. Goodship, A. E., Watkins, P. E., Rigby, H. S., Kenwright, J. The role of fixator frame stiffness in the control of fracture healing. An experimental study. J Biomech. 26, 1027-1035 (1993).
  14. Williams, E. A., Rand, J. A., An, K. N., Chao, E. Y., Kelly, P. J. The early healing of tibial osteotomies stabilized by one-plane or two-plane external fixation. J Bone Joint Surg Am. 69, 355-365 (1987).
  15. Wu, J. J., Shyr, H. S., Chao, E. Y., Kelly, P. J. Comparison of osteotomy healing under external fixation devices with different stiffness characteristics. J Bone Joint Surg Am. 66, 1258-1264 (1984).
  16. Harrison, L. J., Cunningham, J. L., Stromberg, L., Goodship, A. E. Controlled induction of a pseudarthrosis: a study using a rodent model. J Orthop Trauma. 17, 11-21 (2003).
  17. Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation. Biomed Tech (Berl). 52, 383-390 (2007).
  18. Mark, H., Bergholm, J., Nilsson, A., Rydevik, B., Stromberg, L. An external fixation method and device to study fracture healing in rats. Acta Orthop Scand. 74, 476-482 (2003).
  19. Mark, H., Nilsson, A., Nannmark, U., Rydevik, B. Effects of fracture fixation stability on ossification in healing fractures. Clin Orthop Relat. Res. , 245-250 (2004).
  20. Mark, H., Rydevik, B. Torsional stiffness in healing fractures: influence of ossification: an experimental study in rats. Acta Orthop. 76, 428-433 (2005).
  21. McCann, R. M., et al. Effect of osteoporosis on bone mineral density and fracture repair in a rat femoral fracture model. J Orthop Res. 26, 384-393 (2008).
  22. Betz, O. B., et al. Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects. J Bone Joint Surg Am. 88, 355-365 (2006).
  23. Cullinane, D. M., et al. Induction of a neoarthrosis by precisely controlled motion in an experimental mid-femoral defect. J Orthop Res. 20, 579-586 (2002).
  24. Dickson, G. R., Geddis, C., Fazzalari, N., Marsh, D., Parkinson, I. Microcomputed tomography imaging in a rat model of delayed union/non-union fracture. J Orthop Res. 26, 729-736 (2008).
  25. Jager, M., Sager, M., Lensing-Hohn, S., Krauspe, R. The critical size bony defect in a small animal for bone healing studies (II): implant evolution and surgical technique on a rat's femur. Biomed Tech (Berl). 50, 137-142 (2005).
  26. Betz, V. M., et al. Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose. Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).
  27. Glatt, V., et al. Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model. J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).
  28. Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model. J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).
  29. Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws. Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).
  30. Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur. Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).
  31. Glatt, V., et al. Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2. J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Regulacja sztywno ciosteotomia segmentowaregeneracja ko ciobrazowanie in vivoanaliza mikro CTocena histologicznatesty biomechaniczne
Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.