Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe

12.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/51559

⸱

6 kwietnia 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Neuroscience Center, University of Helsinki

W tym artykule

Podsumowanie

Ostra uraz mózgu to poważny uraz, który do tej pory nie doczekał się odpowiedniego leczenia. Mikroskopia wielofotonowa pozwala na badanie podłużne procesu rozwoju ostrego urazu mózgu i sondowanie strategii terapeutycznych u gryzoni. W protokole przedstawiono dwa modele ostrego urazu mózgu badane za pomocą dwufotonowego obrazowania mózgu in vivo.

Streszczenie

Chociaż ostry uraz mózgu często wynika z uszkodzenia głowy w różnych wypadkach i dotyka znaczną część populacji, nie ma jeszcze skutecznego leczenia. Ograniczenia współcześnie stosowanych modeli zwierzęcych utrudniają zrozumienie mechanizmu patologii. Mikroskopia wielofotonowa umożliwia badanie komórek i tkanek w nienaruszonych mózgach zwierząt podłużnie w warunkach fizjologicznych i patologicznych. W tym artykule opisano dwa modele ostrego uszkodzenia mózgu badane za pomocą dwufotonowego obrazowania zachowania komórek mózgowych w warunkach pourazowych. Wybrany obszar mózgu jest uszkadzany ostrą igłą w celu wytworzenia urazu o kontrolowanej szerokości i głębokości w miąższu mózgu. Nasza metoda polega na stereotaktycznym nakłuciu za pomocą igły strzykawki, które można połączyć z jednoczesnym zastosowaniem leku. Proponujemy, aby metoda ta mogła być wykorzystana jako zaawansowane narzędzie do badania komórkowych mechanizmów patofizjologicznych konsekwencji ostrego urazu w mózgu ssaków in vivo. W tym filmie łączymy ostre uszkodzenie mózgu z dwoma preparatami: oknem czaszkowym i ścieńczeniem czaszki. Omówiono również zalety i ograniczenia obu preparatów do wielosesyjnego obrazowania regeneracji mózgu po urazie.

Wprowadzenie

Ostre uszkodzenie mózgu jest poważnym problemem zdrowia publicznego, z dużą częstością występowania urazów w wypadkach samochodowych, upadkach lub napaściach, oraz wysokim rozpowszechnieniem późniejszej przewlekłej niepełnosprawności. Podejścia terapeutyczne do leczenia urazów mózgu pozostają całkowicie objawowe, ograniczając w ten sposób skuteczność opieki przedszpitalnej, chirurgicznej i intensywnej terapii. To sprawia, że społeczne i ekonomiczne skutki uszkodzenia mózgu są szczególnie poważne. Z różnych powodów większość badań klinicznych nie wykazała poprawy w zakresie powrotu do zdrowia po urazie mózgu przy użyciu nowatorskich podejść terapeutycznych.

Modele zwierzęce są kluczowe dla rozwoju nowych strategii terapeutycznych w kierunku etapu, w którym skuteczność leku może być przewidziana u pacjentów z urazami mózgu. Obecnie istnieje kilka dobrze ugruntowanych zwierzęcych modeli urazów głowy, w tym kontrolowane uderzenie korowe1, płynne uszkodzenie udarowe2, dynamiczna deformacja kory mózgowej3, spadek ciężaru ciała4 i uraz fotograficzny5. Do zbadania pewnych morfologicznych, molekularnych i behawioralnych aspektów patologii związanej z urazami głowy wykorzystano szereg modeli eksperymentalnych. Jednak żaden pojedynczy model zwierzęcy nie jest w pełni skuteczny w walidacji nowych strategii terapeutycznych. Opracowanie wiarygodnych, powtarzalnych i kontrolowanych modeli zwierzęcych uszkodzeń mózgu jest niezbędne do oceny złożonych procesów patologicznych.

Nowatorskie połączenie najnowszych technologii obrazowania mikroskopowego i genetycznie kodowanych fluorescencyjnych reporterów oferuje bezprecedensową możliwość zbadania wszystkich faz uszkodzenia mózgu, które obejmują uraz pierwotny, rozprzestrzenianie się pierwotnego urazu, wtórny uraz i regenerację. W szczególności mikroskopia dwufotonowa in vivo jest unikalną nieliniową technologią optyczną, która umożliwia wizualizację w czasie rzeczywistym struktur komórkowych, a nawet subkomórkowych w głębokich warstwach korowych mózgu gryzoni. Kilka typów komórek i organelli może być obrazowanych jednocześnie, łącząc różne markery fluorescencyjne. Za pomocą tego potężnego narzędzia możemy wizualizować dynamiczne zmiany morfologiczne i funkcjonalne w żywym mózgu w warunkach pourazowych. Zalety mikroskopii dwufotonowej in vivo w badaniu uszkodzeń mózgu zostały niedawno zademonstrowane przez Kirova i współpracowników6. Korzystając z łagodnego modelu ogniskowego stłuczenia kory mózgowej, autorzy ci wykazali, że ostre uszkodzenie dendrytyczne w korze okołokontuzjowej jest bramkowane przez spadek lokalnego przepływu krwi. Co więcej, wykazali, że metabolicznie upośledzona kora wokół miejsca stłuczenia jest dodatkowo uszkadzana przez rozprzestrzeniającą się depolaryzację. To wtórne uszkodzenie wpływa na obwody synaptyczne, co sprawia, że konsekwencje urazowego uszkodzenia mózgu są bardziej poważne.

Tutaj proponujemy metodę stereotaktycznego nakłuwania za pomocą igły strzykawki, która może być połączona z jednoczesnym miejscowym stosowaniem leków, jako zaawansowany model miejscowego uszkodzenia mózgu i jako narzędzie do badania patofizjologicznych konsekwencji ostrego urazu w mózgu ssaków in vivo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie przedstawione tutaj procedury zostały wykonane zgodnie z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami (Fińska ustawa o doświadczeniach na zwierzętach 62/2006). Licencja na zwierzę (ESAVI/2857/04.10.03/2012) została uzyskana od władz lokalnych (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Dorosłe myszy w wieku 1-3 miesięcy, o wadze 24-38 g, trzymano w indywidualnych klatkach w certyfikowanym obiekcie dla zwierząt Uniwersytetu i zaopatrywano w pokarm i wodę ad libitum.

1. Obrazowanie uszkodzeń mózgu przez okno czaszkowe

  1. Znieczulanie zwierząt i przygotowanie pola operacyjnego
    1. Znieczulenie myszy przez wstrzyknięcie otrzewnowe mieszaniny ketaminy (Ketalar, 80 mg/kg) i ksylazyny (Rompun, 10 mg/kg) rozpuszczonej w soli fizjologicznej z wysterylizowanym przez filtr bufor fosforanowy (PBS), pH 7,4. Regularnie sprawdzaj odruchy myszy (sonda szczypania ogona i palców), aby zweryfikować głębokość znieczulenia. W razie potrzeby należy zwiększyć dawkę, aby utrzymać prawidłowe znieczulenie, ale uniknąć przedawkowania.
    2. Utrzymuj zwierzę w temperaturze 37,0 °C za pomocą poduszki grzewczej podczas operacji chirurgicznej, sesji obrazowania i pierwszej godziny po wyzdrowieniu ze znieczulenia.
    3. Aby chronić oczy myszy przed wysuszeniem, nałóż lubrykant do oczu.
    4. Deksametazon (Rapidexon vet, 2 mg/kg) należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym w celu zmniejszenia stanu zapalnego i obrzęku mózgu.
    5. Lek przeciwbólowy (na przykład Ketoprophen należy podawać dootrzewnowo) do 30 minut przed lub bezpośrednio po zabiegu. Jeśli zwierzę wykazuje jakiekolwiek objawy bólowe, takie jak niechęć do poruszania się, jedzenia lub picia, utrata masy ciała, ślinotok, piloerekcja lub nieprawidłowe dźwięki oddechowe po operacji, powtórz wstrzyknięcie leku przeciwbólowego.
    6. Ogol głowę myszy za pomocą maszynki do golenia (patrz Materiały i sprzęt). Unikaj uszkadzania wąsów.
    7. Potraktuj skórę na głowie myszy 70% roztworem etanolu, aby oczyścić ogolony obszar.
    8. Za pomocą nożyczek chirurgicznych (patrz Materiały i sprzęt) oraz kleszczy (patrz Materiały i sprzęt) przeciąć skórę od środkowej linii między uszami do czoła.
    9. Delikatnie zeskrob tkankę łączną przyczepioną do czaszki ostrzem mikrochirurgicznym.
    10. Przesuń krawędzie skóry na boki i lekko wciągnij nauszniki w otwory słuchowe czaszki w celu ustabilizowania głowy i skóry.
    11. Oczyść czaszkę sterylnym PBS i potraktuj miejsce operacji na głowie myszy 0,5% diglukonianem chlorheksydyny, a następnie osusz powierzchnię czaszki za pomocą kombinacji sterylnych wacików bawełnianych i sprężonego powietrza.
  2. Zadawanie urazu kłutego
    1. Umieść instrument stereotaktyczny dla małych zwierząt z uchwytem na zwierzę (patrz Materiały i wyposażenie).
    2. Dostosuj położenie mikroskopu dwuokularowego obok instrumentu stereotaktycznego, aby ustawić ostrość na powierzchni czaszki zwierzęcia.
    3. Za pomocą mikroskopu dwuokularowego zlokalizuj punkt bregma na czaszce.
    4. Zidentyfikuj obszar zainteresowania za pomocą współrzędnych stereotaktycznych.
      UWAGA: Unikaj tych obszarów zainteresowania, które znajdują się bezpośrednio nad powierzchownymi naczyniami korowymi. Ich zniszczenie może silnie wpłynąć na postęp traumy.
    5. Umieść igłę 30 G nad wybranym obszarem i zaznacz miejsce docelowe, drapiąc powierzchnię czaszki.
    6. Przewiercić czaszkę z zachowaniem wszelkich możliwych środków ostrożności, aby uniknąć niepotrzebnego poszerzenia dotkniętego obszaru kości. Użyj szybkoobrotowej wiertarki chirurgicznej (patrz Materiały i sprzęt) pod mikroskopem. Przerwij wiercenie, jeśli w wierconym obszarze pojawi się ciecz.
    7. Dotknij igłą dna wywierconej studni.
    8. Zanurz igłę gładko w mózgu (szybkość wprowadzania 5-10 mm/min), na głębokość 0,5-2,0 mm zgodnie ze współrzędnymi miejsca nakłucia.
    9. Wyjąć igłę natychmiast po osiągnięciu pożądanej głębokości (szybkość cofania 5-10 mm/min) i przetrzeć krew powstałą po ukłuciu małym tamponem (patrz Materiały i sprzęt).
    10. Wykonać mikroiniekcję 100 μM sulforodaminy 101 lub innego związku będącego przedmiotem zainteresowania w miejsce zmiany za pomocą pompy mikrostrzykawkowej (WPI) i 10 μl strzykawki Hamiltona ze szklaną pipetą.
      UWAGA: Podczas przygotowywania szklanej pipety z kapilary ze szkła borokrzemianowego należy naostrzyć końcówkę do średnicy 10-20 μm.
    11. Wlać w infuzji 250-1 500 nl roztworu do wstrzykiwań z szybkością 2-5 nl/sek.
      UWAGA: Pozostaw pipetę po zakończeniu infuzji na co najmniej 5 minut w miąższu mózgu, a następnie wyjmij ją powoli i delikatnie, aby zapobiec wyciekowi roztworu.
  3. Kraniotomia z powodu przewlekłego okna czaszkowego
    1. Delikatnie i ostrożnie nawiercić czaszkę, aby zrobić okrągłe okienko wokół miejsca urazu. Użyj średnicy okienka 3-3,5 mm.
    2. Nałóż kroplę buforu kory mózgowej (125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM glukozy, 10 mM HEPES, 2 mM CaCl2 i 2 mMMgSO4 w destylowanymH2O), aby zakryć okno.
    3. Umieść okrągłe szklane szkiełko nakrywkowe (grubość #1.5) na oknie czaszki.
    4. Usunąć nadmiar buforu kory wokół szkiełka nakrywkowego.
    5. Uszczelnić krawędzie szkiełka nakrywkowego klejem poliakrylowym (patrz Materiały i wyposażenie).
      UWAGA: Upewnij się, że klej nie jest nałożony na górną powierzchnię szkiełka nakrywkowego. Jeśli szkło nakrywkowe jest zanieczyszczone klejem, poczekaj, aż szkło zostanie stabilnie przyklejone do czaszki, a klej na powierzchni szkła wyschnie, a następnie ostrożnie usuń zanieczyszczający klej za pomocą mikroostrza.
    6. Odczekaj 5 minut, aby klej wysechł.
    7. Za pomocą wysokości belki dousznej wyreguluj pozycję głowicy tak, aby można było umieścić metalowy uchwyt.
    8. Nałóż niewielką ilość kleju poliakrylowego na pierścień stalowego uchwytu (patrz Materiały i wyposażenie).
    9. Przyklej pierścień stalowego uchwytu do szklanego szkiełka nakrywkowego z metalowym uchwytem uchwytu skierowanym do tyłu.
    10. Odczekaj 5 minut, aby klej wysechł.
    11. Wymieszaj cement dentystyczny (patrz Materiały i sprzęt) z klejem poliakrylowym na 3,5 cm szalce Petriego (lub analogu), aby uzyskać lepkie warunki.
    12. Uszczelnij granice okna czaszki mieszanką cementu + kleju i przykryj odsłoniętą powierzchnię czaszki tą samą mieszaniną aż do granicy skóry.
    13. Odczekaj 15 minut, aby mieszanina cementu i kleju wyschła, a następnie usuń nauszniki.
    14. Wykonać obrazowanie mikroskopowe wzbudzenia dwufotonowego (TPEM) dla obszaru zainteresowania i obszaru kontrolnego, jak opisano w Protokole 3.
    15. Po wykonaniu zdjęć pozwól zwierzęciu dojść do siebie po znieczuleniu na poduszce grzewczej i trzymaj je w indywidualnej klatce pod obserwacją aż do pełnego wyzdrowienia. Można podawać mokrą karmę, aby ułatwić żucie i nawodnienie.

2. Obrazowanie uszkodzeń mózgu przez przerzedzoną czaszkę

  1. Znieczulanie zwierząt i przygotowanie pola operacyjnego
    1. Znieczulij mysz i przygotuj ją do indukcji urazu zgodnie z opisem w kroku 1.1.
  2. Przerzedzenie czaszki i zadawanie ukłucia
    1. Umieść przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt z uchwytem na zwierzę (patrz Materiały i wyposażenie).
    2. Dostosuj położenie mikroskopu dwuokularowego obok instrumentu stereotaktycznego, aby ustawić ostrość na powierzchni czaszki zwierzęcia.
    3. Zlokalizuj punkt bregma na czaszce za pomocą mikroskopu dwuokularowego, zidentyfikuj obszar mózgu do zobrazowania na podstawie współrzędnych stereotaktycznych i zaznacz go przez drapanie.
      UWAGA: Pozycja ścieńczenia czaszki nie powinna znajdować się nad szwami czaszkowymi ani w ich pobliżu, ponieważ stabilność czaszki w tych obszarach jest zagrożona. Ponadto duże naczynia korowe lub oponowe oraz opony mózgowe znajdujące się poniżej szwów czaszki mogą powodować artefakty obrazowania.
    4. Umieść metalowy uchwyt pokryty klejem na obszarze zainteresowania na czaszce zwierzęcia, lekko dociśnij i odczekaj 5 minut, aż metalowy uchwyt zostanie mocno przyklejony do czaszki.
    5. Wymieszaj cement dentystyczny (patrz Materiały i sprzęt) z klejem poliakrylowym na 3,5 cm szalce Petriego (lub analogu), aby uzyskać lepkie warunki.
    6. Uszczelnij krawędzie metalowego uchwytu mieszanką cementu + kleju i przykryj odsłoniętą powierzchnię czaszki tą samą mieszanką aż do granicy skóry.
    7. Odczekaj 15 minut, aby mieszanina cementu i kleju wyschła.
    8. Przepłukać kilkakrotnie rozrzedzony obszar czaszki i otaczające go części metalowego uchwytu PBS, aby resztki niespolimeryzowanego kleju zostały zmyte.
      UWAGA: Bardzo ważne jest zapewnienie stabilnego mocowania czaszki do uchwytu. Umożliwia to stabilność preparatu podczas obrazowania.
    9. Korzystając z trybu dużego powiększenia mikroskopu dwuokularowego, usuń górne warstwy kości czaszki za pomocą szybkoobrotowego mikrowiertła, aby uzyskać cieńszy obszar czaszki o średnicy ~0,5–1,5 mm. Podczas wiercenia użyj sprężonego powietrza, aby usunąć resztki kości. Podczas procedury przerzedzania należy wiercić z przerwami, aby uniknąć przegrzania spowodowanego tarciem. Schłodzić wiertło roztworem o temperaturze pokojowej i okresowo nakładać bufor na rozcieńczony obszar, aby pochłonąć ciepło.
      UWAGA: Aby uniknąć uszkodzenia kory mózgowej, nie należy wiercić w dużych obszarach (>1,5 mm) aż do cienkiej warstwy (<50 μm).
      UWAGA: Struktura kości czaszki gryzonia składa się z dwóch cienkich warstw zwartej kości oddzielonych grubą warstwą gąbczastej kości. Drobne ubytki kości gąbczastej tworzą koncentryczne kręgi i kanaliki, w których znajdują się naczynia krwionośne. Użyj mikrowiertła, aby usunąć zarówno zewnętrzną, zwartą warstwę kości, jak i większość warstwy gąbczastej. Przerwanie naczyń krwionośnych w kości gąbczastej może spowodować krwawienie. Użyj gąbki kolagenowej do hemostazy, aby zatrzymać to krwawienie.
    10. Użyj obrazowania generacji drugiej harmonicznej (SHG), aby sprawdzić, czy większość kości gąbczastej została usunięta. Należy uważać, aby nie dopuścić do nadmiernego rozrzedzenia, należy upewnić się, że pozostała kość jest grubsza niż 50 μm na tym etapie przygotowania.
    11. Umieść kroplę ciepłego buforu (35-37 °C) na wierzchu rozcieńczonego obszaru. Użyj ostrza mikrochirurgicznego lub wiertła do mikrowykańczania, aby dodatkowo usunąć warstwy kości i uformować gładki obszar o średnicy ~700 μm i grubości kości ~20 μm. Na tym etapie pomocne jest wykonywanie powtarzających się obrazowań SHG i regularne mierzenie grubości kości.
    12. Wykonaj obrazowanie TPEM dla obszaru zainteresowania i obszaru kontrolnego.
    13. Wyreguluj pozycję głowy za pomocą wysokości nausznika w taki sposób, aby przerzedzony obszar był ustawiony ściśle poziomo. Umieść igłę nad przerzedzonym obszarem i upewnij się, że pod docelowym miejscem nie ma dużych naczyń.
    14. Zmianę należy wykonać, zanurzając igłę w mózgu, na głębokość 0,5-2,0 mm od rozrzedzonej powierzchni czaszki i zgodnie ze współrzędnymi miejsca nakłucia.
    15. Usunąć igłę i zatamować krwotok powstały po ostrym uszkodzeniu mózgu za pomocą tamponu hemostatycznego (patrz Materiały i sprzęt). Poczekaj, aż utworzą się skrzepy krwi i ustanie pulsacja naczyń w miejscu urazu.
    16. Wykonać mikroiniekcję 100 μM sulforodaminy 101 lub innego związku będącego przedmiotem zainteresowania w miejsce zmiany chorobowej, jak opisano powyżej w sekcji 1.2.10.
    17. Wykonaj obrazowanie TPEM, aby monitorować postęp urazu i powrót do zdrowia, jak opisano w Protokole 3.
    18. Po wykonaniu zdjęć pozwól zwierzęciu odzyskać przytomność po znieczuleniu na poduszce grzewczej. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki i odłóż je do klatki domowej dopiero po pełnym powrocie do zdrowia fizycznego.

3. Obrazowanie

  1. Umieść zwierzę pod mikroskopem, mocując metalowy uchwyt do specjalnie zbudowanej ramy.
  2. Do obrazowania należy użyć np. mikroskopu dwufotonowego FV1000MPE wyposażonego w laser Mai Tai DeepSee i obiektyw zanurzeniowy XLPLN 25X 1,05 NA zoptymalizowany do obrazowania dwufotonowego in vivo.
  3. Zidentyfikuj miejsce zmiany pod mikroskopem w trybie fluorescencji szerokokątnej. Użyj filtrów długoprzepustowych, aby zobrazować unaczynienie mózgu i wybrać obszar kontrolny zgodnie z obserwowanym wzorcem naczyń krwionośnych.
  4. Aby zobrazować sygnał drugiej generacji harmonicznej (SHG), należy dostroić laser femtosekundowy do długości fali 800 nm i zebrać emitowane światło za pomocą filtra obejściowego 380-410 nm. Do obrazowania fluorescencyjnego należy użyć filtra pasmowoprzepustowego (515-560 nm) do zbierania emitowanego światła, a do wzbudzenia fluorescencji stosuje się następujące długości fal: GFP-860 nm, YFP-950 nm.
  5. Użyj oprogramowania Fluoview do akwizycji obrazu.
  6. Przechowuj współrzędne każdego zwrotu z inwestycji dla późniejszego, powtarzalnego obrazowania. Uzyskuj te same zwroty z inwestycji w czasie i za każdym razem dostosowuj współrzędne, aby zmaksymalizować nakładanie się obrazu.
  7. Analizuj obrazy za pomocą odpowiedniego oprogramowania (np. ImageJ). Prezentowane tu rekonstrukcje zostały wykonane przy użyciu oprogramowania Imaris.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zoptymalizowaliśmy dwie procedury operacyjne: 1) chroniczne okno czaszkowe oraz 2) ścieńczanie czaszki, przeznaczone do obrazowania postraumatycznego mózgu u myszy transgenicznych. Schematyczny widok przygotowań eksperymentalnych przedstawiono na Rysunku 1. Traumatyczne nakłucie stalową igłą o średnicy zewnętrznej 0,3 mm (30 G) wykonuje się w wywierconym otworze (Rysunek 1A). Prawidłowe przygotowanie okna czaszkowego umożliwia obrazowanie na głębokościach do 650 μm poniżej powierzchni pi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Uraz mózgu jest nagłym, nieprzewidywalnym zdarzeniem. W tym miejscu opisujemy model zwierzęcy, który odtwarza spektrum zmian patologicznych obserwowanych u ludzi po urazie mózgu, takich jak neurodegeneracja, eliminacja dendrytów, obrzęk mózgu, blizna glejowa, krwotoki w korze mózgowej w połączeniu z ogniskowym krwotokiem podpajęczynówkowym i zwiększoną przepuszczalnością bariery krew-mózg. Aby zbadać patogenezę pierwotną i wtórną, a także powrót do zdrowia po urazie, ten model urazu połączono z podłużną wizualizacją ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Jesteśmy głęboko wdzięczni Dr. Frankowi Kirchhoffowi za dostarczenie szczepów myszy GFAP-EGFP i CX3CR1-EGFP. Prace były wspierane przez granty z Centrum Mobilności Międzynarodowej Finlandii, Tekes, Fińskiej Wyższej Szkoły Neuronauki (FGSN) oraz Akademii Fińskiej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pęseta 2A-sa, 115 mmXYtronicXY-2A-SA
30 G & frac12; w igleBDREF 304000
Trymer do zwierząt, maszynka do goleniaAesculapIsis GT420
Mikroskop lornetkowyZeissStemi 2000
Biologiczny regulator temperatury z poduszką grzewczą ze stali nierdzewnejSupertechTMP-5b
ostrze mikrochirurgiczneBDREF 374769
Rurka borokrzemianowa z żarnikiemSutter InstrumentsBF120-69-10Do produkcji pipet szklanych
KarprofenPfizerRimadyl vet
Diglukonian chlorheksydynySigmaC9394
Cement dentystycznyDrguDent, DentsplyREF 640 200 271
DeksametazonFaunaPharmaRapidexon weterynarz
Wiertła jednorazoweMeisingerHP 310 104 001 001 008
Dulbeco' s PBS 10xSigmaD1408
Dumont #5 kleszcze, 110 mmFST91150-20
Ściągacz mikroelektrodEaling Ealing50-2013Ściągacz pionowy do produkcji pipet szklanych
Maść do oczuNovartisViscotears
Sterowanie wiertarką ForedomFM3545
Rękojeśćmikrosilnika ForedomForedomMH-145
Platforma do znieczulenia gazowego dla myszyStoelting50264Zmontowana na instrumencie stereotaktycznym
Gąbka kolagenowa HemostazaAvitene, Ultrafoam BARDRef 1050050
ImarisBitplane
KetamineIntervetKetaminol vet
Mai Tai DeepSee laserSpectra-Physics
Metalowy uchwytKleszczyki
, 105 mmAesculapBD302R
MicrofilWPIMF34G-5Mikrostrzykawka do napełniania kapilar
Olej mineralnySigmaM8410
Wielofotonowy laserowy mikroskop skaningowyOlympusFV1000MPE
NanoFil Strzykawka 10 μ lWPINANOFILStrzykawka Hamilton
Waciki włókninowe 5 x 5Molnlycke Health CareMesoftTampony chirurgiczne
Klej poliakrylowyHenkelLoctite 401
Szkiełko nakrywkowe okrągłe Mikroskopia elektronowa
o grubości 1,5 grubości 
Instrument stereotaktyczny dla małych zwierzątDavid Kopf Instruments900
Adapter dla myszy i noworodkówStoelting51625Zmontowany na instrumencie stereotaktycznym.
Nożyczki studenckie do irysów, proste 11,5 cmFST91460-11
Sondy molekularneSulforodamine 101S-359
UMP3 i sterownik pompy mikrostrzykawkowej Micro 4WPIUMP3-1Mikrowtryskiwacz i kontroler
XylazineBayer Health CareRompun weterynarz
do mikroopatrunków NeurotarNauki Pompa mikrostrzykawkowa

Bibliografia

  1. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: A new experimental brain injury model. J. Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
  2. Lindgren, S., Rinder, L. Experimental studies in head injury. Biophysik. 2 (5), 320-329 (1965).
  3. Shreiber, D. I., et al. Experimental investigation of cerebral contusion: histopathological and immunohistochemical evaluation of dynamic cortical deformation. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58 (2), 153-164 (1999).
  4. Feeney, D. M., Boyeson, M. G., Linn, R. T., Murray, H. M., Dail, W. G. Responses to cortical injury: I. Methodology and local effects of contusions in the rat. Brain Res. 211 (1), 67-77 (1981).
  5. Bardehle, S., et al. Live imaging of astrocyte responses to acute injury reveals selective juxtavascular proliferation. Nat. Neurosci. 16 (5), 580-586 (2013).
  6. Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging. Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).
  7. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28, 41-51 (2000).
  8. Nolte, C., et al. GFAP promoter-controlled EGFP-expressing transgenic mice: a tool to visualize astrocytes and astrogliosis in living brain tissue. Glia. 33 (1), 72-86 (2001).
  9. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  10. Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Kerr, J. N. D., Helmchen, F. Sulforhodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo. Nat. Methods. 1 (1), 31-37 (2004).
  11. Carré, E., et al. Technical aspects of an impact acceleration traumatic brain injury rat model with potential suitability for both microdialysis and PtiO2 monitoring. J. Neurosci. Methods. 140, 23-28 (2004).
  12. Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  13. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).
  14. Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage. PloS one. 8 (5), (2013).
  15. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J. Vis. Exp. 61, (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Nakłuwanie stereotaktyczneokno czaszkoweścieńczanie czaszkimikroskopia wielofotonowagenerowanie drugiej harmonicznejaktywacja astrocytówobrazowanie mikroglejumiąższ mózgu
Ostry uraz mózgu u myszy, po którym następuje podłużne obrazowanie dwufotonowe
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.